Summary
Стволовые клетки постоянно расследуются как потенциальные методы лечения для людей с повреждением миокарда, однако, их снижение жизнеспособности и удержания в травмированных тканях может повлиять на их долгосрочную эффективность. В этой рукописи мы описываем альтернативный метод доставки стволовых клеток в модели мурина травмы ишемии реперфузии.
Abstract
Существует значительный интерес к использованию стволовых клеток (СС) для восстановления сердечной функции у лиц с травмами миокарда. Чаще всего, сердечной терапии стволовыми клетками изучается путем доставки SCs одновременно с индукцией травмы миокарда. Однако этот подход представляет собой два существенных ограничения: ранняя враждебная провоспалительные ишемические условия могут повлиять на выживание пересаженных ЦП, и он не представляет собой сценарий инфаркта подостра, при котором, скорее всего, будут использоваться ЦП. Здесь мы описываем две части серии хирургических процедур для индукции ишемии-реперфузии травмы и доставки мезенхимальных стволовых клеток (MSCs). Этот метод введения стволовых клеток может позволить для более длительной жизнеспособности и удержания вокруг поврежденных тканей, минуя первоначальный иммунный ответ. Модель травмы ишемии реперфузии была вызвана у мышей сопровождается доставкой мезенхимальных стволовых клеток (3,0 х10 5), стабилически выражая репортер гена светлячок люцифераза под constitutively выраженный промоутер CMV, внутримойокардиально 7 дней спустя. Эти животные были изображены с помощью ультразвуковой и биолюминесцентной визуализации для подтверждения травмы и инъекции клеток, соответственно. Важно отметить, что при выполнении этого двух процедурного подхода к доставке SC не было дополнительной скорости осложнений. Этот метод введения стволовых клеток, коллективно с использованием самых известных генов репортера, может позволить in vivo исследование жизнеспособности и удержания пересаженных SCs в ситуации хронической ишемии обычно видели клинически, а также в обход первоначального провоспалительный ответ. Таким образом, мы установили протокол для задержки доставки стволовых клеток в миокард, который может быть использован в качестве потенциального нового подхода в содействии регенерации поврежденной ткани.
Introduction
Сердечно-сосудистые заболевания остаются наиболее распространенной причиной заболеваемости и смертности во всем мире. Сердечные ишемические события, как было установлено, наносят ущерб общей функции миокарда и окружающих клеток1. Только ̴0,45-1,0% кардиомиоцитов будет регенерировать каждый год после повреждения миокардапроисходит 2. Несмотря на растущий спрос и присущий акцент на разработке методов лечения, терапии помощи в регенерации поврежденных тканей было трудно установить и по-прежнемутребуют дальнейшей оптимизации 3,4,5. Терапия стволовыми клетками была введена в качестве альтернативного пути для омоложения поврежденных тканей после ишемического события; однако, выдвижение этих терапий было оспорено лимитированная выживаемость и хранение клеток к поврежденной зоне6.
Микрооквидение сердца после ишемического события можно охарактеризовать как гипоксическое, прооксидантное и провоспалительные, представляя враждебные условия для терапевтических стволовых клеток, чтобы приспособиться квыживанию 7,8. Как иммунный ответ срабатывает после травмы, наивные лимфоциты, макрофаги, нейтрофилов и тучных клеток пытаются восстановить повреждения путем удаления умирающих клеток и модуляции процессадля ткани ремоделирования 9,10,11. В течение первых 3 дней после ишемии, воспаление находится на пике с выпуском провоспалительных цитокинов с большим количеством нейтрофилов и моноцитовв области 10,12. После 7 дней, большая часть воспаления утихла, и переход к репаративным клеткам начинается, продолжая до тех пор, пока ремоделирование каскад завершен, примерно 14 дней умышей 13. Наш хирургический метод является потенциальным альтернативным подходом к внедрению биопрепаратов в миокард, чтобы обойти пик врожденного иммунного ответа после травмы ишемии реперфузии. В то же время, это позволит для изучения любых методов лечения в состоянии подострый / хронической ишемии, где могут быть различные переменные для рассмотрения по сравнению с острым инфарктом миокарда.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты проводились на самок мышей C57BL/6 в возрасте 10-12 недель и 20-25 г массы тела. Все процедуры животных соответствовали стандартам, заявленным в Руководстве по уходу и использованию лабораторных животных (Институт лабораторных ресурсов животных, Национальная академия наук, Bethesda, MD, США) и были одобрены Клиникой Майо Медицинского колледжа институционального ухода за животными и использования комитета (IACUC).
1. Подготовка и инкубация
- Автоклав всех хирургических инструментов перед операцией. Если несколько операций должны быть выполнены в один сеанс, очистить инструменты после каждого животного и повторно стерилизовать с помощью горячего стерилизатора бисера.
- Анестезировать мышей с 3,5-4% изофлюран на 1 л / мин O2 в индукционной камере.
- Администрирование бупренорфина SR 1 мг/кг (обезболивающее) подкожно, взвешивать животное, и ввести вес в вентилятор.
- Бритье левой стороны грудной клетки от грудины до уровня плеча и нанесите крем для удаления лишнего меха.
- При процедуре ишемии реперфузии сохраняем положительное давление конца срока действия (PEEP) на аппарате искусственной вентиляции легких при 2 смH2O. Для задержки инъекции клеток процедура изменения PEEP до 3 смH2 O, чтобыпредотвратить коллапс легких.
- Обижайте животное с помощью эндотрахеальной трубки 20 G, перенесите на контролируемую грелку для поддержания температуры тела 35-37 градусов по Цельсию.
- Поместите мышь на аппарат искусственной вентиляции легких в боковой лежачих местах с черепным концом слева и хвостовой конец справа.
- Поддерживайте анестезию на уровне 2-2,5% изофлюрана при 1 л/мин O2 на оставшуюся часть процедуры.
- Скраб хирургической области чередующихся между povidone йода и алкоголя тампоны три раза и применять офтальмологические мази для обоих глаз.
2. Ишемия травмы реперфузии
- Используя #10 скальпель лезвия сделать вертикальный разрез 2,5 мм справа от левого соска в поле зрения.
- С помощью ножниц прорезать поверхностные слои мышц до межреберных мышц и ребер видны.
- При подъеме ребер и окружающих тканей, прорезать межреберного пространства между 4-м и 5-м ребра, а затем вставить вярегатор век в открытое пространство.
- Убирайте перикард с помощью изогнутых типсов, перемещая легкие вверх и вне поле зрения.
- Визуализуйте артерию LAD и, используя 9-0 нейлоновый шов, пройдите через миокард под артерией 2,5 мм дистал к левой орке и завяжут свободный квадратный узел.
- Вырезать 1 см полиэтиленовых труб и поместить его в свободный узел.
- Закрепче шв вокруг трубки, подтвердите ишемию, затем отпустите через 35 мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: Подтвердите ишемию бледной и желудочковой аритмией. - После выпуска перевязки и удаления труб, ждать 5 минут, чтобы подтвердить reperfusion миокарда.
- Поместите 24 Г. И.В. катетер трубки в грудной полости одного межреберного пространства справа от отверстия.
- Закройте межреберный разрез с 6-0 абсорбируемым швом в простом прерванной картине.
- Закройте мышечный слой 6-0 абсорбируемым швом в непрерывном узоре шва.
- После закрытия поверхностного мышечного слоя, удалить грудную трубку при снятии воздуха из грудной полости с помощью 1 мл трубчатого шприца.
- Закройте разрез кожи 6-0 абсорбируемым швом в непрерывном горизонтальном рисунке матраса
ПРИМЕЧАНИЕ: Нейлоновые швы и прерывистый узор шва также могут быть использованы для слоя кожи. - Администрирование 1,5 мл теплого солевого подкожно и применять тройной антибиотик мази к месту разреза для предотвращения инфекции.
- Выключите изофлюран и дайте животному дышать через аппарат искусственной вентиляции легких на 100% O2, пока он не сможет дышать непрерывно без посторонней помощи.
- Перенесите мышь в клетку без постельных принадлежностей или клетку с крытыми постельными принадлежностями (бумажное полотенце или драпировка) на теплую площадку с температурой 35-37 градусов по Цельсию до полного выздоровления.
3. Мышь мезенхимальной доставки стволовых клеток
ПРИМЕЧАНИЕ: Штамм мышей, используемых для процедуры инбредной линии и считаются генетически идентичными. Мезенхимальные стволовые клетки были получены от животных того же штамма и, по протоколу дизайн, иммуносупрессия не была индуцирована1.
- Завершите подготовительные и итубационые шаги, как это было сделано ранее для первой процедуры.
- Снимите шов с слоя кожи с помощью ножниц и хлипок.
- С помощью #10 скальпеля сделайте разрез в том же месте, что и предыдущая операция.
- Продолжайте использовать скальпель, чтобы прорезать рубцовую ткань до тех пор, пока мышечный слой шва не будет виден
- С помощью ножниц и хлипок снимите шов и разрежьте мышечный слой открытым.
- Визуализу и удалить швы, держа ребра вместе и продолжать резки через межреберной мышцы от предыдущего разреза.
ПРИМЕЧАНИЕ: Легкие, возможно, прилипли к грудной стенке, если это произойдет, использовать тупые или изогнутые типсы, чтобы тщательно отделить и освободить их. - Поместите втягиватель век в межреберное пространство и найдите область предыдущей перевязки.
- Загрузите мезенхимальные стволовые клетки (3,0 х10 5),подвешенные в 20 МКЛ PBS, в шприц инсулина 30 Г, согните иглу немного по мере необходимости для правильного угла для инъекций.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мезенхимальные стволовые клетки (MSCs) были выделены из жировой ткани 4-6-недельных мышей C56BL/6. Ранние клетки прохода (p3) были трансдуцированы с вектором, выражаю выражал ген светлячка люциферазы под протором CMV, чтобы позволить мониторинг жизнеспособности клеток in vivo. Adipose полученных мыши MSC характеризовались цитометрии потока и клетки были положительными для CD44, CD29, CD90 и CD105, но отрицательный для гематопоэтического маркера CD4514. До инъекции, MSCs были культурны, по крайней мере один проход, чтобы избежать потери клеток от процесса оттаивания. - Двигаясь в направлении от вершины к основанию сердца вставьте шприц в пери-инфарктной области до открытия иглы полностью внутри миокарда.
- Оказавшись внутри медленно вводить клетки в миокард, подождите 3 с, а затем удалить иглу.
- Внимательно наблюдайте за сердцем в течение 3 минут, чтобы убедиться в том, что нет аномальных реакций на клетки, такие как фибрилляция желудочков.
- Поместите 24 G IV катетер трубки в грудной полости одного межреберного пространства справа от отверстия.
- Закройте межреберные, мышечные и кожные слои и удалите грудную трубку тем же методом, что и первая процедура.
- Администрирование 1,5 мл теплого солевого подкожно и применять тройной антибиотик мази к месту разреза для предотвращения инфекции.
- Выключите изофлюран и дайте животному дышать через вентилятор на 100% O2, пока он не сможет дышать непрерывно без посторонней помощи.
- Перенесите мышь в клетку без постельных принадлежностей или клетку с крытыми постельными принадлежностями (бумажное полотенце или драпировка) на теплую площадку с температурой 35-37 градусов по Цельсию до полного выздоровления.
4. Послеоперационный уход после обеих процедур
- Наблюдайте за животным непрерывно до тех пор, пока не будет установлено спонтанное дыхание, sternal recumbency и нормальное движение.
- Продолжайте наблюдение каждые 15-30 минут, по крайней мере 3 ч в день операции.
- Проверьте мышей на рану dehiscence или ненормальные боли один раз в день в течение 5 дней, а затем 2-3 раза в неделю.
- Если животное проявляет признаки боли (т.е. арочные назад, минимальное движение, гримасничая, или грязный мех) после 72 ч послеоперационного, обеспечить дополнительную дозу бупренорфина SR анальгетики.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ишемия реперфузия травмы была вызвана у мышей на 0 день, а затем послеоперационной эхокардиограммы и электрокардиограммы в день, предшествующий имплантации стволовых клеток. Ультразвуковой и электрокардиограммный анализ подтвердили инфаркт и снижение желудочковой контрактильной функции(рисунок 1A-D). Дальнейшее изучение данных показало, что фракция выброса и дробное сокращение были уменьшены у мышей, получивших ишемическую травму, в то время как конечные диастолические и систолические объемы увеличились(таблица 1). По сравнению с нормальным сердцем мыши(рисунок 2A), Массон Трихромное окрашивание миокарда ткани 7 дней после травмы(рисунок 2B) показали увеличение осаждения коллагена и истончение левой желудочковой стенки. Вторая процедура была проведена через 7 дней после травмы; мышам была дана инъекция интрамиокарда мезенхимальных стволовых клеток (3,0х 10 5 в 20 МЛ PBS), стабилизно выражая репортер гена светлячок люциферазы под составной выраженный промоутер CMV. В vivo биолюминесцентные изображения (BLI) этих мышей была завершена на следующий день после имплантации стволовых клеток для подтверждения успешной инъекции. Успешная доставка MSCs иллюстрируется сигналом BLI, по сравнению с мышами, которые индуцированных травмы ишемии реперфузии, но не получили MSCs (Цифры 3A, B). Эта двойная интервенционная процедура имела уровень истощения 22%, аналогичный тому, который наблюдался у животных, которые получали MSCs в остром сценарии.
Рисунок 1: Изображение функции сердца мышей. Ультразвуковой анализ мыши на базовом уровне(A) показывает равномерное сокращение левого желудочка миокарда по сравнению с мышью после травмы ишемии реперфузии (B), который показывает снижение желудочковой движения. По сравнению с базовой электрокардиограммой нормальной мыши(C),есть значительные сдвиги в сегменте ST мыши с травмой ишемии реперфузии(D), что указывает на снижение функции желудочков. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
| EF% | FS% | EDV (кл) | ESV (кл) | С.В. | |
| Базовой линии | от 74,19 до 1,2 | от 44,67 до 2 | от 23,8 до 3,6 | от 6,14 до 0,98 | от 17,68 до 2,7 |
| Пост-ИК | от 43,9 до 3,8 | от 30,65 до 3,8 | от 33,88 до 4,4 | от 18,11 до 1,4 | от 15,74 до 3,2 |
Таблица 1: Анализ эхокардиографии. Переменные выражаются как среднее - Стандартная ошибка среднего значения. EF: Фракция выброса, FS: Фракционные сокращения, EDV: Конец диастолического тома, ESV: Конец-систолический том, SV: Инсульт Том.
Рисунок 2: Гистологическое окрашивание сердечной ткани. Трихромного окрашивания массона миокарда в обычной мыши(А)не показывает повреждения сердечной ткани, в то время как мышь с травмой ишемии реперфузии(В)показывает увеличение осаждения коллагена и истончение в миокарде левого желудочка, поддерживая определение успешного инфаркта. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Биолюминесцентные изображения In vivo. Мышь с травмой ишемии, которая не получила внутримиокардную инъекцию стволовых клеток, не показала биолюминесцентного сигнала(A). Мышь с травмой ишемии реперфузии, которая получила задержку инъекции мезенхимальных стволовых клеток (CMV-FLUC) показал значительное количество сигнала (B). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Более 85 миллионов человек во всем мире страдают от сердечно-сосудистыхзаболеваний 3. Высокая распространенность этих ишемических явлений требует дальнейшего развития и расширения альтернативных методов лечения для содействия регенерации поврежденных тканей. Традиционные методы используют процедуру ишемии реперфузии в острой обстановке с последующим введения терапевтическихсредств 1. Воспалительные реакции находятся на пике между 3-4 дней после сердечного ишемического события, с инфильтрацией нейтрофилов, макрофагов, и увеличение цитокиновсигнализации 10,12. После этого периода дегрегации мертвых клеток, первичный иммунный ответ начинает спадать и переход к ремоделированияфазы 13. Кроме того, важно, чтобы методы лечения исследовались по тому же сценарию, что и в клинических условиях. В этой рукописи мы показываем репрезентативные результаты, полученные от ишемических мышей, чтобы продемонстрировать осуществимость и безопасность двойной хирургической процедуры, с задержкой инъекции MSCs. Мы считаем, что этот подход может быть использован не только для моделей ишемии миокарда животных, но и для животных моделей заболеваний, где воспаление может играть решающую роль, изменяя успех терапевтических стратегий, которые включают биопрепараты, такие как клеточной или лекарственной терапии.
Поэтому в этой рукописи мы описываем хирургический метод доставки стволовых клеток в инфаркт подостра, через 7-10 дней после индуцирования травмы ишемии реперфузии у мышей. Этот метод будет полезен в изучении жизнеспособности стволовых клеток и биологии в связи с различными стадиями иммунного ответа и в подостумной/хронической фазе процесса ишемической болезни. Модели Murine являются идеальными предметами для этого метода изучения с точки зрения воспроизводимости и удобства, однако, они могут иметь некоторые недостатки. Размер животного требует определенной степени хирургического мастерства, хотя, с практикой, эти процедуры могут быть успешно завершены.
Для выполнения процедур, представленных в этой рукописи, важно отметить некоторые ключевые шаги и замечания, необходимые для успешного завершения этих операций. Критическим шагом первой процедуры является перевязка левой передней нисходящей коронарной артерии (ЛАД) и размещение полиэтиленовых труб для достижения временной ишемии миокарда. Использование стерильных конические ватные тампоны наконечник для оказания давления на сердечную ткань дистальной к атриуму позволяет для повышения разграничения LAD. После того, как трубки на месте и шов плотно обеспечены, наблюдение аритмии и бледность ткани имеет важное значение для определения успешного индукции ишемии. Период ишемии и последующей реперфузии, как только шов выпущен, имеет важное значение для согласованности травмы у нескольких животных. Кроме того, во время второй описанной процедуры, инъекция мезенхимальных стволовых клеток должна быть выполнена с горизонтальными движениями в дистальной до проксимальной направлении. Из-за результирующего фиброза от первой процедуры, значительное, но устойчивое давление требуется, чтобы вставить иглу следуют медленной последовательной инъекции клеток, чтобы предотвратить шок. Наконец, обеспечение непрерывного тепла и дополнительных подкожных жидкостей перед пробуждением мышей от анестезии, предотвратит потерю тепла и поможет в замене любой крови, потерянной во время процедур, а также общего восстановления животного.
В этой рукописи мы предоставляем протокол для завершения нескольких процедур в качестве метода введения стволовых клеток в качестве терапевтического лечения в муриновой модели хронической травмы ишемии. Использование этих хирургических процедур предлагает новый подход к доставке стволовых клеток во враждебную ишемическую среду после травмы, чтобы повысить их жизнеспособность с течением времени. Использование этого подхода для изучения терапии стволовыми клетками значительно дополнит другие исследования, ориентированные на использование SCs в острой обстановке. В заключение, описанный протокол успешно вызывает ишемическую травму и последующую задержку имплантации стволовых клеток для использования в качестве модели в доклиниковых исследованиях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторов нечего раскрывать.
Acknowledgments
Ни один.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
References
- Franchi, F., et al. The Myocardial Microenvironment Modulates the Biology of Transplanted Mesenchymal Stem Cells. Molecular Imaging Biology. , (2020).
- Bergmann, O., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 324 (5923), 98-102 (2009).
- Writing Group, M., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
- Gersh, B. J., Simari, R. D., Behfar, A., Terzic, C. M., Terzic, A. Cardiac cell repair therapy: a clinical perspective. Mayo Clinic Protocol. 84 (10), 876-892 (2009).
- Terzic, A., Behfar, A. Regenerative heart failure therapy headed for optimization. European Heart Journal. 35 (19), 1231-1234 (2014).
- Beegle, J., et al. Hypoxic preconditioning of mesenchymal stromal cells induces metabolic changes, enhances survival, and promotes cell retention in vivo. Stem Cells. 33 (6), 1818-1828 (2015).
- Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circulation Research. 111 (9), 1208-1221 (2012).
- Psaltis, P. J., et al. Noninvasive monitoring of oxidative stress in transplanted mesenchymal stromal cells. JACC Cardiovascular Imaging. 6 (7), 795-802 (2013).
- Peet, C., Ivetic, A., Bromage, D. I., Shah, A. M. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction. Cardiovasc Research. 16 (6), 1101-1112 (2020).
- Swirski, F. K., Nahrendorf, M. Cardioimmunology: the immune system in cardiac homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (12), 733-744 (2018).
- Zhang, Z., et al. Mesenchymal Stem Cells Promote the Resolution of Cardiac Inflammation After Ischemia Reperfusion Via Enhancing Efferocytosis of Neutrophils. Journal of the American Heart Association. 9 (5), 014397 (2020).
- Saxena, A., Russo, I., Frangogiannis, N. G. Inflammation as a therapeutic target in myocardial infarction: learning from past failures to meet future challenges. Translational Research. 167 (1), 152-166 (2016).
- Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction: From Inflammation to Fibrosis. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
