Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

הזרקת דם ישירה כפולה לתוך מגנה צ'יסטרנה כודל של דימום Subarachnoid

Published: August 30, 2020 doi: 10.3791/61322
Automatic Translation
1, 1, 1,2, 1,2, 1
1University of Rouen Normandy, INSERM U1239, DC2N, Institute for Research and Innovation in Biomedicine (IRIB), Rouen, France, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Rouen University Hospital, Rouen, France

Summary

תיארנו בפרוטוקול זה מודל עכבר מתוקננת של דימום תת-עכבישי (SAH) על ידי הזרקה כפולה של דם מלא אוטולוגי לתוך הבור מגנה. רמת הסטנדרטיזציה הגבוהה של הליך ההזרקה הכפולה מייצגת מודל בינוני עד אקוטי של SAH עם בטיחות יחסית לגבי תמותה.

Abstract

בין שבץ, דימום subarachnoid (SAH) ברצף לקרע של מפרצת עורקי מוחי מייצג 5-9% אבל אחראי על כ 30% של התמותה הכוללת הקשורה לשבץ עם מחלה חשובה במונחים של תוצאה נוירולוגית. Vasospasm מוחי מושהה (CVS) עלול להתרחש לעתים קרובות בשיתוף עם איסכמיה מוחית מושהית. מודלים שונים של בעלי חיים של SAH נמצאים כעת בשימוש כולל ניקוב אנדווסקולרי והזרקה ישירה של דם לתוך מגנה בור המים או אפילו בור מים prechiasmatic, כל אחד מפגין יתרונות וחסרונות ברורים. במאמר זה, מודל עכבר מתוקננת של SAH על ידי הזרקה ישירה כפולה של כרכים נחושים של דם שלם אוטולוגי לתוך magna בור המים מוצג. בקצרה, עכברים נשקלו ולאחר מכן מנופים על ידי שאיפת isoflurane. לאחר מכן, החיה הונחה בתמומת שכיבה על שמיכה מחוממת תוך שמירה על טמפרטורה פי הטבעת של 37°C וממוקמת במסגרת סטריאוטיפית עם עיקול צוואר הרחם של כ-30°. ברגע שהיה במקום, קצה של מיקרופיפט זכוכית מוארך מלא בדם עורקי הומולוגי נלקח מעורק ראשי של עכבר אחר באותו גיל ומין (C57Bl/6J) היה ממוקם בזווית ישרה במגע עם קרום atlanto-occipital באמצעות מיקרומניפולטור. ואז 60 μL של דם הוזרק מגנה בור המים ואחריו הטיה כלפי מטה 30 מעלות של החיה במשך 2 דקות. האינפוזיה השנייה של 30 μL של דם לתוך הבור מגנה בוצע 24 שעות לאחר הראשון. המעקב הפרטני של כל בעל חיים מתבצע מדי יום (הערכה קפדנית של משקל ושלום). הליך זה מאפשר התפלגות צפויה וניתנת לשחזור של דם, ככל הנראה מלווה בגובה לחץ תוך גולגולתי שניתן לחקות על ידי זריקה מקבילה של נוזל עמוד השדרה המוחי המלאכותי (CSF), ומייצג מודל אקוטי עד מתון של SAH הגורם לתמותה נמוכה.

Introduction

דימום Subarachnoid (SAH) מהווה עד 5% מכלל מקרי שבץ ומהווה פתולוגיה נפוצה יחסית עם שכיחות של 7.2 כדי 9 חולים לכל 100,000 בשנה, עם שיעור תמותה של 20%-60%בהתאם למחקר 1,2,3. בשלב אקוטי, התמותה מיוחסת לחומרת דימום, דימום מחדש, vasospasm מוחי (CVS) ו / או סיבוכים רפואיים4. בניצולים, פגיעה מוחית מוקדמת (EBI) קשורה עם הארכה parenchymal של דימום ועלייה פתאומית בלחץ תוך גולגולתי, אשר עלול לגרום איסכמיהמוחית ראשונית 5 ומוות מיידי על 10%-15%מהמקרים 6. לאחר השלב הראשוני "אקוטי" של SAH, הפרוגנוזה תלויה בהתרחשות של איסכמיה מוחית "משנית" או מעוכבת (DCI), שזוהתה בכמעט 40% מהחולים על ידי טומוגרפיה ממוחשבת מוחית, ועד 80% מהחולים לאחר הדמיית תהודה מגנטית (MRI)7,8. בנוסף CVS המתרחשים בין 4 ל 21 ימים לאחר קרע מפרצת ברוב של חולי SAH, DCI9 עשוי לנבוע נגעים מוחיים מפוזרים רב-מפזרים משני להיווצרות microthrombosis, הפחתת נוזל מוחי, דלקת עצבית, ודיכאון התפשטות קליפתית (CSD)10,11,12,13. זה משפיע על 30% של ניצולי SAH ומשפיע על תפקודים קוגניטיביים כולל זיכרון חזותי, זיכרון מילולי, זמן תגובה, ותפקודי מנהל, visuospatialושפה 14 פגיעה בחייהיומיום 15. טיפולים סטנדרטיים נוכחיים כדי למנוע CVS ו / או את התוצאות הקוגניטיביות המסכן בחולים SAH מבוססים על החסימה של Ca2+ איתות ו- vasoconstriction באמצעות מעכבי ערוץ Ca2+ כמו Nimodipine. עם זאת, ניסויים קליניים עדכניים יותר המתמקדים בהתחלואה חשפו ניתקה בין התוצאה הנוירולוגית של המטופל ומניעה של CVS16, מה שמצביע על מנגנונים פתופיזיולוגיים מורכבים יותר המעורבים בהשלכות ארוכות הטווח של SAH. לכן, יש צורך רפואי בהבנה רבה יותר של מספר האירועים הפתולוגיים הנלווים SAH ופיתוח מודלים בעלי חיים תקפים ומתורבתים כדי לבדוק התערבויות טיפוליות מקוריות.

הקרע של מפרצת תוך גולגולתית אחראי בעיקר SAH בבני אדם קשה לחקות במודלים בעלי חיים פרה-גולגולתיים. כיום, הקרע במפרצת ומצב SAH יכול להיבדק באופן זמני על ידי ניקוב של העורק המוחי האמצעי (מודל ניקוב אנדווסקולרי) אחראי CVS וssensitivomotor תפקוד לקוי בעכברים17,18. בשל חוסר שליטה אפשרית על תחילת הדימום ודיפוזיה של דם במודל זה, שיטות אחרות פותחו מכרסמים כדי ליצור מודלים SAH ללא קרע אנדווסקולרי. ליתר דיוק, הם מורכבים מהניהל הישיר של דם עורקי לתוך החלל subarachnoid באמצעות זריקה אחת או כפולה ב magna בור19 או זריקה אחת לתוך בור המים prechiasmatic20. היתרון העיקרי של מודלים אלה העכבר ללא קרע אנדווסקולרי היא האפשרות לשלוט באופן רפרוצדור בהליך כירורגי ואת האיכות והכמות של דגימת הדם המוזרק. יתרון נוסף של מודל זה על פני המודל על ידי ניקוב אנדווסקולרי בפרט הוא שימור רווחתו הכללית של בעל החיים. למעשה, ניתוח זה הוא פחות פולשני וטכנית פחות מאתגר מזה הנדרש כדי ליצור קרע בקיר בעורק התו הרכב. במודל האחרון הזה, בעל החיים צריך להיות צנרר ומאוורר מכנית, בעוד מונופילמנט מוכנס בעורק הראשי החיצוני, ומתקדם לתוך העורק הראשי הפנימי. זה כנראה מוביל לאיכימיה ארעית עקב חסימה של כלי השיט על ידי נתיב התיל. כתוצאה מכך, התולדות ההתלומה ההתלומה (מצב moribund, כאב חשוב ומוות) הקשורים לניתוח חשוב פחות במודל הזרקה כפולה לעומת מודל ניקוב אנדווסקולרי. בנוסף להיותו SAH עקבי יותר, שיטת ההזרקה הישירה הכפולה תואמת את רווחת בעלי החיים במחקר ובדיקה (זמן מופחת תחת הרדמה, כאב מהפרעה ברקמות בניתוח ומצוקה) ומוביל למספר מינימלי של בעלי חיים המשמשים למחקר פרוטוקול והכשרת כוח אדם.

יתר על כן, זה מאפשר יישום של אותו פרוטוקול לעכברים טרנסגניים, המוביל הבנה פתולוגית אופטימיזציה של SAH ואת האפשרות של בדיקה השוואתית של תרכובות טיפוליות פוטנציאליות. כאן, אנו מציגים מודל עכבר מתוקננת של דימום subarachnoid (SAH) על ידי הזרקה יומית כפולה ברצף של דם עורקים אוטולוגי לתוך magna בור המים בעכברים C57Bl/6J זכר בן 6-8 שבועות. היתרון העיקרי של מודל זה הוא השליטה של נפח הדימום לעומת מודל ניקוב אנדווסקולרי, וחיזוק האירוע דימום ללא עלייה דרסטית שללחץ תוך גולגולתי 21. לאחרונה, הזרקת דם ישירה כפולה לתוך magna בור המים תוארה היטב על בעיות ניסיוניות ופיזיופתולוגיות בעכברים. אכן, הראינו לאחרונה CVS של עורקים מוחיים גדולים (basilar (BA), אמצע (MCA) ו קדמי (ACA) עורקים מוחיים), תצהיר פיברוסקולרי ואפופטוזיס תא מהיום 3 (D3) כדי 10 (D10), פגמים במחזור הדם של נוזל מוחי שדרתי paravascular בליווי sensitivomotor שונה ותפקודים קוגניטיביים בעכברים, 10 ימים לאחר SAH במודל זה22. לכן, הוא הופך מודל זה שולט, מאומת ומאופיין עבור אירועים לטווח קצר וארוך לאחר SAH. זה צריך להיות מתאים באופן אידיאלי לזיהוי פוטנציאלי של מטרות חדשות ולימו מחקרים על אסטרטגיות טיפוליות חזקות ויעילות נגד סיבוכים הקשורים SAH.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

כל ההליכים בוצעו תחת פיקוחו של ה. קסטל בהתאם לוועדת האתיקה הצרפתית ולהנחיות הנחיית הפרלמנט האירופי 2010/63/EU והמועצה להגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות. פרויקט זה אושר על ידי CENOMEXA המקומית וועדת האתיקה הלאומית למחקר וניסויים בבעלי חיים. זכר C57Bl/6J Rj עכברים (Janvier), בגילאי 8-12 שבועות, היו שוכנו בתנאים סביבתיים סטנדרטיים מבוקרים: 22 °C ± 1 °C, 12 שעות / 12 שעות מחזור אור / כהה, ומים ומזון זמין אד libitum.

1. התקנה של ניתוח SAH והכנה להזרקה

  1. לפני תחילת הניתוח, למשוך מספר מספיק של נימים זכוכית באמצעות מושך micropipette. פיפטה ההזרקה צריך להפגין קוטר פנימי של 0.86 מ"מ וקוטר החוצה של 1.5 מ"מ.
  2. הכן את נוזל המוח השדרה המלאכותי (aCSF) למצב מזויף.
    1. הכן פתרון עם 119 מ"מ NaCl, 2.5 מ"ר KCl, 1 מ"מ NaH2PO 4, 1.3 mM MgCl2,10 mM גלוקוז, 26.2 mM NaHCO3 ב H2O, pH 7.4.
    2. גז aCSF עם 95% O2 ו 5% CO2 במשך 15 דקות, ולאחר מכן להוסיף 2.5 mM CaCl2.
    3. לחטא את aCSF מחומצן עם 0.22 μm מסנן 2. פתרון aCSF יכול להיות יציב במשך 3-4 שבועות ב- 4 °C. אם זיהום (הפתרון הופך מעונן) או היווצרות הפקדה הופיע, להיפטר ולהפוך aCSF טרי.
  3. אוסף דם מתורם עכבר הומולוגי
    1. בודדו את העורק הראשי לאורך קנה הנשימה ואספו את הכמות המרבית של דם על ידי ניקוב של העורק הראשי.
    2. בפועל, מניחים את העכבר בתא הרדמה ועמיסו את התא ב-5% איזולורן עד שהחיה מאבדת את הכרתה.
    3. בדוק את חוסר רפלקסים על ידי הידוק אחד משני גפיים אחוריות כדי לאפשר את ההגדרה של ההליך הניסיוני כירורגי.
    4. מעיל מזרק 1 מ"ל עם תמיסת הפרין באמצעות מחט 26 G (נתרן הפרין). פעולה זו תמנע קרישה בדם בשלבים הבאים.
    5. התקן את החיה ממוקמת בדנובה גב עם רגליים בנפרד, ואת האף במסכת הרדמה (תחזוקת הרדמה עם 2-2.5% isoflurane).
    6. בודדו את העורק הראשי לאורך קנה הנשימה על ידי ניתוח שריר האומוהיואיד באופן אורכי. ברגע שהעורק מבודד, הכנס את המחט לכיוון הלב בעזרת וו המיקרו-דיסקט וממחטים ואספו את המקסימום של הדם באמצעות ניקוב של העורק הראשי (60 μL נחוץ לכל עכבר SAH).
    7. להקריב את העכבר התורם מדם מיד לאחר איסוף הדם באמצעות נקע צוואר הרחם.

2. הכנת בעלי חיים (8-10 שבועות C57BL/6J זכר) הכנה

  1. שקלו כל עכבר בדיוק באמצעות איזון אלקטרוני. במחקר הנוכחי, עכברים יהיה משקל גוף בטווח של 20 כדי 25 גרם ממש לפני הניתוח.
  2. כפי שהוסבר קודם לכן (ראה שלבים 1.3.2 ו- 1.3.3), לגרום להרדמה של עכברים להיות מופעלים.
  3. לגלח את הצוואר ואת החלל בין האוזניים עם קוצץ חשמלי מתאים.
  4. התקן את החיה ממוקמת בדנוויטוס גחוני עם רגליים בנפרד ואת האף במסכת הרדמה (תחזוקת הרדמה עם 2 ו 2.5% isoflurane) על מסגרת סטריאוטיפית.
  5. ודא שהעכבר ישן ושראשו חסום כראוי.
  6. תת עורי להזריק 100 μL של buprenorphine (0.1 מ"ג/ ק"ג) עם מחט 26 G בגב התחתון, כדי למנוע כאב לאחר התעוררות.
  7. מנע עיניים יבשות באמצעות ג'ל נוזלי מגן ולשמור על טמפרטורה תוך-טרקטאלית של 37 °C באמצעות שמיכה חשמלית מוסדרת אוטומטית.
  8. לטפל באזור הצוואר האחורי מגולח עם תמיסת חיטוי (povidone-יוד או כלורהקסידין באמצעות כביש כותנה סטרילי).
  9. חטא מראש את כל המכשירים הנוגעים ברקמת העור/עורית המוכנה (חימום ל-200 מעלות צלזיוס למשך שעתיים) ולטפל באופן אפטי.

3. אינדוקציה SAH

  1. ביום הראשון (D-1)
    1. חותכים חתך של 1 ס"מ עם מספריים דקות בצוואר האחורי, ואחריו הפרדת השרירים לאורך קו האמצע כדי לגשת למגנה של הבור.
    2. חותכים את קצה פיפטת הזכוכית הריקה עם מספריים דקות. לאחר מכן, התאם את עצמו למזרק המחובר למחבר סיליקון גמיש.
    3. להעביר 60 μL של דם או aCSF (עבור SAH או מצב מזויף, בהתאמה) בצינור 0.5 מ"ל באמצעות micropipette מדויק.
    4. לשאוב לתוך פיפטה זכוכית 60 μL של דם למצב SAH או 60 μL של aCSF למצב מזויף.
    5. להזרקה, להתקין את הפיפטה על המסגרת הסטריאוטיפית באמצעות טבעת או טקטיקה כחולה ולאט להביא את קצה פיפטה לממברנה בממשק עם magna בור מים.
    6. לאט להכניס את קצה פיפטה דרך קרום atlanto-occipital לתוך magna בור המים, באמצעות מיקרו מניפולטור של המסגרת הסטריאוטיפית.
    7. חבר את הפיפטה שמלאה בעבר בדם או ב-aCSF למזרק המוכן לאינדוקציה של לחץ.
    8. להזריק על ידי לחיצה על הבוכנה בקצב נמוך סביב 10 μL / דקה, כדי למנוע לחץ תוך גולגולתי חריפה.
    9. במהלך ההזרקה, עקבו מקרוב אחר קצב הנשימה ועל טמפרטורת פי הטבעת.
    10. בסוף הזריקה, בזהירות להוריד את הפיפטה באמצעות מיקרו מניפולטור ובאופן חזותי להבטיח כי אין דליפה במהלך הנסיגה.
    11. השג hemostasis באמצעות hemostat נספג ולהפעיל שני תפרים עם חוט תפירה קלוע לא נספג.
    12. מיד לאחר הניתוח, לבודד ולמקם את העכבר בירידה decubitus ולכסות אותו עם שמיכת הישרדות בקופסה פתוחה למשך ההחלמה.
  2. היום השני של אינדוקציה (D0)
    1. לאחר 24 שעות, לגרום להרדמה (ראה שלבים 1.3.2 ו- 1.3.3). תת עורית להזריק 100 μL של buprenorphine שוב (0.1 מ"ג/ק"ג) ולמנוע עיניים יבשות באמצעות ג'ל נוזלי מגן (ראה שלבים 2.7 ו 2.8).
    2. התקן את החיה על המסגרת הסטריאוטיפית כמו ביום הקודם.
    3. הסר בזהירות את התפרים באמצעות מיקרו-תפרים.
    4. הכינו את קרום ה-atlanto-occipital כמו קודם והתחילו הכנה מחטא על האזור המגולח של הצוואר עם מוט כותנה סטרילי.
    5. להזריק 30 μL של דם או aCSF בשיעור נמוך (ראה שלבים 3.1.2 כדי 3.1.8). לפקח על קצב הנשימה וטמפרטורת פי הטבעת.
    6. בסוף הזריקה, בזהירות להוריד את הפיפטה ולשלוט בהיעדר דליפת דם במהלך הגמילה.
    7. להשיג hemostasis ולהפעיל שני תפרים עם חוט תפירה קלוע נספג.

4. מעקב לאחר הניתוח וסיום הניסוי

  1. מיד לאחר הניתוח, לבודד ולמקם את העכבר בירידה decubitus עם שמיכת הישרדות על גבו בתיבה פתוחה במהלך ההחלמה.
  2. לשקול ובזהירות לצפות מדי יום את ההתנהגות של כל עכבר עד הקרבה (למשל, D7 לאחר הניתוח).
  3. בקרב נקודות קצה הושות, ירידה משמעותית במשקל (>15% מהמשקל) מורגש קלאסי. תנוחה "רכונה לאחור", תנועות איטיות, השתרעה, קולות חריגים של כאב ו/או התנהגות אגרסיבית משמעותית הם גם סימנים חשובים לסבל של בעלי חיים. אם מופיע אחד מהסימנים או שילוב של סימנים אלה, הניטור של בעל החיים מתחזק בתוך שעות מהמראה שלהם. אם רווחת החיה מחמירה או אינה משתפרת בתוך 48 שעות, ייחשב כי תושג רמה של סבל בלתי נסבל, ומתת חסד מתבצעת.
  4. בזמן הבחירה, להקריב עכברים מותמים על ידי עריפת ראש, ולקצור מוח לניתוחים נוספים.
  5. לבצע המתת חסד (עריפת ראש) לאחר הרדמה isoflurane (5%).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

ציר זמן ניסיוני, הליך, מעקב ותמותה
איור 1א ואיור 1B מסכמים את פרוטוקול מודל SAH על-ידי הזרקת דם כפולה. בקצרה, ביום הראשון של אינדוקציה SAH (D-1), 60 μL של דם נסוג עכבר הומולוגי או 60 μL של נוזל מוחי שדרתי מלאכותי (aCSF) הוזרקו לתוך magna בור מים ב SAH או תנאים מזויפים, בהתאמה. למחרת (D0), 30 μL של דם נסוג מעכבר הומולוגי או 30 μL של aCSF הוזרקו לתוך מגנה בור מים בתנאי SAH או שאם, בהתאמה. 24 שעות לאחר הניתוח, הרג עכבר וניתוח מוח מותר לצפות את התפלגות הדם לתוך החללים paravascular כפי שמוצג איור 1C. כאינדיקטור רגיש לרווחה כללית מ D1 להקרבה, משקל הגוף הוערך מדי יום מ D1 כדי D8 והראה עלייה משמעותית במשקל הגוף ב SAH לעומת בעלי חיים מזויפים מ D1 ל D8 (איור 1D), המצביע על תהליך התאוששות ארוך משך זמן ואירועים פתולוגיים ממושכים לאחר SAH. התמותה לאחר הניתוח הייתה 26.7% ב D7 עם רוב בעלי החיים מתים על D1 או D4 לאחר ניתוח (איור 1D). עירוי של דיו הודי ב-D5 אפשר את התצפית על CVS מאקרוסקופי כפי שמוצג באות 1C.

ספסת כלי דם מוחית לאחר SAH
כפי שהראה אל Amki ואח '.22, CVS של עורק basilar (BA), עורק מוחי באמצע (MCA) ועורק מוחי קדמי (ACA) היה נוכח במודל SAH על ידי הזרקת דם תוך תאית כפולה ב- ACA, MCA או BA מ D3 כדי D10 לאחר הניתוח. בקצרה (איור 2A), לאחר הקרבת עכבר ועריפת ראש, המוחות נקטפו לאחר קבוע 4% paraformaldehyde (PFA), ולאחר מכן קפוא ב -80 ° C, לפני נחתך לפרוסות טרנסברסל 20 μm באמצעות cryostat. המטוקסילין וכתמים אאוסין בוצע עבור BA (בין-אוראל 0.40 מ"מ; bregma -3.40 מ"מ), MCA (בין-תאי 2.58 מ"מ; bregma -1.22 מ"מ) ו- ACA (בין-תאי 4.90 מ"מ; bregma 1.10 מ"מ) כדי לאפשר זיהוי CVS באמצעות רכישת תמונה שיטתית של פרוסות צבעוניות באמצעות מצלמה המותקן על-ידי מיקרוסקופ. על מנת להעריך את ההיעדרות או את הנוכחות של CVS מאקרוסקופי, אזור לומן / יחס עובי הקיר חושב עבור כל עורק מוכתם. נמוך יותר הוא היחס, חמור יותר הוא CVS. כך, CVS התרחש BA במוח SAH לעומת מוח העכבר מזויף(איור 2B)אבל גם בעורקים מוחיים גדולים אחרים (MCA, ACA, נתונים לאמוצג 22).

סנסיטיבומוטור תפקוד לקוי לאחר SAH
המדידה של גירעונות מוטוריים ספציפיים, המתואר היטב במודל SAH זה על ידי אל Amki ואח '.22 ו Clavier ואח',יכול להיחשב כקריטריון הערכה עיקרי של התוצאה כדי לבדוק מטרות טיפוליות ספציפיות ויסות אלה SAH הקשורים השפעות לטווח ארוך. בקצרה (איור 3A), ב D6 לאחר הניתוח, כל עכבר הוערך במבחן שדה פתוח במשך 10 דקות. באמצעות תוכנת כל מבוך גרסה 4.99, המרחק מכוסה ומספר גידול ונשענות נרשמו. 24 שעות לאחר מבחן השדה הפתוח, כל עכבר השתתף בשלושה מפגשים רצופים של מבחן ההליכה בקרן שכלל, לאחר תקופת התעסוקה במכשיר, מדידה של זמן הליכה כולל, זמן הגעה לפלטפורמה ומספר הנסיעות. התוצאות הובעו כנושע לשלוש פגישות. כפי שהוכח על ידי אל Amki ואח '.22, תפקוד רגיש המוערך על ידי מבחן הליכה קרן ב D10 לאחר הניתוח הוצגו להיות נוכח במודל SAH(איור 3B). ב-D9, פעילות ספונטנית של עכברים שהוערכו על ידי מבחן השדה הפתוח במהלך 10 דקות, הושפעה באופן משמעותי גם מ-SAH כפי שזוהה על ידי המרחק חוצה והפעילות האנכית בהשוואה למצבהמזויפ (איור 3C).

Figure 1
איור 1. עיצוב ניסיוני, הליך כירורגי, חלוקת דם, vasospasm מאקרוסקופי, משקל הגוף ותמותה לאחר SAH. (א)דיאגרמה סכמטית המציגה את העיצוב הניסיוני של פרוטוקול זה. D-1 ו-D0 מייצגים את ימי הניתוח עם הזרקה כפולה של 60 ו-30 μL של aCSF (שאם) או דם (SAH) לתוך הבור מגנה, בהתאמה. מ-D1 עד D8, עכברים נצפו ושקלו מדי יום. ב D1, המוחות נקצרו כדי לצפות בחלוקת הדם לתוך חללים paravascular (C). ה-D6 וה-D7 נבחרו כחלון זמן ממוטב לניתוחים התנהגותיים, כולל מבחני שטח פתוח והליכה עם קורות. ב- D8, המוחות נדגמו כדי להעריך CVS, כפי שהראה באופן מאקרוסקופי ב (C). (ב)הליך כירורגי של הזרקת דם לתוך הבור מגנה. דם נאסף מעורק ראשי של עכבר הומולוגי. לאחר הכנת בעלי חיים והתקנה על מסגרת סטריאוטיפית, חתך עורף בוצע בצוואר האחורי, השרירים האחוריים הופרדו, ולאחר מכן השרירים הבסיסיים נותקו כדי לפתוח גישה קרום צינור צינור הדם המפריד את הבור מגנה. הפיפטה הוכנסה לתוך הבור מגנה לפני הזרקת הדם. (ג)איור של חלוקת הדם לתוך חללים paravascular 24 שעות לאחר הניתוח של CVS מאקרוסקופי לאחר תסיסה transcardial של דיו הודי חמישה ימים לאחר הניתוח ב SAH לעומת מצב שאם. (D)התפתחות משקל מ- D-1 ל- D8 לאחר הניתוח ב שאם (n = 10) ו SAH C57Bl/6J (n = 15) עכברים. עכברי SAH הראו ירידה באחוז העלייה במשקל הגוף מ-D1 ל-D8 בהשוואה לעכברים המזויפים (p<0.01). ANOVA עם מבחן פוסט הוק של Bonferroni לבדיקות השוואה מרובות. עקומת הישרדות לאחר ניתוח בדם (n = 10) ו SAH C57Bl/6J (n = 15) עכברים. הנתונים באים לידי ביטוי כקימורים קפלן מאייר. עכברי SAH הראו תמותה חשובה יותר ב D7 לאחר הניתוח לעומת עכברים מזויפים (p<0.05). מבחן מנטל-קוקס. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 2
איור 2. עיצוב ניסיוני לניתוח vasospasm מוחי וקורס זמן של vasospasm מוחי בעורק basilar לאחר SAH. (א)תרשים סכמטי המציג את העיצוב הניסיוני של פרוטוקול לכמת CVS. לאחר קיבעון על ידי 4%PFA, מוח קפוא נחתכו באופן סדרתי באמצעות cryostat לתוך 20 μm פרוסות טרנסברסל על שקופיות זכוכית מצופה ג'לטין. ההמטוקסילין ואאוסין (H&E) הכתמה בוצעה מפרוסות מוח הנושאות ACA, MCA ו BA. מיקרוסקופים נרכשו באמצעות מצלמה המותקן על מיקרוסקופ בהגדלה של 200x. אזור לומן ועובי קיר כלי הדם היו מכמתים באמצעות ImageJ על ידי שיטה עיוורת פשוטה. קורסזמןשל CVS ב-BA לאחר SAH. מיקרו-תצלומים מייצגים של כתמי H&E המציגים מורפולוגיה של BA (אזור לומן ועובי קיר) בפרוסות מוח מזויפות ו-SAH ב- D7 לאחר SAH. כימות היסטוגרמות של אזור לומן / יחס עובי קיר מראה CVS בBA מ D3 כדי D10 לאחר הניתוח (*, p<0.05). הנתונים באו לידי ביטוי כ- mean ± SEM. n=6/condition. ANOVA עם מבחן פוסט הוק של Bonferroni להשוואות מרובות. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 3
איור 3. תכנון ניסיוני לניתוח התנהגותי של גירעונות רגישים לטווח ארוך לאחר SAH. (A) דיאגרמה סכמטית המציגה את העיצוב הניסיוני של פרוטוקול ניתוח התנהגותי לאחר SAH. בקצרה, ב D6 לאחר הניתוח, התנהגות הפעילות המוטורית של עכברים הוערכה על ידי מבחן שדה פתוח במשך 10 דקות, שבו המרחק מכוסה ומספר גידול ונוטה נרשם. לאחר תקופת מנוחה של 24 שעות, התנהגותו של עכברים נבדקה על ידי מבחן ההליכה של הקורה, שבו זמן ההליכה, זמן הגעה לרציף ומספר הנסיעות נרשמו. (ב)מאל-מקי ואח'.22: במבחן הליכה קרן, עכברי SAH הראו מספר גדל והולך של נסיעות לעומת פקדים ב D7 (**, p<0.01), D10 (***, p<0.001) ו- D14 (*, p<0.05) ועם עכברים מזויפים ב D10 (*, p<0.05). (ג)מאל-אמקי ואח'22: עכברי SAH הפגינו ירידה במרחק חוצה (*, p < 0.05) ופעילות אנכית בהשוואה לעכברים שאם ב-D9 (*, p< 0.01). ANOVA ואחריו מבחן השוואות מרובות של Sidak. הנתונים באו לידי ביטוי כ- mean ± SEM. n=10-12/condition. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

למרות עוצמת המחקר בתחום SAH ופיתוח אסטרטגיות טיפוליות כגון אנדווסקול ואפשרויות טיפול תרופתי גדל במהלך עשרים השנים האחרונות, התמותה נשאר גבוה בשבוע הראשון של אשפוז בבית החולים מגיע כ 50% במהלך 6 החודשיםהבאים 24,25. מודל פרה-קליפתי הנוכחי על ידי הזרקה כפולה יומית של דם עורקי הומולוגי לתוך הבור מגנה הוכר על תוקפו ואת הקשר שלה עם שיעור תמותה נמוך. אכן, בין דגמי מכרסמים SAH, דווח על מגוון רחב של שיעורי תמותה: 0-16% תמותה עם הזרקת דם אחתלמים 26,27,28,29,30,,31,32,33,34,35,10-33% תמותה עם הזרקתדם למים פרכיאסמטיים 20 , 27,, 27 ,35,10-33%תמותה 36,37, 16-66% תמותה במודל על ידי ניקוב אנדווסקולרי38,39,40,41,42,43,44,45 ו0-43% עם המודל על ידי הזרקת דם כפולהלתוך בור מים מגנה 34,35,46,47,48.3046 שיעור התמותה הנמוך במודל (9% או 27%, בהתאם לגיל העכברים) יכול לנבוע מכמות חלשה של דם מוזרק, משך איטי של הזרקה, ואת ההטיה של החיה הימנעות לחץ מקומי על גזע המוח, לעומת מודלים אחרים הזרקה כפולה. בחולים SAH, החלון של התרחשות CVS מזוהה באופן קלאסי ב D4-D10 לאחר הדימום. עם זאת, בבעלי חיים, הזמן לתחילת ומשך הזמן של CVS נחקרים פחות עשויים להשתנות בין מודלים HSA, ככל הנראה בהתאם פרוטוקולים ניסיוניים מינים בעליחיים 21.

בהקשר זה, המודל כאן דומה פיזיופתולוגיה SAH קליני במונחים של CVS הקשורים SAH. באופן כללי, במודל ניקוב אנדווסקולרי, CVS מתרחשת MCA ו BA לאחר שעהאחת בחולדות 40 ואחרי 3 ימים בעכברים17. במודל על ידי הזרקת דם לתוך בור מים prechiasmatic, מופע CVS הוצג ביןשני 49 ו שמונהימים 37 בחולדות. במודל של הזרקה כפולה לתוך מגנה בור מים בחולדות, CVS מפתחת בין 10 דקות29 ו 3 ימים31. אנחנו הראשונים לתאר קינטי של המראה של CVS במודל העכבר של SAH על ידי הזרקה כפולה, הקמת CVS בעורקים המוחיים העיקריים (ACA, MCA ו BA) מאז 3 ימים ומתמשכות עד היום העשירי לאחר SAH22, קרוב למה שנצפה בחולים SAH. מודל אחרון זה יכול להיות מוגדר כמודל מיומן של SAH, חמור מספיק ללא תמותה, המאפשר חקירה של מנגנונים וטיפולים מיקוד CVS.

עם זאת, מודל SAH העכבר הזה עשוי גם להציג כמה מגבלות. הנקודה הראשונה היא חוסר קרע בקיר כלי הדם, כפי שייתכן לשחזר במודל SAH המושרה קולגן, באמצעות הרס / עיכול של כלי הדם בסיס למינה50. באשר להתרחשות של CVS מאקרוסקופי, זרימת דם מוחית מופחתת (CBF) בטריטוריות מסוימות במוח אינו מתואם באופן שיטתי עם תוצאה נוירולוגית, ולכן CBF צריך להיות מוערך במודל המוצע הזה של SAH. מחקרים קודמים חולדה באמצעות Laser Doppler Flowmetry במודל SAH של הזרקה כפולה הדגימו את הירידה אקוטית CBF 30-52% מקו הבסיס לאחר הזריקה הראשונה, עם חזרה לקו הבסיס לאחר 2 עד 3 ימים לאחרהזרקה 51,52,53. בהסכם, זה כבר הראה על ידי MRI ירידה של CBF של 33-50% ב D3 ו 27-44% ב D5 לאחר אינדוקציה SAH במודלים הזרקהכפולה חולדה 54,55. הזריקה הכפולה לתוך magna בור המים מאפשרת חלוקה צפויה של דם לאורך החלל subarachnoid, וכתוצאה מכך קרישי דם במיוחד סביב מחזור הדם האחורי, אבל יכול להציג וריאציות בפרמטרים פיזיולוגיים. כדי למנוע לחץ תוך גולגולתי (ICP) מעלייה עם נפח הדם המוזרק הנכנס לתעלת עמוד השדרה, שניהם מובילים לליקוייםתפקודיים מבלבלים 56, הבחירה להסיר נפח שווה ערך של נוזל מוחי שדרתי יכול להיעשות, כפי שנעשה בעבר בדגמיםאחרים 30,51. במודל כאן, עכברים מזויפים קיבלו נפח שווה ערך של aCSF או פיזיולוגי 0.9% NaCl, בהתאם לניסוי, כמובן מוביל לעלייה של ICP. לפיכך, עלייה חדה של ICP גורמת לעלייה מ 18 mmHg ל 120 mmHg27,48,53 בהזרקה אחת של דם במודל magna בור מים, מ 46 כדי 107 mmHg27,37,49 במודל הזרקת דם בור פרכיאסמטי, ומ 27 כדי 110 mmHg 39,40,53,57,58 במודל ניקוב אנדווסקולרי. לעומת זאת, הזרקת הדם הכפולה לתוך מגנה בור מים היה קשור עם עלייה ICP קטנה יותר מ 60 כדי 67 mmHg48,53. יתר על כן, הפעולה של הסרת CSF גם לשנות ICP ולשנות CSF. במודל SAH כאן, ההחלטה הייתה לא להסיר CSF לפני הזרקת דם אלא ללוות את הניתוח על ידי הליך המורכב מכף ראש החיה מ 30 מעלות. המטרה היא להחשת את ICP על ידי מתן אפשרות להתפלגות הדם לתוך מחזור הדם הקדמי, צעד חשוב והכרחי לחקות פיזיופתולוגיה SAH אנושית. בחולים SAH, עלייה חדה ICP מזוהה והוא מזוהה עם איסכמיה מוחית גלובליתארעית 59, סביר לתרום לפגיעה מתמשכת של רגולציה אוטומטית ואובדן תאיעצביים מוקדמים 60. עם זאת, לאחר האירוע הראשון לאחר SAH, ניקוז חדרי חיצוני מוקדם מאומץ לעתים קרובות עבור חולי SAH מודאגים, כדי למנוע נפיחות במוח הידרוצפלוס61. כאן, מודל SAH הזרקה כפולה לא יכול להיות חמור באירוע הדימום הראשון כדי לעורר את ההשלכות תלויות ICP שנצפו בחולים, אבל סביר לשחזר ICP משופרת מתמשכת ומתונה במשך ימים לאחר SAH.

בנוסף, פרמטר לא מבוקר נוסף במודל SAH כאן היה וריאציות פוטנציאליות של לחץ דם עורקי ממוצע (MABP) המושרה על ידי הליך הזרקת דם מהירמדי 27. אכן, MABP בדרך כלל עולה באופן חריף לאחר SAH ניסיוני כדי לשמר את לחץ התסיסה המוח ולאחר מכן, נופל לקו הבסיס. במודל SAH כאן, הזרקנו דם או aCSF (~ 10 μL/min) בקצב נמוך כדי למנוע וריאציות MABP אלה. לגבי האירועים הנוירוביולוגיים במודל זה מחקה את אלה שנצפו בבני אדם, הראינו בעבר כי מודל הזרקת הדם הכפול של SAH גורם CVS לטווח ארוך, היווצרות microthrombosis ונזק מוחי מוחי כולל פגם פיזור paravascular פוטנציאלי מהיום 3 עד היום 10 לאחר SAH22. עם זאת, נתונים עדכניים המתארים כי CSD מעורב SAH המשויך DCI13 תומכים מאוד במרדף אחר סוג זה של חקירות במודל העכבר של הזרקה כפולה. זה אמור לאפשר פריצות דרך מדעיות על ההשפעה המועילה של טיפולים חדשים מיקוד CSD.

לסיכום, המודל של הזרקה כפולה של דם עורקי שלם לתוך magna בור המים הוא מודל מאסטר המאפשר דרך קלה לחקות את הפיזיופתולוגיה SAH האנושי כולל CVS, microthrombosis, דלקת כלי דם, גירעונות נוירולוגיים שיעור תמותה. הוא מייצג מודל מאומת לבדיקת גישות טיפוליות חדשניות לטיפול בתמותה מורבי הקשורה ל-SAH.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

לסופרים אין מה לחשוף.

Acknowledgments

אנו מודים לפלטפורמת PRIMACEN (אוניברסיטת נורמנדי רואן, צרפת) על ציוד ההדמיה ומר ארנו אראבו, גברת ג'ולי מקוטל וגברת מרטין דובואה, על דיור וטיפול בבעלי חיים. אנו מודים לגברת סלסט ניקולה על שהשאילה את קולה לקלטת הווידאו של הפרוטוקול. עבודה זו נתמכה על ידי תוכנית ההתבגרות של סינארי נורמנדי, Fondation AVC תחת ה-AEGIS של FRM, אוניברסיטת נורמנדי רואן ו-Inserm. אזור נורמנדי והאיחוד האירופי (פרויקט 3R). אירופה מתערבת בנורמנדי עם הקרן האירופית לפיתוח אזורי (ERDF).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
absorbable hemostat Ethicon Surgicel
absorbable suturing thread Ethicon Vicryl 5.0
auto-regulated electric blanket Harvard Apparatus 50-7087-F
bluetack for capillary fixation UHU Patafix
electronic balance Denver Instrument MXX-2001
glass capillaries Harvard Apparatus GC150F-15 inner diameter 0.86 mm
outer diameter 1.5 mm
isoflurane vaporizer Phymep V100
micropipette puller Sutter Instrument Company P-97
needle 26 G BD microbalance 300300
non absorbable suturing thread Peters surgical Filapeau 4.0
stereotaxic frame David Kopf instruments Model 902
surgical equipment Kent scientific clamp, microscissors, thin scissors
syringe 20 mL TERUMO Thermofisher 11866071

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342 (2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, Pt 12 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845 (2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
  26. Lin, C. -L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. Á, et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121 (2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366 (2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23 (2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366 (2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85 (2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Tags

מדעי המוח גיליון 162 דימום Subarachnoid בור מים מגנה עכבר vasospasm מודל בעלי חיים sensitivo-מוטוריבדיקה דם
הזרקת דם ישירה כפולה לתוך מגנה צ'יסטרנה כודל של דימום Subarachnoid
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Pedard, M., El Amki, M.,… More

Pedard, M., El Amki, M., Lefevre-Scelles, A., Compère, V., Castel, H. Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage. J. Vis. Exp. (162), e61322, doi:10.3791/61322 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter