Summary

מוצלח בהדמיית סידן Vivo עם מיקרוסקופ מיניאטורי ראש הר באמיגדלה של עכבר מתנהג בחופשיות

Published: August 26, 2020
doi:

Summary

דימות סידן מיקרונדוסקופי In vivo הוא כלי רב ערך המאפשר ניטור בזמן אמת של פעילויות עצביות בבעלי חיים מתנהגים בחופשיות. עם זאת, יישום טכניקה זו על האמיגדלה היה קשה. פרוטוקול זה נועד לספק קו מנחה שימושי עבור מיקוד מוצלח תאי אמיגדלה עם מיקרוסקופ מיניאטורי בעכברים.

Abstract

ניטור בזמן אמת של פעילויות עצביות בבעלי חיים הנעים בחופשיות היא אחת הגישות המרכזיות לקשר פעילות עצבית להתנהגות. לשם כך, טכניקת דימות in vivo המזהה סידן חולף בנוירונים באמצעות מחווני סידן מקודדים גנטית (GECIs), מיקרוסקופ פלואורסצנטי מיניאטורי, ועדשת שבירה הדרגתית (GRIN) פותחה ויושמה בהצלחה על מבני מוח רבים1,2,3,4,5,6. טכניקת הדמיה זו חזקה במיוחד משום שהיא מאפשרת הדמיה סימולטנית כרונית של אוכלוסיות תאים מוגדרות גנטית לתקופה ארוכת טווח של עד מספר שבועות. למרות השימושיות, טכניקת הדמיה זו לא יושמה בקלות על מבני מוח המאתרים עמוק בתוך המוח כגון אמיגדלה, מבנה מוח חיוני לעיבוד רגשי וזיכרון פחד אסוציאטיבי7. ישנם מספר גורמים המקשה ליישם את טכניקת ההדמיה על האמיגדלה. לדוגמה, ממצאי תנועה מתרחשים בדרך כלל בתדירות גבוהה יותר במהלך ההדמיה שנערכה באזורי המוח העמוקים יותר מכיוון שמיקרוסקופ להרכבה על הראש המושתל עמוק במוח הוא יחסית לא יציב. בעיה נוספת היא כי החדר לרוחב ממוקם קרוב לעדשת GRIN המושתלת ותנועתו במהלך הנשימה עלולה לגרום לחפצי תנועה לא סדירים מאוד שלא ניתן לתקן בקלות, מה שמקשה על יצירת תצוגת הדמיה יציבה. יתר על כן, מכיוון שתאים באמיגדלה שקטים בדרך כלל במצב מנוחה או הרדמה, קשה למצוא ולמקד את תאי היעד המבטאים GECI באמיגדלה במהלך הליך baseplating להדמיה מאוחרת יותר. פרוטוקול זה מספק קו מנחה מועיל כיצד למקד ביעילות תאים המבטאים GECI באמיגדלה עם מיקרוסקופ מיניאטורי להרכבה על הראש להדמיה מוצלחת של סידן ויוו באזור מוח כה עמוק. יצוין כי פרוטוקול זה מבוסס על מערכת מסוימת (למשל, אינסקופיקס) אך אינו מוגבל אליה.

Introduction

סידן הוא שליח שני בכל מקום, ממלא תפקיד מכריע כמעט בכל פונקציות הסלולר8. בנוירונים, ירי פוטנציאלי פעולה וקלט סינפטי לגרום לשינוי מהיר של חינם תאיים [Ca2+]9,10. לכן, מעקב אחר סידן חולף מספק הזדמנות לפקח על פעילות עצבית. GECIs הם כלים רבי עוצמה המאפשרים ניטור [Ca2+] באוכלוסיות תאים מוגדרות ותאים פנים-תאיים11,12. בין סוגים רבים ושונים של מחוון סידן מבוסס חלבון, GCaMP, בדיקה Ca2 + המבוססת על מולקולת GFP אחת13, הוא GECI אופטימיזציה ביותר ולכן בשימוש נרחב. באמצעות סבבים מרובים של הנדסה, מספר גרסאות של GCaMP פותחה12,14,15,16. אנו משתמשים באחד GCaMP שפותחו לאחרונה, GCaMP7b, בפרוטוקול זה16. חיישני GCaMP תרמו רבות לחקר תפקודי מעגלים עצביים במספר אורגניזמים לדוגמה כגון הדמיה של Ca2 + חולפים במהלך הפיתוח17, בהדמיית vivo בשכבה קליפתית ספציפית18, מדידת דינמיקת מעגלים בלמידה מוטורית19 והדמיה של פעילות הרכב התא הקשורה לזיכרון הפחד האסוציאטיבי בהיפוקמפוס ובאמיגדלה20,21.

הדמיה אופטית של GECIs יש מספר יתרונות22. קידוד גנטי מאפשר ל-GECIs לבוא לידי ביטוי ביציבות לתקופה ארוכת טווח בקבוצת משנה ספציפית של תאים המוגדרים על ידי פרופיל גנטי או דפוסים ספציפיים של קישוריות אנטומית. הדמיה אופטית מאפשרת ניטור בו זמנית של מאות עד אלפי נוירונים בבעלי חיים. כמה מערכות הדמיה אופטית פותחו עבור הדמיה ואנליזה של GECIs בתוך המוח של עכברים מתנהגים בחופשיות עם מיקרוסקופים פלואורסצנטיים מיניאטוריים הר הראש21,23,24,25. למרות טכניקת ההדמיה האופטית in vivo המבוססת על GECIs, עדשת GRIN, ומיקרוסקופ מיניאטורי להרכבת ראש להיות כלי רב עוצמה ללמוד את הקשר בין פעילות מעגל עצבי והתנהגות, החלת טכנולוגיה זו על האמיגדלה כבר קשה בשל מספר בעיות טכניות הקשורות מיקוד עדשת GRIN לתאים המבטאים GECIs באמיגדלה מבלי לגרום חפצי תנועה להפחית באופן חמור את איכות רכישת התמונה ומציאת תאים המבטאים GECIs. פרוטוקול זה נועד לספק קו מנחה מועיל עבור הליכים כירורגיים של התקשרות baseplate והשתלת עדשת GRIN כי הם צעדים קריטיים להדמיית סידן אופטי vivo מוצלח באמיגדלה. למרות פרוטוקול זה מטרות האמיגדלה, רוב ההליכים המתוארים כאן הם בדרך כלל ישימים לאזורים אחרים במוח עמוק יותר. למרות שפרוטוקול זה מבוסס על מערכת מסוימת (למשל, Inscopix), ניתן להשיג בקלות את אותה מטרה עם מערכות חלופיות אחרות.

Protocol

כל ההליכים אושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי החיים במכון המדע והטכנולוגיה המתקדם של קוריאה. כל הניסויים בוצעו בהתאם להנחיית הוועדה המוסדית לטיפול בבעלי חיים ולשימוש בבעלי חיים. הערה: פרוטוקול זה מורכב משישה שלבים עיקריים: ניתוח הזרקת וירוסים, ניתוח השתלת עדשת GRIN, אימות השתלת…

Representative Results

אימות השתלת עדשת GRINלפני הצמדה כרונית של לוח הבסיס למוח על ידי מלט, השתלת עדשת GRIN צריכה להיות מאומתת. בבעלי חיים עם השתלת עדשה מוצלחת, הן תאי GCaMP מבטאים והן כלי דם נצפו בבירור בטווח מישור מוקדי שנקבע על ידי המרחק בין העדשה האובייקטיבית של מיקרוסקופ לבין עדשת GRIN מושתלת (<str…

Discussion

טכניקות ניתוח מיומנת חיוניות להשגת מוצלח בהדמיית סידן אופטי vivo עם מיקרוסקופיה מיניאטורית ראש הר באזורים עמוקים יותר במוח כגון האמיגדלה כפי שתיארנו כאן. לכן, למרות שפרוטוקול זה מספק קו מנחה לתהליכים כירורגיים ממוטבים של חיבור baseplate והשתלת עדשות GRIN, ייתכן שיהיה צורך בתהליכי אופטימיזציה נו?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים של קרן המדע והטכנולוגיה של סמסונג (פרויקט מספר SSTF-BA1801-10).

Materials

26G needle BD 302002 Surgery
AAV1-Syn-GCaMP7b-WPRE Addgene 104493-AAV1 Surgery
AAV2/1-CaMKiiα-GFP custom made Surgery
Acrylic-Dental cement (Ortho-jet Acrylic Pink) Lang 1334-pink Surgery & Baseplate Attachment
Air flow manipulator Neurotar NTR000253-04 Baseplate Attachment
Amoxicillin SIGMA A8523-5G Surgery
Baseplate INSCOPIX 1050-002192 Baseplate Attachment
Baseplate cover INSCOPIX 1050-002193 Baseplate Attachment
Behavioral apparatus (chamber) Coulbourn Instrument Testcage Behavior test
Behavioral apparatus (software) Coulbourn Instrument Freeze Frame Behavior test
Carbon cage Neurotar 180mm x 70mm Baseplate Attachment
Carprofen SIGMA PHR1452-1G Surgery
Data processing software INSCOPIX INSCOPIX Data Processing Software Baseplate Attachment & Behavior test
Dexamethasone SIGMA D1756-500MG Surgery
Drill Seyang marathon-4 Surgery
Drill bur ELA US1/2, Shank104 Surgery
Glass needle WPI PG10165-4 Surgery
GRIN lens (INSCOPIX Proview Lens Probe) INSCOPIX 1050-002208 Surgery
Hamilton Syringe Hamilton 84875 Surgery
Head plate Neurotar Model 5 Surgery
Hex-key INSCOPIX 1050-004195 Baseplate Attachment
Laptop computer Samsung NT950XBV Surgery & Baseplate Attachment
Lens holder, Stereotaxic rod (INSCOPIX proview implant kit) INSCOPIX 1050-004223 Surgery
Microscope gripper INSCOPIX 1050-002199 Baseplate Attachment
Microscope, DAQ software, hardware INSCOPIX nVista 3.0 Baseplate Attachment & Behavior test
Mobile homecage Neurotar MHC V5 Baseplate Attachment
Moterized arm Neurostar Customized Surgery
Moterized arm software Neurostar Customized Surgery
NI board National instrument Behavior test
Removable epoxy bond WPI Kwik-Cast Surgery
Resin cement (Super-bond) Sun medical Super bond C&B Surgery
Skull screw Stoelting 51457 Surgery
Stereotaxic electrode holder ASI EH-600 Surgery
Stereotaxic frame Stoelting 51600 Surgery
Stereotaxic manipulator Stoelting 51600 Baseplate Attachment

References

  1. Gonzalez, W. G., Zhang, H., Harutyunyan, A., Lois, C. Persistence of neuronal representations through time and damage in the hippocampus. Science. 365 (6455), 821-825 (2019).
  2. Ghandour, K., et al. Orchestrated ensemble activities constitute a hippocampal memory engram. Nature Communications. 10 (1), 2637 (2019).
  3. Grundemann, J., et al. Amygdala ensembles encode behavioral states. Science. 364 (6437), (2019).
  4. Krabbe, S., et al. Adaptive disinhibitory gating by VIP interneurons permits associative learning. Nature Neuroscience. 22 (11), 1834-1843 (2019).
  5. Betley, J. N., et al. Neurons for hunger and thirst transmit a negative-valence teaching signal. Nature. 521 (7551), 180-185 (2015).
  6. Jennings, J. H., et al. Visualizing hypothalamic network dynamics for appetitive and consummatory behaviors. Cell. 160 (3), 516-527 (2015).
  7. LeDoux, J. E. Emotion circuits in the brain. Annual Review of Neuroscience. 23, 155-184 (2000).
  8. Burgoyne, R. D. Neuronal calcium sensor proteins: generating diversity in neuronal Ca2+ signalling. Nature Reviews Neuroscience. 8 (3), 182-193 (2007).
  9. Miyakawa, H., et al. Synaptically activated increases in Ca2+ concentration in hippocampal CA1 pyramidal cells are primarily due to voltage-gated Ca2+ channels. Neuron. 9 (6), 1163-1173 (1992).
  10. Denk, W., Yuste, R., Svoboda, K., Tank, D. W. Imaging calcium dynamics in dendritic spines. Current Opinion in Neurobiology. 6 (3), 372-378 (1996).
  11. Mank, M., et al. A genetically encoded calcium indicator for chronic in vivo two-photon imaging. Nature Methods. 5 (9), 805-811 (2008).
  12. Akerboom, J., et al. Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics. Frontiers in Molecular Neuroscience. 6, 2 (2013).
  13. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 19 (2), 137-141 (2001).
  14. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  15. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  16. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nature Methods. 16 (7), 649-657 (2019).
  17. Zariwala, H. A., et al. A Cre-dependent GCaMP3 reporter mouse for neuronal imaging in vivo. Journal of Neuroscience. 32 (9), 3131-3141 (2012).
  18. Mittmann, W., et al. Two-photon calcium imaging of evoked activity from L5 somatosensory neurons in vivo. Nature Neuroscience. 14 (8), 1089-1093 (2011).
  19. Huber, D., et al. Multiple dynamic representations in the motor cortex during sensorimotor learning. Nature. 484 (7395), 473-478 (2012).
  20. Grewe, B. F., et al. Neural ensemble dynamics underlying a long-term associative memory. Nature. 543 (7647), 670-675 (2017).
  21. Cai, D. J., et al. A shared neural ensemble links distinct contextual memories encoded close in time. Nature. 534 (7605), 115-118 (2016).
  22. Lin, M. Z., Schnitzer, M. J. Genetically encoded indicators of neuronal activity. Nature Neuroscience. 19 (9), 1142-1153 (2016).
  23. Zhang, L., et al. Miniscope GRIN Lens System for Calcium Imaging of Neuronal Activity from Deep Brain Structures in Behaving Animals. Current Protocols in Neuroscience. 86 (1), 56 (2019).
  24. Jacob, A. D., et al. A Compact Head-Mounted Endoscope for In vivo Calcium Imaging in Freely Behaving Mice. Current Protocols in Neuroscience. 84 (1), 51 (2018).
  25. Ghosh, K. K., et al. Miniaturized integration of a fluorescence microscope. Nature Methods. 8 (10), 871-878 (2011).
  26. Xiong, B., et al. Precise Cerebral Vascular Atlas in Stereotaxic Coordinates of Whole Mouse Brain. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 128 (2017).
  27. Mukamel, E. A., Nimmerjahn, A., Schnitzer, M. J. Automated analysis of cellular signals from large-scale calcium imaging data. Neuron. 63 (6), 747-760 (2009).
  28. Millhouse, O. E., DeOlmos, J. Neuronal configurations in lateral and basolateral amygdala. Neuroscience. 10 (4), 1269-1300 (1983).
  29. McDonald, A. J. Neuronal organization of the lateral and basolateral amygdaloid nuclei in the rat. Journal of Comparative Neurology. 222 (4), 589-606 (1984).
  30. McDonald, A. J. Neurons of the lateral and basolateral amygdaloid nuclei: a Golgi study in the rat. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 293-312 (1982).

Play Video

Cite This Article
Lee, H., Han, J. Successful In vivo Calcium Imaging with a Head-Mount Miniaturized Microscope in the Amygdala of Freely Behaving Mouse. J. Vis. Exp. (162), e61659, doi:10.3791/61659 (2020).

View Video