Summary
Es wird eine Methode beschrieben, um Organoide unter Verwendung von patientenabgeleiteter Xenografts (PDX) für das In-vitro-Screening herzustellen, was zu übereinstimmenden Paaren von In-vivo/In-vitro-Modellen führt. PDX-Tumoren wurden mechanisch oder enzymatisch in kleine Stücke geerntet / verarbeitet, gefolgt von der Clevers-Methode, um Tumororganoide zu züchten, die passageiert, kryokonserviert und gegen das ursprüngliche PDX charakterisiert wurden.
Abstract
Patientenabgeleite Tumor-Xenografts (PDXs) gelten als die prädiktivsten präklinischen Modelle, von denen weitgehend angenommen wird, dass sie von Krebsstammzellen (CSC) für die konventionelle Krebsmedikamentenbewertung angetrieben werden. Eine große Bibliothek von PDXs spiegelt die Vielfalt der Patientenpopulationen wider und ermöglicht so populationsbasierte präklinische Studien ("Phase II-like mouse clinical trials"); PDX haben jedoch praktische Einschränkungen durch geringen Durchsatz, hohe Kosten und lange Lebensdauer. Tumororganoide, die auch patientenabgeleitete CSC-gesteuerte Modelle sind, können als in vitro-Äquivalent von PDX betrachtet werden und überwinden bestimmte PDX-Einschränkungen für den Umgang mit großen Bibliotheken von Organoiden oder Verbindungen. Diese Studie beschreibt eine Methode zur Herstellung von PDX-abgeleiteten Organoiden (PDXO), die zu gepaarten Modellen für die In-vitro- und In-vivo-Pharmakologieforschung führen. Subkutan transplantierte PDX-CR2110-Tumoren wurden von tumortragenden Mäusen gesammelt, als die Tumoren 200-800 mm 3 erreichten, gemäßeinemzugelassenen Autopsieverfahren, gefolgt von der Entfernung der benachbarten Nicht-Tumorgewebe und der Dissoziation in kleine Tumorfragmente. Die kleinen Tumorfragmente wurden gewaschen und durch ein 100 μm Zellsieb geleitet, um die Trümmer zu entfernen. Zellcluster wurden gesammelt und in einer BME-Lösung (Basement Membrane Extract) suspendiert und in einer 6-Well-Platte als fester Tröpfchen mit umgebenden flüssigen Medien für das Wachstum ineinem CO 2-Inkubator plattiert. Das Organoidwachstum wurde zweimal wöchentlich unter Lichtmikroskopie überwacht und fotografisch aufgezeichnet, gefolgt von einem Flüssigenmittelwechsel 2 oder 3 mal pro Woche. Die gezüchteten Organoide wurden (7 Tage später) im Verhältnis 1:2 weiter durchgelassen, indem die in BME eingebetteten Organoide durch mechanische Scherung gestört wurden, unterstützt durch Zugabe von Trypsin und die Zugabe von 10 μM Y-27632. Organoide wurden in Kryoröhrchen zur Langzeitlagerung kryokonserviert, nachdem sie durch Zentrifugation aus BME freigestellt und zur weiteren Charakterisierung ebenfalls beprobt wurden (z. B. DNA-, RNA- und FFPE-Block).
Introduction
Krebserkrankungen sind eine Ansammlung verschiedener genetischer und immunologischer Erkrankungen. Die erfolgreiche Entwicklung wirksamer Behandlungen hängt in hohem Maße von experimentellen Modellen ab, die klinische Ergebnisse effektiv vorhersagen. Große Bibliotheken von gut charakterisierten, vom Patienten abgeleiteten Xenografts (PDX) werden aufgrund ihrer Fähigkeit, tumorbehaftete Merkmale, Heterogenität und Ansprechen des Patienten zu rekapitulieren, seit langem als das translationale In-vivo-System der Wahl angesehen, um Chemo- und/oder zielgerichtete Therapien zu testen2,3. PDXs werden im Allgemeinen als Krebsstammzellerkrankungen betrachtet, die im Gegensatz zu von Zelllinien abgeleiteten Xenografts genetische Stabilitätaufweisen 2. In den letzten Jahrzehnten wurden weltweit große Sammlungen von PDXs erstellt, die heute zum Arbeitspferd der Krebsmedikamentenentwicklung werden. Obwohl weit verbreitet und mit großem translationalem Wert, sind diese Tiermodelle an sich kostspielig, zeitaufwendig und mit geringem Durchsatz und daher für ein großflächiges Screening unzureichend. PDX sind auch für immunonkologische (IO) Tests aufgrund einer immungeschwächten Natur unerwünscht4. Es ist daher unpraktisch, die Vorteile der verfügbaren großen Bibliothek von PDXs voll auszuschöpfen.
Jüngste Entdeckungen, die vom Labor5von Hans Clevers entwickelt wurden, haben zur Etablierung von In-vitro-Kulturen von Organoiden geführt, die aus adulten Stammzellen in den meisten menschlichen Organen epithelialen Ursprungs erzeugt werden5. Diese Protokolle wurden weiter verfeinert, um das Wachstum von Organoiden aus angenommenen CSCs in menschlichen Karzinomen verschiedener Indikationen zu ermöglichen6,7. Diese von Patienten abgeleiteten Organoide (PDOs) sind genomisch stabil8,9 und haben sich als sehr prädiktiv für die klinischen Behandlungsergebnisse10,11,12erwiesen. Darüber hinaus ermöglicht die In-vitro-Natur von PDOs ein Hochdurchsatz-Screening (HTS)13, was potenziell einen Vorteil gegenüber In-vivo-Modellen bietet und große Organoidbibliotheken als Ersatz für die Patientenpopulation nutzt. PDOs sind bereit, eine wichtige Entdeckungs- und Übersetzungsplattform zu werden, die die vielen oben beschriebenen Einschränkungen von PDXs überwindet.
Sowohl PDO als auch PDX sind patientenbasierte und CSC-gesteuerte Modelle, die in der Lage sind, Therapeutika entweder im Rahmen einer personalisierten Behandlung oder eines klinischen Studienformats zu bewerten. Bestehende große Bibliotheken von PDXs, wie die proprietäre Sammlung von >3000 PDXs14,15,16,17, eignen sich daher für die schnelle Generierung von Bibliotheken von Tumororganoiden (PDX-abgeleitete Organoide oder PDXO), was zu einer abgestimmten Bibliothek von gepaarten PDX- und PDXO-Modellen führt. Dieser Bericht beschreibt das Verfahren zur Erstellung und Charakterisierung von Darmkrebs PDXO-CR2110 in Bezug auf sein elterliches PDX-CR2110 Modell16.
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Protocol
Alle Protokolle und Änderungen oder Verfahren, die die Pflege und Verwendung von Tieren betreffen, wurden vor der Durchführung der Studien vom Crown Bioscience Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) überprüft und genehmigt. Die Pflege und Verwendung von Tieren wurde in Übereinstimmung mit den internationalen Richtlinien der AAALAC (Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care) durchgeführt, wie im Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, National Research Council (2011) berichtet. Alle Tierversuche wurden unter sterilen Bedingungen in SPF-Einrichtungen (spezifisch pathogenfrei) durchgeführt und in strikter Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren verschiedener Regierungsinstitutionen (z. B. The National Institutes of Health) durchgeführt. Die Protokolle wurden vom Ausschuss für die Ethik der Tierversuche an der Einrichtung (z. B. institutioneller IACUC-Ausschuss) genehmigt.
1. Vorbereitung auf die Tumortransplantation
-
Tierhaltung
- Haus Balb/c Nacktmäuse (n=5) in einzelnen belüfteten Käfigen, bei 20-26 °C, 30-70% Luftfeuchtigkeit und einem Beleuchtungszyklus von 12-h hell/12-h dunkel, mit wöchentlich gewechselter Maiskolbeneinstreu und Bestrahlung sterilisiertes Trockengranulatfutter plus steriles Trinkwasser ad libitum.
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Präparation von Spendertumorfragmenten
- Überwachen Sie tumortragende Spendermäuse genau auf Körpergewicht (BW, über Waage) und Tumorvolumen (TV, durch Messschiebermessung).
- Wenn der Fernseher 800-1000 mm3erreicht, euthanasieren Sie die tumortragenden Tiere in einer biogefährlichen Haube.
- Legen Sie Mäuse in eine Euthanasiekammer mit einem Deckel, der CO2-Gas in die Kammer abgibt. Entladen Sie Gas in die Kammer mit einer Durchflussrate, die schnelle Bewusstlosigkeit mit minimaler Belastung für das Tier erzeugt. Der optimale Durchfluss für CO2 liegt bei etwa 2-2,5 Lpm.
- Stellen Sie die Euthanasie sicher, indem Sie beobachten, dass die Tiere das Bewusstsein nicht wiedererlangen.
- Nach dem offensichtlichen klinischen Tod den Gasfluss für >1 Min aufrechterhalten, um die Möglichkeit zu minimieren, dass sich ein Tier erholen kann.
- Sterilisieren Sie die Haut um den Tumor mit Jodophorabstrichen. Sammeln Sie Tumore, indem Sie benachbarte Nicht-Tumorgewebe entfernen und in eine Petrischale mit 20 ml PBS legen, die vor der Euthanasie vorgekühlt (4 °C) ist.
- Waschen Sie die Tumoren mit PBS in einer anderen Petrischale, um Blutbestandteile zu entfernen, gefolgt von halbieren und zusätzliche Haut, Blutgefäße, Verkalkungen und / oder Nekrose entfernen.
- Legen Sie nur intakte Tumorstücke in ein steriles 50-ml-Zentrifugenröhrchen mit 20 ml PBS, bevor Sie es zur Transplantation in einen separaten Tierraum transportieren.
2. Subkutanes Tumorwachstum
-
Subkutane Impfung von Tumorstücken in immungeschwächte Mäuse
- Schneiden Sie den PDX-Tumor mit einem Skalpell in 2 mm große Stücke und legen Sie sie zur subkutanen (SC) Implantation in Trokare.
- Betäubung der Empfängertiere mit 5% Isofluran (gehalten durch einen Nasenkegel bei 1%). Die Tiere entspannen sich, verlieren ihren Aufrichtreflex und werden schließlich unbeweglich, bis sie nicht mehr auf Schmerzen reagieren. Fixieren Sie die betäubten Mäuse auf einem Experimentierbrett in der richtigen seitenseitigen Position und sterilisieren Sie mit Iodophorabstrichen, insbesondere die Bereiche, die den Ort der Tumorimpfung umgeben.
- Auf der linken Flankenhaut nur kranial zur Hüfte, machen Sie einen 0,5 cm Schnitt mit einem Skalpell und schaffen Sie einen Tunnel unter der Haut in Richtung vordere Stirn, 2-3 cm, mit stumpfer Zette.
- Übertragen Sie aseptisch einen Würfel Tumorfragment pro Impfstelle aus dem Medium und legen Sie tief in den subkutanen Tunnel. Bestätigen Sie visuell die Position des Fragments vor dem Schließen der Wunde mit Wundclips.
- Überwachen Sie die tumorimplantierten Mäuse (5), bis sie bei Bewusstsein sind, um das sternale Liegerad aufrechtzuerhalten, und bringen Sie sie erst nach ihrer vollständigen Genesung von der Anästhesie in ihren Käfig zurück.
-
Tumortragende Mäuse-Gesundheitsüberwachung
- Überprüfen Sie den Wasser- und Nahrungsverbrauch täglich und erfassen Sie wöchentlich das Körpergewicht.
- Überprüfen Sie die Mäuse während der Routineüberwachung. Erfassen Sie alle Auswirkungen auf Mobilität, Atmung, Pflege und allgemeines Aussehen, Nahrungs- und Wasserverbrauch, BW-Gewinn / -Verlust, Aszites usw.
- Messen Sie TV zweimal wöchentlich mit Bremssätteln und drücken Sie in mm3 per: TV = 0,5 a × b2, wobei a und b die Länge bzw. Breite des Tumors sind.
- Opfere Tiere, um Proben zu sammeln, wenn eines der folgenden Anzeichen auftritt: BW-Verlust >20%; eingeschränkte Mobilität (nicht in der Lage zu essen oder zu trinken); nicht in der Lage, sich normal zu bewegen, aufgrund von signifikantem Aszites oder vergrößertem Bauch; Anstrengung in der Atmung; Tod.
3. Nekropsie und Tumorernte
- Wenn das Tumorvolumen 200-800 mm3erreicht hat, euthanasieren Sie Mäuse gemäß den zugelassenen Protokollen (siehe Schritt 1.2.2).
- Sammeln Sie Tumorgewebe, indem Sie benachbarte Nicht-Tumorgewebe entfernen, gefolgt von einem 50-ml-Kunststoffröhrchen mit AD+++ (auf Eis) vor der Dissoziation.
4. Vorbereitung für PDX-abgeleitete Organoidkultur
HINWEIS: Alle folgenden Schritte wurden in einer Biosicherheitswerkbank gemäß den Standardrichtlinien für Gewebekulturen durchgeführt. Bewahren Sie vorgewärmte Bestände von 96-, 24- und 6-Well-Platten vor Gebrauch in einem 37 °C-Inkubator auf.
- Reagenzpräparate
- Bereiten Sie die Lösung des Basalmembranextrakts (BME) vor (Wachstumsfaktor reduziert, Phenolrot-frei). Bewahren Sie 10 ml BME über Nacht in einem 4 °C-Kühlschrank auf. Nach dem Auftauen die BME-Flasche schwenken, um die Dispersion zu gewährleisten.
- Bereiten Sie Basismedien / Waschpuffer AD++ vor. 5 ml 200 mM L-Glutamin, 1 M HEPES und Pen/Strep werden zu Advanced DMEM/F12-Medien hinzugefügt, indem Sie mit einer 5-ml-Pipette pipettieren.
- Herstellung des organoiden Darmmediums wie von Sato et al.18 beschrieben durch Ergänzung der Basismedien mit N-Ac (1 mM), A83-01 (500 nM), B27 (1x), EGF (50 ng/ml), Noggin (100 ng/ml), Nicotinamid (10 mM), SD202190 (10 nM), R-Spondin (500 ng/ml), L-Glutamin (2 mM), HEPES (10 μM), Penicillin-Streptomycin (1x) und Y-27623 (10 μM)19.
- AD+++Verdauungsmedium vorbereiten: 10 ml 1x organoide Kulturmedien mit 500 μL Kollagenase Typ II (20 mg/ml) und 10 μL RhoKI Y-27632 (10 mM).
- Tumordissoziation20
- Übertragen Sie den Tumor in einem 50 ml Kunststoffschlauch in eine 10 cm große Petrischale. Machen Sie ein makroskopisches Foto neben einem Lineal und zeichnen Sie eine Beschreibung seiner Bedingungen auf (z. B. Größe, Fettgewebe, Vaskularisation, Nekrose usw.).
- Entfernen Sie überschüssiges AD+++ durch Aspiration und schneiden Sie das Tumorgewebe mit einer Schere in kleine Stücke, gefolgt von der Übertragung von 1-2 Stücken in ein 2 ml Mikroröhrchen zum Einfrieren auf Trockeneis. Für die genomische Profilierung bei -80 °C lagern. Die restlichen Stücke mit einer Schere in feinere Stücke schneiden, bevor sie mit AD+++ in ein 50-ml-Kunststoffrohr überführen werden.
- Hackfleisch 2-3 mal mit 35 ml AD+ waschen, gefolgt von zugabe von 10 ml Verdauungsmedium (siehe Schritt 4.1.4) und Platzierung auf einem Orbitalschüttler bei 4 x g für 1 h bei 37 °C.
- Homogenisieren Sie das verdaute Gewebe durch Pipettieren nach oben und unten mit einer sterilen 5-ml-Kunststoffpipette, gefolgt von der Zugabe von 20 ml AD+++ und der Filtration durch 100 μm Zellsieb.
- Waschen Sie den Durchlauf zweimal mit AD+++ (spinnen Sie bei 450 x g für 5 min), gefolgt von einer Resuspension in BME (fügen Sie 4x Volumen BME zum Pellet zur Suspension hinzu) und halten Sie es auf Eis19.
- Herstellung der Organoidkultur
- Fügen Sie die BME-Zellsuspension in mehreren Tropfen zu insgesamt 200 μL pro Vertiefung in die 6-Well-Platte ein.
- Die Platte wird in einen 37 °C Inkubator überführen. Nach 30 min erstarren die Geltropfen.
- Fügen Sie 2 ml organoide Medien zu jeder Vertiefung hinzu, wobei die repräsentativen Tropfen durch mikroskopische Fotografie aufgezeichnet werden, bevor sie in einen Inkubator überführt werden (37 °C und 5% CO2).
- Halten Sie die Organoidkulturen mit Mediumswechsel alle 3-4 Tage und Passage im Verhältnis 1: 2 alle 7 Tage oder abhängig von ihrem Wachstum und ihrer Dichte.
5. Histopathologie und Next Generation Sequencing (NGS) Analyse
- Histopathologie
- Sammeln Sie Organoide aus dem Brunnen mit dem vorhandenen Medium mit einer P1000-Pipette, gefolgt von Zentrifugation (Spin bei 450 x g für 5 min), Waschen mit PBS und Fixieren in 10% Formalin für 1 h.
- Legen Sie die fixierten Organoide in 100% Gelatine am Boden des konischen Röhrchens von 50 ml, gefolgt von einer routinemäßigen Gewebeverarbeitung und Einbettung.
- Führen Sie hämatoxylin-eosin (H & E) -Färbung mit Standardprotokollen auf 4 mm Paraffinabschnitten durch.
- RNAseq- und Whole-Exom-Sequenzierung
- Sammeln Sie Organoide aus dem Brunnen mit dem vorhandenen Kulturmedium mit einer P1000-Pipette, gefolgt von der Zentrifugation mit einer Mikrozentrifuge mit maximaler Geschwindigkeit (12.000 x g)für 5 min bei 4 °C.
- Sammeln Sie das Pellet, indem Sie den mittleren Überstand entfernen, um sicherzustellen, dass kein sichtbares BME vorhanden ist, gefolgt von einem Schnappgefrieren in einem Mikroröhrchen (Trockeneis) und dann in einen -80 ° C-Gefrierschrank überführen.
- Extrahieren Sie RNA oder DNA mit einem Standardverfahren von Herstellern und führen Sie NGS-Analysen sowohl für RNAseq als auch für die Gesamtetomsequenzierung (WES) durch.
6. IC50 Assay20
- Organoid-Aussaat in 384-Well-Platte für IC50-Assay
- Dissoziieren Sie Organoide in BME-Tropfen aus jeder Vertiefung (Verdauung von BME), indem Sie 20 μL 100x Dispaselösung zu jeder Vertiefung (6-Well-Platte) hinzufügen, die 2 ml organoides Medium enthielt, gefolgt von 10 Minuten Inkubation bei 37 ° C.
- Pipette verdaute Organoide aus allen Vertiefungen durch einen 70 μm-Filter in ein 50-ml-Kunststoffröhrchen, um die Organoide zu sammeln.
- Zählen Sie die Organoide unter Mikroskopie zur Bestimmung der Organoidkonzentration. Suspendieren Sie die Organoide mit Kulturmedium, bevor Sie BME hinzufügen, um eine Endkonzentration von 5% (v / v) auf Eis zu erreichen.
- Fügen Sie 50 μL der Organoidsuspension in jede 384-Well-Platte mit dem Flüssigkeitsspender hinzu, gemäß der Plattenkarte mit einer Aussaatdichte von 200 CR2110 PDXOs pro Vertiefung in entsprechendem Organoidkulturmedium.
- Cisplatin und Irinotecan Behandlung
- Verwenden Sie Cisplatin (mit der höchsten Konzentration von 100 μM) und "Irinotecan" (mit der höchsten Konzentration von 10 μM). Fügen Sie SN-38 (ein Metabolit von Irinotecan, im Gegensatz zu Irinotecan, das normalerweise für In-vivo-Studien verwendet wird) zu jeder Vertiefung gemäß dem Verdünnungsschema des Arzneimittels für 9 Dosen in serieller Verdünnung durch digitales Dispener hinzu.
- Erstellen Sie die Platemap mit dem Software-Tool für digitale Spender. Fügen Sie ein Negativkontrollfahrzeug mit 100% Lebensfähigkeit und postiver Kontrolle von 5 μM Starurosporin ein, das 0% Lebensfähigkeit zeigte.
- Legen Sie die mit Medikamenten behandelten 384-Well-Platten wieder in einen 37 °C-Inkubator.
- Bestimmung der Lebensfähigkeit von Organoidzellen nach medikamentöser Behandlung
- Bestimmen Sie am Ende der 5 Tage der medikamentösen Behandlung die Lebensfähigkeit der Organoidzellen mit lumineszierenden Zelllebensfähigkeitsreagenzien gemäß dem vom Hersteller empfohlenen Verfahren. Fügen Sie mit dem flüssigen Dispener in jede Vertiefung ein lumineszierendes Reagenz hinzu und mischen Sie es für 5 minuten auf einem Plattenschüttler, gefolgt von einer 30-minütigen Inkubation bei Raumtemperatur im Dunkeln.
- Zeichnen Sie das Lumineszenzsignal auf einem Lumineszenz-Multi-Well-Plattenleser auf.
- Berechnen Sie die normalisierten Viabilitäten jeder Vertiefung unter Verwendung der Rohwerte des Plattenlesers und erstellen Sie eine Dosis-Wirkungs-Kurve und IC50-Werte durch nichtlineare Kurvenanpassung.
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Representative Results
Morphologie von PDXOs, typisch für Organoide unter Lichtmikrokopie und konsistent mit elterlicher PDX pro H & E-Färbung
Unter Lichtmikroskopie zeigt PDXO-CR2110 eine typische zystische Morphologie (Abbildung 1A), wie zuvor für patientenabgeleitete Organoide (PDO) beschrieben, die die Ähnlichkeit zwischen PDXO und PDO unter den gleichen Kulturbedingungen unterstützen.
Die histopathologische Untersuchung durch H&E-Färbung zeigt, dass die Gewebestrukturen und Zelltypen von PDXO-CR2110 (Abbildung 1B) das ursprüngliche PDX-CR2110 (Abbildung 1C) widerspiegeln, was darauf hindeutet, dass PDX und PDXO aus demselben Ursprung entwickelt wurden: CR2110. Diese Beobachtung liefert histopathologische Beweise, um die Ähnlichkeit von PDXO mit seinem elterlichen PDX zu unterstützen.
Transkriptomexpression und Gesamtexomsequenzierung zeigen hohe Korrelation zwischen PDXO-CR2110 und dem elterlichen PDX-CR2110
PDX-CR2110-Tumoren wurden zuvor genomisch profiliert, indem sie Transkriptomsequenzierung (RNAseq, mRNA)16 und ganzes Exom (WES, DNA) sequenzierten. Ähnlich profiliert haben wir nun den entsprechenden PDXO-CR2110. Die genomischen Profilvergleiche der entsprechenden übereinstimmenden PDX und PDXO (Abbildung 2) zeigen eine hohe Korrelation von 94,92% in der Transkriptomexpression (mRNA) (epigenetisch) und eine hohe Konkordanz von 97,67% der DNA-Mutationen (WES) (genetisch), was auf eine allgemeine genomische Ähnlichkeit zwischen diesem Modellpaar hindeutet.
Beobachtete Ähnlichkeiten für die pharmakologischen Eigenschaften zwischen in vitro PDXO-CR2110 und in vivo PDX-CR2110
Arzneimittelsensitivitätstests wurden an PDXO-CR2110 in 384-Well-Platten durchgeführt, wobei die Ergebnisse in Abbildung 3A gezeigtwurden. PDXO-CR2110 war empfindlich gegenüber Irinotecan und resistent gegen Cisplatin, was mit den PDX-Behandlungsergebnissen (Abbildung 3B) übereinstimmte, wobei TGI (Tumorwachstumshemmung) bei Dosierungen von 100 mg/kg, i.p., Q3Dx3 für Irinotecan und 5 mg/kg, i.p., Q4Dx4 für Cisplatin 84,63% bzw. 6,61% beträgt. Diese beobachtete pharmakologische Konsistenz unterstützt die potenziell biologische Äquivalenz beider Modelle und kann für komplementäre pharmakologische Studien in vitro und in vivo verwendet werden.
Abbildung 1: Morphologie von PDXO-CR2110. (A) Morphologie der Lichtmikroskopie (zystischer Typ). (B,C) Histopathologie von PDXO-CR2110 bzw. PDX-CR2110. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Genomische Profile von PDXO-CR2110 vs. PDX-CR2110, WES und RNAseq. Oberes Panel: globale mRNA-Expressionskorrelation zwischen PDX-CR2110 und PDXO-CR2110 pro RNAseq. Unteres Panel: Tabelle der beiden mRNA-Expressionskorrelationen pro RNAseq und DNA-Mutationskonkordanz pro WES: PDX- vs PDXO-CR2110. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Pharmakologische Eigenschaften von PDXO-CR2110 in vitro und SC PDX-CR2110 in vivo. (A) PDXO-CR2110 in vitro Dosis-Wirkung auf die Testverbindungen. (B) Tumorwachstumshemmung induziert durch die gleichen Testverbindungen an CR2110 in vivo. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Die vorläufigen Daten für PDX-/PDXO-CR2110 in diesem Bericht unterstützen die biologische Äquivalenz zwischen PDX und seinem Derivat PDXO in Bezug auf Genomik, Histopathologie und Pharmakologie, da beide Modelle die Krankheitsformen darstellen, die vom ursprünglichen CSC des Patienten abgeleitet wurden. Beide Modelle sind patientenbasierte Krankheitsmodelle, die potenziell das klinische Ansprechen der Patienten10,11,12,21vorhersagen. Das aufeinander abgestimmte Paar von In-vitro- und In-vivo-Modellen kann sich für das In-vitro-Screening und die Validierung in vivo ergänzen, die Erfolgsrate der Arzneimittelentdeckung verbessern und möglicherweise die Fluktuationsraten in der klinischen Entwicklung reduzieren. Es ist erwähnenswert, dass PDXO es HTS jetzt ermöglichen kann, die Vorteile der verfügbaren großen, von Patienten abgeleiteten Organoidbibliotheken zu nutzen, bei denen PDXs aufgrund hoher In-vivo-Kosten und längerer Zeitpläne versagen. Unnötig zu sagen, dass eine abgestimmte PDX-PDXO-Bibliothek wahrscheinlich die Plattform der Wahl werden würde, um die Wirkstoffforschung und translationale Forschung in naher Zukunft zu unterstützen.
Die Konvertierung der vorhandenen Bibliothek von kommentierten PDX-Modellen könnte ein schneller und produktiver Ansatz zum Aufbau einer praktischen Organoidbibliothek durch den Einsatz eines industriellen Prozesses sein. Dieser Bericht konvertierte ein PDX in PDXO, um die Machbarkeit eines solchen Prozesses zu untersuchen, und die verwendete Methode könnte eine Grundlage sein, um einen groß angelegten Prozess zum Aufbau einer umfangreichen PDXO-Bibliothek zu unterstützen. Praktisch ähneln die Methoden zur Herstellung von PDXO im Allgemeinen der weit beschriebenen Methode zur Erzeugung von PDO18,mit Ausnahme der Quelle des Patientengewebes, die Mäuse sind.
Es gibt kritische Schritte, um sicherzustellen, dass PDXOs erfolgreich erstellt werden: 1) Die frischen PDX-Tumoren sind in kleine Stücke fragmentiert; 2) die für die Organoidkultur beschriebenen Kulturbedingungen, wie sie von Clevers und Kollegen beschriebenwerden,sind18,22, aber können für verschiedene Organoide angepasst werden; 3) verschiedene Organoide haben unterschiedliche Wachstumsraten, die sich auf die Dauer der Organoidkultur und -gesundheit sowie auf die Dauer der medikamentösen Behandlung auswirken; 4) Ein effektiver Assay zur Bestimmung des Mausgehalts im Vergleich zum menschlichen Inhalt ist absolut entscheidend, um sicherzustellen, dass die Kulturen größtenteils menschliches Organoid sind, da einige Kulturen unweigerlich eine anhaltende Kontamination von Mausgewebe / -zellen aufweisen können (in dem hier berichteten Fall gibt es eine minimale Kontamination des Mausgewebes, Daten nicht gezeigt). Die Kontamination von Mäusen könnte eine der wichtigsten Einschränkungen bei der Erstellung von PDXO-Biobanken sein, wenn keine effektiven Nachweis- und Entfernungsmethoden verwendet werden.
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Disclosures
Alle Autoren sind die derzeitigen Vollzeitmitarbeiter von Crown Bioscience, Inc.
Acknowledgments
Die Autoren danken Dr. Jody Barbeau, Federica Parisi und Rajendra Kumari für die kritische Lektüre und Bearbeitung des Manuskripts. Die Autoren danken auch dem Crown Bioscience Oncology in vitro und in vivo Team für ihren großen technischen Aufwand.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Advanced DMEM/F12 | Life Technologies | 12634028 | Base medium |
| DMEM | Hyclone | SH30243.01 | Washing medium |
| Collagenese type II | Invitrogen | 17101015 | Digest tumor |
| Matrigel | Corning | 356231 | Organoid culture matrix (Basement Membrane Extract, growth factor reduced) |
| N-Ac | Sigma | A9165 | Organoid culture medium |
| A83-01 | Tocris | 2939 | Organoid culture medium |
| B27 | Life Technologies | 17504044 | Organoid culture medium |
| EGF | Peprotech | AF-100-15 | Organoid culture medium |
| Noggin | Peprotech | 120-10C | Organoid culture medium |
| Nicotinamide | Sigma | N0636 | Organoid culture medium |
| SB202190 | Sigma | S7076 | Organoid culture medium |
| Gastrin | Sigma | G9145 | Organoid culture medium |
| Rspondin | Peprotech | 120-38-1000 | Organoid culture medium |
| L-glutamine | Life Technologies | 35050038 | Organoid culture medium |
| Hepes | Life Technologies | 15630056 | Organoid culture medium |
| penicillin-streptomycin | Life Technologies | 15140122 | Organoid culture medium |
| Y-27632 | Abmole | M1817 | Organoid culture medium |
| Dispase | Life Technologies | 17105041 | Screening assay |
| CellTiter-Glo 3D | Promega | G9683 | Screening assay (luminescent ATP indicator) |
| Multidrop dispenser | Thermo Fisher | Multidrop combi | Plating organoids/CellTiter-Glo 3D addition |
| Digital dispener | Tecan | D300e | Compound addition |
| Envision Plate reader | Perkin Elmer | 2104 | Luminescence reading |
| Balb/c nude mice | Beijing HFK Bio-Technology Co | ||
| RNAeasy Mini kit | Qiagen | 74104 | tRNA purification kit |
| DNAeasy Blood & Tissue Kit | Qiagen | 69506 | DNA purification kit |
| Histogel | Thermo Fisher | HG-4000-012 | Organoid embedding |
References
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