Summary
Es werden verschiedene Verfahren zur Herstellung von Nanopartikeln für die Oberflächenanalyse vorgestellt (Tropfenguss, Spinbeschichtung, Abscheidung aus Pulvern und Kryofixierung). Wir diskutieren die Herausforderungen, Chancen und Anwendungsmöglichkeiten jeder Methode, insbesondere im Hinblick auf die Veränderungen der Oberflächeneigenschaften, die durch die verschiedenen Präparationsmethoden verursacht werden.
Abstract
Nanopartikel haben in den letzten Jahren aufgrund ihres Potenzials und ihrer Anwendung in verschiedenen Bereichen wie Medizin, Kosmetik, Chemie und ihres Potenzials, fortschrittliche Materialien zu ermöglichen, zunehmend an Aufmerksamkeit gewonnen. Um die physikalisch-chemischen Eigenschaften und möglichen nachteiligen Auswirkungen von Nanopartikeln effektiv zu verstehen und zu regulieren, müssen validierte Messverfahren für die verschiedenen Eigenschaften von Nanopartikeln entwickelt werden. Während Verfahren zur Messung der Größe und Größenverteilung von Nanopartikeln bereits etabliert sind, gibt es noch keine standardisierten Methoden zur Analyse ihrer Oberflächenchemie, obwohl der Einfluss der Oberflächenchemie auf die Eigenschaften von Nanopartikeln unbestritten ist. Insbesondere die Lagerung und Aufbereitung von Nanopartikeln für die Oberflächenanalyse beeinflusst stark die Analyseergebnisse verschiedener Methoden, und um konsistente Ergebnisse zu erhalten, muss die Probenvorbereitung sowohl optimiert als auch standardisiert werden. In diesem Beitrag stellen wir im Detail einige Standardverfahren zur Vorbereitung von Nanopartikeln für die Oberflächenanalytik vor. Prinzipiell können Nanopartikel auf einem geeigneten Substrat aus Suspension oder als Pulver abgeschieden werden. Silizium (Si) -Wafer werden häufig als Substrat verwendet, jedoch ist ihre Reinigung für den Prozess von entscheidender Bedeutung. Für die Probenvorbereitung aus Suspension werden wir drop-casting und spin-coating diskutieren, wobei nicht nur die Sauberkeit des Substrats und die Reinheit der Suspension, sondern auch ihre Konzentration eine wichtige Rolle für den Erfolg der Präparationsmethodik spielen. Für Nanopartikel mit empfindlichen Ligandenhüllen oder Beschichtungen ist die Abscheidung als Pulver besser geeignet, obwohl diese Methode besondere Sorgfalt bei der Fixierung der Probe erfordert.
Introduction
Nanomaterialien sind definiert als Materialien mit einer äußeren Dimension zwischen 1 nm und 100 nm oder mit einer inneren oder Oberflächenstruktur auf dieser Skala1. Aufgrund der einzigartigen Eigenschaften, die sich unter anderem aus ihrem kleinen Maßstab und ihrer entsprechend großen Oberfläche ergeben, finden sie zunehmend Verwendung in einer Vielzahl von Bereichen, darunter Landwirtschaft, Chemie, Automobilbau, Kosmetik, Umwelt, Medizin, Druck, Energie und Textilien. Diese verstärkte Nutzung bedeutet, dass sowohl Mensch als auch Umwelt in bisher unbekanntem Umfang diesen Materialien ausgesetzt sein werden, deren toxikologische Eigenschaften noch nicht vollständig bekannt sind und deren Größe ihre einfache Integration in biologische oder Umweltsysteme ermöglicht2.
Nach den grundlegenden Eigenschaften der Oberfläche und der Partikelgrößen-/Größenverteilung wurden Oberflächenchemie und Beschichtungen als die wichtigsten Eigenschaften von Nanomaterialien identifiziert3; kleinere Partikel haben eine höhere Oberfläche pro Masseneinheit und damit ein höheres Verhältnis von Oberflächen- zu Bulk-Atomen. In der Tat können für Nanopartikel von 1 nm Größe über 70% der Atome an Ecken oder Kanten gefunden werden; Dies beeinflusst stark Oberflächeneigenschaften wie die Chemisorption, die stark von der atomaren Oberflächenmorphologie abhängt4. Vorschriften, die sich mit Nanomaterialien befassen, erfordern genaue Daten über physikalisch-chemische Eigenschaften und zuverlässige Schätzungen der toxikologischen Eigenschaften dieser Materialien. Um toxikologische Eigenschaften aus physikalischen und chemischen Eigenschaften von Nanomaterialien effizient abschätzen zu können, benötigt die Nanomaterialgemeinschaft zuverlässige, standardisierte und verifizierte Analyseverfahren. Projekte wie ACEnano5 zielen darauf ab, genaue und überprüfbare physikalische Daten von Nanopartikeln in einem Rahmen zu sammeln und zu korrelieren, der eine bessere Regulierung und Charakterisierung von Nanomaterialien ermöglicht. Dieses Streben nach standardisierten Analyseverfahren wurde auch von den Herausgebern von ACS Nano unterstützt, die "Methoden der Charakterisierung und Mindestanalyse von Materialien konsolidieren und vereinbaren wollen6". Darüber hinaus bieten XPS und ToF-SIMS neue Möglichkeiten zur Aufklärung der Partikelarchitektur von Core-Shell-Nanopartikeln7,8.
Röntgen-Photoelektronenspektroskopie (XPS) und Time-of-Flight-Sekundärionen-Massenspektrometrie (ToF-SIMS), verglichen in Tabelle 1, sind etablierte Methoden zur Untersuchung von Oberflächenatomen. Im XPS wird die Probe mit Röntgenstrahlen mit einer Energie zwischen 1 und 2 keV bestrahlt, was aufgrund des photoelektrischen Effekts zu einer Emission von Elektronen führt. Diese emittierten Elektronen, die eine kinetische Energie im gleichen Bereich haben, korrelieren mit der Bindungsenergie der Elektronen im Festkörper; das Auftreten von Photoelektronen bei diesen definierten Bindungsenergien und messbaren Intensitäten erlaubt daher eine quantitative Analyse der Zusammensetzung. Da der mittlere freie Weg dieser Photoelektronen unter 10 nm liegt, ist XPS eine sehr oberflächenempfindliche Technik für die quantitative Analyse. Darüber hinaus ermöglicht die detaillierte Analyse der Bindungsenergien in hochaufgelösten Spektren die quantitative Bestimmung der Valenzzustände dieser Elektronen.
Bei ToF-SIMS wird die Oberfläche mit einem fokussierten Ionenstrahl (Primärionen) gesputtert, wobei die aus dem Material ausgestoßenen Ionen (Sekundärionen) gesammelt und in einem Flugzeit-Massenspektrometer analysiert werden. Das erhaltene Masse-Ladungs-Muster ermöglicht die Bestimmung der elementaren, isotopischen oder molekularen Zusammensetzung. Aufgrund des mittleren freien Weges der Sekundärionen ist auch diese Technik sehr oberflächenempfindlich und hat eine Informationstiefe von 1–2 nm, ist aber aufgrund des Matrixeffekts, bei dem die Ionisationswahrscheinlichkeit (und damit die Ausbeute) von Sekundärionen stark von ihrer umgebenden Matrix beeinflusst wird, bestenfalls semi-quantitativ. ToF-SIMS kann entweder im statischen oder dynamischen Modus betrieben werden; Der Unterschied zwischen den beiden ist der primäre Ionenfluss, der auf die Oberfläche einwirkt. Statische SIMS hält den primären Ionenfluss auf einem Niveau, das maximal 1% -10% der Oberfläche beeinflusst (d. h. Fragmente); die Oberfläche bleibt relativ ungestört, was eine Analyse der obersten atomaren Materialschichten ermöglicht. Da selbst statische SIMS eine gewisse Zerstörung an der Oberfläche verursacht, wird sie als weniger "zerstörungsfrei" der beiden Methoden angesehen.
Diese oberflächenempfindlichen Techniken ermöglichen die Analyse der ersten Nanometer des Materials, einschließlich absichtlicher oder unbeabsichtigter Beschichtungen, die bei Nanomaterialien die Materialeigenschaften erheblich beeinflussen können. Beispiele für absichtliche Beschichtungen sind das Verschließen von Schichten auf Quantenpunkten, um die Photolumineszenz-Quantenausbeute zu verbessern und die Umweltreaktivität zu reduzieren9, Aluminiumoxid- oder Kieselsäurebeschichtungen zur Verhinderung der photokatalytischen Aktivität von Titania-Nanopartikeln in Sonnenblockern10, Oberflächenfunktionalisierung zur Ermöglichung der Biokonjugation und anschließender biologischer Aktivität11, Beschichtungen für diagnostische und Arzneimittelabgabeanwendungen12 und Fluorkohlenstoffbeschichtungen auf magnetischen Partikeln für Ferrofluide und metallische Kernsysteme zur Verbesserung der Katalysatoreigenschaften13. Unbeabsichtigte Beschichtungen wie Oxidation, Oberflächenkontamination oder Proteinkorona in biologischen Systemen haben einen ähnlich starken Einfluss auf die Eigenschaften von Nanopartikeln, und es ist entscheidend, dass experimentelle Präparationsverfahren sicherstellen, dass die Beschichtung und allgemeiner die Oberflächenchemie des Nanomaterials nicht zerstört oder transformiert wird. Es ist auch wichtig, die Eigenschaften der Nanopartikel zu bewerten, da sie in-situ sind, da ihre Eigenschaften durch die Änderung drastisch verändert werden können2,14,15. Darüber hinaus kann die Konzentration von Stabilisatoren in der Nanopartikelsuspension die Analyse und strukturelle Integrität der Nanopartikel dramatisch beeinflussen; Das Vorhandensein eines Stabilisators kann zu großen unerwünschten Signalen (z. B. C, H, O und Na) in der Analyse führen, während seine Entfernung zu einer Beschädigung oder Agglomeration der Nanopartikel führen kann.
Aufgrund ihrer Größe und Oberfläche beeinflussen die Lagerbedingungen von Nanopartikeln auch ihr Verhalten, sowohl als gelagerte Pulver/Suspensionen als auch als präparierte Proben. Die Wirkung suboptimaler Lagerbedingungen, insbesondere der Lagerung bei Raumtemperatur und der Lichtexposition, hat in verschiedenen Studien gezeigt, dass sie einen Abbau der Nanopartikel verursachen, von dem gezeigt wurde, dass er die physikalischen, chemischen und/oder toxikologischen Eigenschaften der Partikel verändert14,15,16,17,18 . Es wurde gezeigt, dass kleinere Nanopartikel schneller oxidieren als größere mit Oxidations-/Abbauraten, die von den Lagerbedingungen15 und der Oberflächenchemie abhängen14. Es hat sich gezeigt, dass die Auswirkungen des Nanopartikelabbaus während der Lagerung die physikalisch-chemischen Eigenschaften einschließlich der Toxizität signifikant beeinflussen14, während das oxidative Wachstum auf Kosten des Kerns nach innen verlaufen kann15.
Die sorgfältige Lagerung und Aufbereitung von Nanomaterialien ist daher für eine genaue Oberflächenanalyse unerlässlich, und alle Faktoren, die die Probenoberfläche und/oder die Qualität der Messungen beeinflussen könnten, sollten sorgfältig abgewogen werden. Zu beachten ist, dass aufgrund der relativ geringen räumlichen Auflösung von XPS (im μm-Bereich) und ToF-SIMS (einige hundert nm) nur eine kleine Teilmenge der Nanopartikel untersucht werden kann; Diese Methoden werden über eine Fläche gemittelt und haben nicht die Fähigkeit, einzelne Partikel abzubilden, wie es mit Techniken wie der Elektronenmikroskopie möglich ist. Aus diesem Grund erfordert jede Analyse die Abscheidung der Nanopartikel in einer kontinuierlichen Schicht, um sicherzustellen, dass keine Interferenzen durch das Substrat auftreten. Elektronenmikroskopie und XPS/ToF-SIMS werden daher häufig zusammen als komplementäre Methoden für die Nanomaterialanalyse eingesetzt.
Abgesehen von Veränderungen in der Oberflächenchemie bestehen die größten Herausforderungen bei der Vorbereitung von Nanopartikelproben für die XPS- und ToF-SIMS-Analyse darin, eine Schicht herzustellen, die: homogen ist, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen; lückenlos, um den Beitrag des Substrats zu den Spektren zu minimieren; dünn genug, um Ladeeffekte zu vermeiden (für nicht leitende Proben); und sicher am Substrat befestigt, um zu verhindern, dass freie Nanopartikel in Ultrahochvakuuminstrumente eindringen und diese beschädigen
Nanopartikel können aus Suspension oder als Pulver auf dem Substrat abgeschieden werden. Zunächst werden wir die verschiedenen Methoden zur Abscheidung von Nanopartikeln aus Suspension diskutieren. Siliziumwafer sind ein häufig verwendetes Substrat für die Suspensionsabscheidung, da sie relativ billig sind, als hochreines Produkt aus reinem oder dotiertem Silizium leicht verfügbar sind (Dotierung vermeidet Ladeeffekte), und für die meisten Nanopartikel überlappen sich die spektralen Peaks nicht mit den für Nanopartikel typischen Peaks. Dieser letzte Punkt ist wichtig; Vor der Analyse sollte sichergestellt werden, dass die Substratpeaks gut von den von den Nanopartikeln erwarteten Peaks getrennt sind, da sonst die Interpretation der Spektren kompliziert oder unmöglich ist und die kontinuierliche Abdeckung des Substrats durch die Nanopartikel nicht verifiziert werden kann. Vor dem Einsatz von Siliziumwafern ist ein umfangreiches Reinigungsverfahren (beschrieben in dieser Publikation) notwendig, um (organische) Verunreinigungen zu entfernen und die Oberflächenbenetzbarkeit zu erhöhen. Andere geeignete Substrate wie Goldfilme, hochgeordneter pyrolytischer Graphit (HOPG) oder Indiumfolien wurden erfolgreich eingesetzt, aber eine Diskussion über ihre Herstellung würde den Rahmen dieser Arbeit sprengen19,20,21,22.
Zweitens stellen wir Methoden zur Abscheidung von Nanopartikelpulvern auf einem Substrat für die XPS- und ToF-SIMS-Analyse vor und stellen die Vor- und Nachteile jeder Methode vor, so dass Forscher, die mit den Techniken vertraut sind, die optimale Präparationsmethode für ihre Zwecke finden können. Drittens diskutieren wir die Kryofixierung, die eine geeignete Vorbereitungsmethode ist, um Merkmale wie das Agglomerationsverhalten, die organische Korona, die fest-wässrige Grenzfläche23,24 oder die Verteilung von NPs in biologischen Medien25 zu erhalten.Die Kryofixierung, typischerweise das schnelle Einfrieren von Material in einem flüssig stickstoffgekühlten Kryogen und die Analyse im gefrorenen-hydratisierten Zustand, ermöglicht die Analyse und Visualisierung von Nanopartikeln direkt in komplexen Matrizen. Dieses Verfahren verursacht keine Eiskristallbildung, sondern bildet amorphes Eis, das Membranen und Zell- und Gewebestrukturen in ihrem nativen biologischen Zustand hält, Schäden durch Wasserkristallisationsprozesse vermeidet und die genaue chemische Verteilung aller Zellmetaboliten und Zellmembranverbindungen aufrechterhält26,27,28 . Dieses Herstellungsverfahren kann von besonderem Interesse sein, um eine genaue chemische Karte des tatsächlichen NP-Agglomerats oder Heteroagglomerats darzustellen, den genauen chemischen Raum in unmittelbarer Nähe des Nanopartikels direkt in suspension zu visualisieren oder entweder zellgewebespezifische Merkmale oder intrazelluläre Kompartimente innerhalb von NP-Agglomeraten oder Heteroagglomeraten zu korrelieren.
Wie die in dieser Arbeit vorgestellten Ergebnisse zeigen, hängt das im Einzelfall am besten geeignete Verfahren von einer Vielzahl von Parametern wie hydrophilie, Stabilität, Leitfähigkeit, Zustand (z. B. Pulver oder Suspension) und der vorliegenden analytischen Fragestellung (z. B. Größe, Volumeneigenschaften oder Oberflächenbeschichtungen) der Nanopartikel ab. Hier wird eine Vielzahl von Methoden vorgestellt, die zur Erstellung von NPs für die Oberflächenanalyse sowie zum Vergleich ihrer Vor- und Nachteile verwendet werden können.
Protocol
VORSICHT: Die toxikologischen Eigenschaften von Nanopartikeln werden noch untersucht; Aufgrund ihrer Größe können sie sowohl für den Menschen als auch für die Umwelt einzigartige Gefahren darstellen, auch wenn sie aus an sich nicht gefährlichen Stoffen bestehen. Vor Arbeiten mit Nanopartikeln sollte eine ordnungsgemäße Risikobewertung durchgeführt und je nach Gefährdungsgrad der zu untersuchenden Materialien geeignete technische Kontrollen, Laborverfahren und PSA (persönliche Schutzausrüstung) eingeführt werden29,30,31,32.
1. Zubereitung von Si-Wafern
HINWEIS: Diese Schritte sind notwendig, um unerwünschte (organische) Verunreinigungen zu entfernen und die Oberflächenbenetzbarkeit zu erhöhen. Alle verwendeten Lösungsmittel sollten mindestens ACS-Qualität sein. Ein Standard-Beschallungsbad (35 kH und 120 Watt) ist geeignet.
- Nasschemische Reinigung von Si-Wafern
- Den Si-Wafer für 5 min in ein Becherglas mit Isopropanol und Ultraschall geben.
- Geben Sie den Si-Wafer mit einer Alkaliglas-Reinigungslösung und Ultraschall für 10 min in ein Becherglas.
- Die Waffel in ein Becherglas mit Reinstwasser geben. Wechseln Sie das Wasser 10 Mal, indem Sie das Wasser ausgießen und den Becher nachfüllen; die Si-Wafer bleiben aufgrund des Kapillareffekts am Boden.
- Trocknen Sie den Wafer mit sauberem N2-Gas .
HINWEIS: Die Trocknung mit N2 verhindert die Bildung von "Kaffeeringen" und anderen Artefakten durch die Wassertrocknung. - Den Wafer in ein zweites Becherglas mit Isopropanol und Ultraschall für 10 min geben.
- Trocknen Sie den Wafer mit sauberem N2-Gas .
- Den Wafer für 10 min in ein Becherglas mit Ethanol und Ultraschall geben.
- Trocknen Sie den Wafer mit sauberem N2-Gas . Das Protokoll kann hier pausiert werden.
- Plasma- oder UV/Ozon-Reinigung von Siliziumwafern
- Den Si-Wafer in das Plasma oder den UV/Ozon-Reiniger einführen und für 30 min einschalten.
HINWEIS: Wafer sollten unmittelbar vor Gebrauch plasma- oder UV/ozon-gereinigt werden.
- Den Si-Wafer in das Plasma oder den UV/Ozon-Reiniger einführen und für 30 min einschalten.
2. Ablagerung von Nanopartikeln aus Suspension
HINWEIS: Der häufigste Expositionsweg für Nanopartikel ist die Inhalation. Durch die Arbeit mit Aufhängungen können Expositionsgefahren minimiert werden.
- Herstellung von Nanopartikelsuspension aus Pulver
HINWEIS: Alle hier beschriebenen Mengen sind Beispiele. Das Verfahren sollte für die jeweils verwendeten Nanopartikel optimiert werden.- 15 mg Nanopartikelpulver (± 10%) genau in ein 10-ml-Röhrchen einwiegen.
- Präzises Einwiegen von ca. 8 ml Reinstwasser.
- Das Röhrchen verschließen, in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen mit Papiertuch packen und bei 3.000 U/min in den Wirbeler legen.
- Drop-Casting von elektrisch leitfähigen Nanopartikeln aus wässriger Suspension
- Legen Sie den Wafer für 30 min in den UV/Ozon-Reiniger.
- Legen Sie den Wafer in eine Hälfte des Waferhalters und legen Sie einen 3 μL Tropfen Nanopartikelsuspension in die Mitte des Rings.
- Montieren Sie einen Viton O-Ring mit einem Durchmesser von 6,07 mm auf dem Wafer um das Tröpfchen. Achten Sie darauf, dass der Ring den Tropfen nicht berührt.
- Legen Sie den Wafer in einen Vakuum-Exsikkator unter einem Vakuum von 4 mbar für 15 min, um den Wafer zu trocknen.
- Entfernen Sie den Wafer aus dem Exsikkator und untersuchen Sie mit Lichtmikroskopie und XPS, ob die Partikelschicht homogen und geschlossen ist. Wiederholen Sie die Schritte 2.2.1 und 2.2.2, bis die Analyse eine geschlossene und homogene Schicht ergibt. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
- Spin-Beschichtung von elektrisch nicht leitenden Nanopartikeln aus wässriger Suspension
- Legen Sie den Wafer für 30 min in den UV/Ozon-Reiniger.
HINWEIS: Durch das Beschichten von Suspensionen unterschiedlicher Konzentrationen unter Verwendung desselben Protokolls können unterschiedliche Oberflächenabdeckungsgrade erreicht werden. - Programmieren Sie den Spin-Coater. Ein geeignetes Beispielprogramm ist: Schritt 1: 500 U/min Rampe auf 1.000 U/min (5 s); Schritt 2: 1.000 U/min/s Rampe auf 2.000 U/min (3 min); Schritt 3: Verzögerung bei 2.000 U/min/s auf 0 U/min.
- Legen Sie den Wafer in den Spin-Coater und schalten Sie das Vakuum zur Fixierung ein.
- Geben Sie 80 μL der Suspension auf dem Wafer ab und starten Sie das Programm.
- Nehmen Sie den Wafer aus dem Spin-Coater.
- Lagern Sie die Probe in einem neuen, sauberen Wafertray. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
- Analysieren Sie die Probe mit REM, um die lückenlose Abdeckung des Substrats zu bestätigen.
- Legen Sie den Wafer für 30 min in den UV/Ozon-Reiniger.
3. Abscheidung von Nanopartikeln aus Pulver
- Abscheidung von Nanopartikeln auf doppelseitigen Klebebändern ("Stick and Go")
- Befestigen Sie den doppelseitigen Klebstoff am Probenhalter und entfernen Sie den Liner.
- Nehmen Sie eine Spatelspitze des Nanopartikelpulvers und tauchen Sie es auf den Klebstoff.
- Verteilen Sie die Probe über den Klebstoff und drücken Sie sie mit dem Spatel in den Klebstoff, bis so viel Pulver wie möglich haftet.
- Überprüfen Sie, ob das Pulver am Wasserhahn befestigt ist, indem Sie den Probenhalter umdrehen und klopfen und einen Gasstrom (z. B. Stickstoff) darüber blasen. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
HINWEIS: Alternativ kann eine kleine Menge Pulver auf eine gereinigte Oberfläche (Alufolie oder Glasobjektträger) gegeben und von oben mit dem Klebstoff und dem doppelseitigen Probenhalter gepresst werden. - Legen Sie eine Spatelspitze des Pulvers auf die gereinigte Oberfläche. Drücken Sie den Probenhalter mit dem Klebstoff von oben auf das Pulver.
- Überprüfen Sie, ob das Pulver am Wasserhahn befestigt ist, indem Sie den Probenhalter umdrehen und klopfen und einen Gasstrom (z. B. Stickstoff) darüber blasen. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
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Herstellung von gepressten Pulverpellets
- Reinigen Sie alle Teile der Pelletdüse gründlich und achten Sie darauf, die polierte Oberfläche nicht zu zerkratzen.
- Drehen Sie die Pelletdüse um und ruhen Sie auf einem kleinen Abstandhalter.
- Setzen Sie den Kolben und ein Edelstahlpellet mit polierter Seite nach oben ein und ziehen Sie den Kolben durch, bis genügend Platz zum Füllen mit der pulverförmigen Probe vorhanden ist.
- Füllen Sie die Matrize mit einer kleinen Menge Probe (1 große Spatelspitze) und legen Sie dann das zweite Edelstahlpellet mit der polierten Seite zur Probe.
- Legen Sie die Basis auf den Körper und kehren Sie vorsichtig um. Wenn ein Vakuum gewünscht und verfügbar ist, befestigen Sie die Vakuumpumpe an der Basis der Pelletdüse.
- Legen Sie die Matrize in eine Presse und stellen Sie sicher, dass sie zentriert ist.
- Tragen Sie eine leichte Last (2 kN) für ca. 20 s auf und lassen Sie sie los.
- Tragen Sie eine schwerere Last (6 kN) für 2 min auf und lassen Sie sie los.
- Nachdem die Last losgelassen wurde, lassen Sie die Vakuumpumpe los.
HINWEIS: Aufgrund der unterschiedlichen Materialeigenschaften verschiedener Nanopartikel kann es vorteilhaft sein, eine Reihe von Pellets mit unterschiedlichen Belastungen und Ladezeiten herzustellen, um die optimalen Pelletpressbedingungen zu bestimmen. - Drehen Sie die Matrize um, bringen Sie den Dunstabzug in Position und platzieren Sie eine leichte Last (bis zu 1 kN) zwischen dem Kolben und dem Extraktorring.
- Entfernen Sie die Matrizenteile aus der Presse und extrahieren Sie das Probenpellet vorsichtig mit einer Pinzette.
- Montieren Sie die Probe vorsichtig auf einem gereinigten Si-Wafer mit doppelseitigem Klebstoff. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
4. Kryofixierung von Nanopartikelsuspensionen
- Füllen Sie die Hauptkammer des Schnellgefriergeräts mit flüssigem Stickstoff.
- Füllen Sie die abgekühlte Schnellgefrierkammer mit dem Kryogen (Propan).
- Lassen Sie das Schnellgefriergerät auf seine Betriebstemperatur abkühlen.
HINWEIS: Das Schnellgefriergerät benötigt vor der Probenvorbereitung einige Zeit, um die Betriebstemperatur zu erreichen, daher ist ein angemessener Zeitrahmen (einige Stunden) für die Kryofixierung der Proben erforderlich. - Tropfengegossene 10–20 μL NP-Suspension mit einer Pipette auf einen gereinigten Si-Wafer.
- Halten Sie den Si-Wafer mit einer Befestigungspinzette fest und legen Sie ihn in die Tauchgefriervorrichtung.
- Bewegen Sie die Befestigungspinzette in die Tauchposition.
- Drücken Sie die Taste, um die Probe in das Kryogen fallen zu lassen.
- Warten Sie einige Sekunden, bis die Probe vollständig eingefroren ist.
- Übertragen Sie die gefrorenen Proben so schnell wie möglich in eine gekühlte Umgebung.
- Legen Sie die kryofixierte Probe (Si-Wafer) in den Probenhalter und übertragen Sie sie in das Gerät.
HINWEIS: Für den Transport wird Trockeneis empfohlen und eine kurzfristige Probenlagerung ist möglich. Die Proben können im gefrorenen Zustand mit einem gekühlten Gerät oder mit herkömmlichen ToF-SIMS-Einstellungen nach der Stabilisierung durch Gefriertrocknung der Probe gemessen werden.
Representative Results
Dieser Beitrag stellt eine Vielzahl von Probenvorbereitungsmethoden für die Oberflächenanalyse von Nanopartikeln vor. Da die physikalisch-chemischen Eigenschaften eines spezifischen NP sowohl die optimale Methode für die Probenvorbereitung (z. B. Tropfenguss vs. Spinbeschichtung) als auch das beste Verfahren für diese Methode (z. B. unterschiedliche Substrate oder Lösungsmittel) definieren, sollte die Eignung der verwendeten Methode durch alternative Analysemethoden validiert und gegebenenfalls optimiert werden. Die in dieser Veröffentlichung gezeigten Ergebnisse stehen im Einklang mit der zuvor veröffentlichten Literatur, da sie die Notwendigkeit konsistenter Protokolle und Verfahren für die Probenvorbereitung sowie die Notwendigkeit von Qualitätskontrollen aufzeigen, um sicherzustellen, dass die Probenvorbereitungs- und Aufreinigungsmethoden angemessen und erfolgreich sind und die Nanopartikel nicht beschädigen22,33,34,35,36.
Probenahme- und Lagermethoden für NPs wurden hier nicht behandelt, da sie in verschiedenen anderen Referenzen ausführlich beschrieben sind14,15,16,17,18,34,37,38,39. Selbstverständlich sollte sehr darauf geachtet werden, dass die analysierten Proben repräsentativ für die gesamte Nanopartikelverteilung sind und geeignete Probenahmemethoden entwickelt und validiert werden. Es hat sich auch gezeigt, dass die Lagerbedingungen die Eigenschaften von Nanopartikeln über einen Zeitraum von Monaten stark beeinflussen und daher sorgfältig abgewogen werden sollten. Als Beispiel empfehlen wir, Nanopartikel in kleinen Mengen in versiegelten, lichtgeschützten Behältern, idealerweise unter 4 °C, zu lagern. Entscheidend ist auch, dass Lagerung, Probenahme und Probenvorbereitung konsequent nach validierten Verfahren durchgeführt und detailliert dokumentiert werden. Diese Dokumentation sollte die Metadaten der NPs selbst enthalten, z. B. Provenienzinformationen und Speicherbedingungen40. Werkzeuge wie elektronische Laborbücher (ELNs) können nützlich sein, um Verfahren und NP-Metadaten konsistent zu dokumentieren und die Produktion von Daten nach dem FAIR-Prinzip (Findable, Accessible, Interoperable, and Reusable) zu ermöglichen.
Eine genaue und korrekte Oberflächenanalyse von NPs erfordert zunächst eine geeignete Substratwahl. Wir haben gereinigte Si-Wafer als Substrate verwendet, weil sie leicht verfügbar, langlebig, leicht zu reinigen, leitend und ausreichend flach sind, aber abhängig von den Zielen der Analyse kann die Oxidoberflächenschicht ein Nachteil sein, da die zufälligen Kohlenwasserstoffe auf dem Substrat nicht von denen auf den Nanopartikeln unterschieden werden können. Bei Bedarf können andere Materialien wie Gold- oder Polymerbeschichtungen auf Si-Wafern, Si3N4-Wafern oder HOPG (hochorientierter pyrolytischer Graphit) verwendet werden19,20,21,22. Der erste Schritt bei der Probenvorbereitung, der in diesem Artikel beschrieben wird, ist die Reinigung des Si-Wafers, der in Abbildung 1 als Schema dargestellt ist. Die Wirksamkeit des Reinigungsprozesses kann durch eine Vielzahl von Methoden, einschließlich XPS, überprüft werden, wie in Abbildung 2 dargestellt. Die Hauptverunreinigung (zufälliger Kohlenstoff) ist typisch für Proben, die in Luft gelagert werden, und wird nach dem Reinigungsprozess deutlich reduziert. Darüber hinaus vermeidet die Hydroxylierung der Waferoberfläche durch UV- oder Ozonbehandlung den Kaffeeringeffekt durch Abscheidung aus wässriger Suspension, indem die Benetzbarkeit verbessert wird und somit zu einer homogeneren Verteilung der Nanopartikel führt, wie in Abbildung 3 gezeigt. Bei Bedarf können alternative nasschemische Reinigungsmethoden für Si-Wafer verwendet werden; hier ist nur eine reproduzierbar saubere Oberfläche erforderlich und nicht die vollständige Entfernung aller organischen Verunreinigungen oder der Oxidschicht. Wenn das Protokoll zwischen den Reinigungs- und Suspensionsabscheidungsschritten pausiert wird, sollte der Wafer erneut unter Plasma oder UV/Ozon behandelt und die Suspension idealerweise innerhalb von 15 Minuten nach der Behandlung abgeschieden werden.
Die in Abschnitt 2.2 gezeigte Suspension von 60 nm Au-Ag-Kern-Schalen-Nanopartikeln enthielt eine signifikante Menge natriumcitrat als Stabilisator, was bei Nanopartikelsuspensionen häufig vorkommt. Für eine genaue Analyse dieser Partikel und ihrer Oberflächeneigenschaften, insbesondere über XPS, sollte so viel Stabilisator wie möglich entfernt werden, da er das Signal der Nanopartikel abschwächt und Ladeeffekte verursacht. Um die optimale Reinigungsmethode für diese Nanopartikel zu ermitteln, die in Abbildung 4 als REM-Mikroaufnahmen dargestellt sind, wurden sie entweder in Reinstwasser dialysiert oder mittels Zentrifugation und Redispergierung in dreifacher Ausfertigung gereinigt. Obwohl die Dialyse eine schonendere Methode zu sein scheint und Zentrifugation und Redispergierung eher zu einer Agglomeration und Aggregation der Partikel führen, zeigen die REM-Bilder eine signifikante Verformung und Schädigung der Au-Ag-Nanopartikel nach der Dialyse (Abbildung 4B), während die zentrifugierten/redispergierten Partikel noch intakt sind (Abbildung 4C ). Besonders bemerkenswert ist dies bei metallischen Nanopartikeln; Unsere Hypothese ist, dass es eine optimale Menge an Natriumcitrat gibt, die eine gewisse Stabilisierung der Lösung ermöglicht, ohne das Signal für die Nanopartikel zu stören, und die Entfernung von zu viel Stabilisator verursacht Schäden an den Nanopartikeln. Ein früherer Bericht zeigt, dass es eine optimale Anzahl von Zentrifugationszyklen für die Entfernung des größten Teils des Natriumcitrats gibt; Eine Überschreitung dieser Zahl führt zu einer gewissen NP-Aggregation33. In dieser Studie waren neun Dialysezyklen (insgesamt 36 h) erforderlich, um eine ähnliche Citratkonzentration zu erhalten; Diese Methode führte jedoch zu einer höheren Aggregation als die Zentrifugation und verursachte eine Abnahme der Oberflächenfunktionalisierung. Diese Ergebnisse zeigen, wie wichtig es ist, jeden Schritt im Präparationsverfahren für jede Art von Nanopartikel zu überprüfen, insbesondere bei unbekannten Proben.
Die in diesem Beispiel verwendeten 60 nm Au-Ag-Kernschalen-Nanopartikel eignen sich aufgrund ihrer elektrischen Leitfähigkeit zum Drop-Casting, da Ladeeffekte kein Problem darstellen und durch wiederholte Abscheidung mit relativ wenig Ausrüstung ein dicker Fleck erzeugt werden kann. Diese dickere Schicht hat den Vorteil, dass sie reproduzierbarere Messungen liefert, und das Gießen aus einer konzentrierteren Suspension kann Zeit sparen, indem die Anzahl der Abscheidungsschritte reduziert wird. Die Abscheidung kann durch die Benetzbarkeit des Substrats beeinflusst werden; Eine schlechte Benetzung kann einen dicken Nanopartikelfleck erzeugen, der für leitfähige Proben von Vorteil ist, während eine gute Benetzung eine homogenere Nanopartikelschicht erzeugen kann, die sowohl für leitfähige als auch für isolierende Proben nützlich sein kann. Wie im Protokoll beschrieben, erfordert das Drop-Casting von Nanopartikelsuspensionen in der Regel wiederholte Anwendungen, um eine dicke Schicht mit voller Abdeckung zu erhalten. dies sollte mit XPS verifiziert werden, kann aber auch schnell und einfach mittels optischer Mikroskopie verifiziert werden. Abbildung 5 zeigt die Entwicklung der Tröpfchenabdeckung in einem Tropfenguss von Au-Ag-Kern-Schalen-Nanopartikeln aus wässriger Lösung; In diesem Fall sind 13 Drop-Casting-Schritte erforderlich, um eine vollständige Abdeckung zu erreichen. Drop Casting eignet sich besonders für leitfähige Partikel oder solche, bei denen Ladeeffekte adäquat kompensiert werden können. Wie bei den anderen in dieser Veröffentlichung beschriebenen Methoden sollte das Tropfengießen für jede Probe optimiert werden, da verschiedene NP-Materialien unterschiedliche Eigenschaften in Bezug auf Informationstiefe und Konzentrations- und Schichtdickengrenzen aufweisen. Es ist wichtig, zu dicke Filme zu vermeiden, die zu einer Stapelung organischer Stoffe führen können, was wiederum das NP-Signal hemmt.
Eine homogene und qualitativ hochwertige Beschichtung trägt dazu bei, konsistente und reproduzierbare Ergebnisse zu gewährleisten. Neben den Parametern Suspensionskonzentration, Lösungsmittel und Spinbeschichtung kann die Qualität von spinbeschichteten Suspensionen auch durch das Vorhandensein von Staub oder anderen großen makro- oder mikroskopisch kleinen Partikeln negativ beeinflusst werden. Abbildung 6 zeigt die Verbesserung der Schleuderbeschichtungsqualität einer Nanopartikelsuspension nach Filtration mit einem 0,45 μm Spritzenfilter. Der Filter sollte so gewählt werden, dass er keine Nanopartikel aus der Suspension entfernt. Die drei verschiedenen im Protokoll beschriebenen Suspensionskonzentrationen (90, 9,0 und 0,9 mg/ml von 135 nm PS-PTFE-Kern-Schalen-Nanopartikeln) wurden unter den gleichen Bedingungen spingegossen und mittels REM und XPS analysiert. Das obere Bild und Spektrum in Abbildung 7 zeigt den Film, der aus der 90 mg/ml-Suspension gegossen wurde, was eine dicke und lückenlose Mehrschichtabdeckung im REM-Bild sowie ein bemerkenswertes Fehlen von Si-Peaks in den CPS-Spektren zeigt, was auf keinen Beitrag des Substrats zum Spektrum hinweist. Diese Probe ist ideal für XPS- oder ToF-SIMS-Analysen. Darüber hinaus können die kleineren F1s-Peaks aus der Hülle der Partikel deutlich gesehen werden, wenn kein großes Signal vom Substrat vorhanden ist. Die zweite aus der 9,0 mg/ml Suspension gegossene Probe zeigt die Partikel in kleinen einlagigen Agglomeraten, die die Oberfläche nicht vollständig bedecken. Diese Probe ist zu dünn und inhomogen für die XPS- oder ToF-SIMS-Analyse. Darüber hinaus kann die quantitative Analyse aufgrund des Beitrags von zufälligem Kohlenstoff auf dem Substrat auch nach sorgfältiger Reinigung beeinträchtigt werden; zumindest muss ein solcher Effekt im Unsicherheitsbudget der Messung berücksichtigt werden. Diese Probe wäre jedoch ideal für die REM- oder TEM-Analyse der Partikelgrößenverteilung mittels Bildanalysesoftware, da die Partikel in einer einzigen Schicht und in ausreichender Anzahl (innerhalb des Bildes) vorliegen, um eine statistisch signifikante Auswertung zu liefern. Die aus der niedrigsten Konzentration (0,9 mg/ml) gegossene Probe bietet weder eine kontinuierliche Abdeckung noch eine ausreichende Partikeldichte, um sie für die Analyse der Oberflächenchemie oder der Partikelgrößenverteilung geeignet zu machen. Eine zuverlässige quantitative Analyse ist aufgrund des dominanten Einflusses des Substrats überhaupt nicht möglich.
Al2O3-TiO2-Kernschalen-NPs mit entweder einer PDMS- oder Glycerin-Außenschicht wurden durch Drop-Casting aus Suspension sowie aus Pulver unter Verwendung der "Stick-and-Go"-Methode hergestellt, um die Auswirkungen der verschiedenen Präparationsmethoden auf die empfindliche äußere Schicht zu vergleichen. Die Proben wurden mit ToF-SIMS analysiert, wobei in den Spektren mittels Principal Components Analysis (PCA) analysiert wurde. PCA ist eine statistische Technik zur Verringerung der Dimensionalität großer Datensätze durch Die Erstellung neuer unkorrelierter Variablen (die Hauptkomponenten), die die Varianz in den Daten maximieren41,42,43,44,45. Die Trennung verschiedener Probensätze auf dem Hauptkomponentengraphen ermöglicht eine einfachere Analyse und Gruppierung der Ergebnisse. Auf dem PCA-Scores-Diagramm in Abbildung 8B, das die Unterscheidungskraft jedes Datensatzes im Vergleich zu allen anderen Datensätzen (d.h. zwischen verschiedenen Stichprobensätzen) zeigt, zeigen die beiden aus Pulver hergestellten Proben sehr unterschiedliche Werte, während die aus Dispersion hergestellten Proben sehr ähnliche Werte aufweisen. Die in Abbildung 8C dargestellten Belastungsdiagramme zeigen die Beziehung zwischen variablen, d.h. welche Peaks am meisten zu den jeweiligen Hauptkomponenten beitragen. Alle Hauptkomponenten werden nach ihrem Beitrag zur beobachteten Differenz zwischen den Datensätzen sortiert, d.h. PCA1 trägt am meisten zur beobachteten Trennung der verschiedenen Datensätze bei. PC1 wird durch das Vorhandensein (PDMS-beschichtete NPs aus Pulver hergestellt) oder das Fehlen (alle anderen Proben) von PDMS-Peaks dominiert, während PC2, der Faktor, der die zweitgrößte Variation innerhalb der Datensätze ausmacht, die Differenzierung des Al2O3 und der organischen Verschließung auf den NPs ermöglicht. Dies deutet darauf hin, dass die gemessenen Spektren von aus Suspension hergestellten NPs sehr ähnlich sind und deutet darauf hin, dass die PDMS- und Glycerinschichten durch Präparation aus suspension, entweder aus der Suspension selbst oder aus dem Trocknungsprozess, mit dominierenden Signalen von Al2O3 oder TiO2 entfernt oder beschädigt worden sein könnten.
Während gepresste Pellets Vorteile für die Vorbereitung von Pulverproben bieten können, wie z.B. einfache Handhabung und Stabilität in Ultrahochvakuuminstrumenten (einschließlich der Fähigkeit zu sputtern, ohne NPs in der Hochvakuumkammer zu entfernen), können die hohen Kräfte auch empfindliche Nanopartikel schädigen, wie dies bereits bei anderen Präparationsmethoden der Fall war. Ein geeignetes Protokoll sollte vorbereitet und validiert werden.
Im Falle von NP-Dispersionen vermeidet die Kryofixierung von Tropfengussprobensuspensionen Kaffeeringeffekte (wegen der sofortigen Fixierung der NP-Suspension und damit der Eliminierung von Trocknungseffekten) sowie die Erhaltung größerer Strukturen, die in der Suspension vorhanden sind. Zusätzlich wird das Auftragen von Klebeband vermieden. Dies wiederum spiegelt sich in reduzierten Signalen wider, die salzen, kontaminanten oder anderen Artefakten des Probenvorbereitungsverfahrens in den jeweiligen Massenspektren zugeschrieben werden können, wie in Abbildung 9 dargestellt. Der Hauptvorteil der Kryofixierung ist die Fähigkeit, den chemischen Raum um die Nanopartikel und/oder die chemische Einheit der Partikelagglomerate oder Heteroagglomerate sowie deren Korrelation mit biologischen Merkmalen in Geweben oder einzelnen Zellen oder sogar die Kolokalisation zu intrazellulären Kompartimenten "wie besehen" zu erhalten, ohne unterbrechung durch Probenhandhabungsschritte wie trocknen, Drop-Casting usw. 46'47. Wir haben die Anwendbarkeit der Kryofixierungstechnik in der aktuellen Arbeit demonstriert und die Vorteile der Kryofixierung für TiO2-Nanopartikel hervorgehoben. Wir betonen, dass die Kryofixierung besonders für die Analyse biologischer Proben in ihrem natürlichen Zustand geeignet ist, ohne die Dislokation von Chemikalien aufgrund von Probenvorbereitungsartefakten. Für ausführlichere Informationen über Fixierungstechniken für biologische Proben wird der Leser auf Literatur19,25,27,48,49 verwiesen.
| XPS | ToF-SIMS | |
| Sondenstrahl | Photonen | Ionen |
| Analysestrahl | Elektronen | Ionen |
| Räumliche Auflösung* | > 1 μm | 0,1 μm |
| Abtasttiefe | 0,5 – 7,5 nm | <2 nm |
| Nachweisgrenze | 0,01 -0,1 Atom % | Ppb |
| Quantifizierung | Ausgezeichnet (semi quantitativ) | Herausfordernd (Matrixeffekte) |
| Informationsgehalt | Elementar Chemische Bindung |
Elementar Molekular |
| Organische Analyse | Ausgezeichnet | Ausgezeichnet im statischen Modus |
| * vom Hersteller angegeben | ||
Tabelle 1: Vergleich verschiedener Methoden zur Oberflächenanalyse.
| Methode | Geeignet für | Gibt | Vorteile | Benachteiligungen | Vorsicht | Steuerung | Prüfen |
| Dialyse | Reinigung | Entfernung von Stabilisatoren/Verunreinigungen | Einfach, geringer Aufwand, keine komplizierte Ausstattung | Mangelnde Kontrolle über den Prozess | Kann Nanopartikel beschädigen | Zeit | Schädigung von Nanopartikeln (REM) |
| Zentrifugation/Redispergierung | Reinigung | Entfernung von Stabilisatoren/Verunreinigungen | Mehr Kontrolle über den Prozess, gleichzeitige Konzentration | Arbeitsintensiv, erfordert Zentrifuge | Kann zu Aggregation oder Agglomeration führen | Drehzahl der Zentrifuge, Lösungsmittelmenge | Agglomeration/ Aggregation/ Schädigung von Nanopartikeln (REM) |
| Drop Casting (Aufhängung) | Leitfähige NPs ohne empfindliche Außenschicht | Relativ dick beschichteter Spot | Einfache, unkomplizierte Ausstattung | Kann inhomogene Dicke ergeben, zeitintensiv | Fahrwerksvorbereitung kann empfindliche NP-Schalen beschädigen | Suspensionskonzentration, Lösungsmittel (Substratbenetzbarkeit) | Abdeckung (Lichtmikroskopie/XPS) |
| Schleuderbeschichtung (Suspension) | Leitfähige oder nicht leitende NPs ohne empfindliche Außenschicht | Dünne homogene Schicht oder einzelne Partikel | Konsistente Einstellungen | Erfordert experimentelle Bestimmung optimaler Parameter | Filtern Sie Staub / Verunreinigungen heraus, die Abdeckung kann inkonsistent sein | Konzentration, Spinbeschichtungsparameter, Lösungsmittel | Vorfiltration, Abdeckung, Schichtdicke (REM/XPS) |
| "stick and go" (Pulver) | Anorganischer leitfähiger und nicht leitender NPS mit empfindlicher Außenschicht | Pulverfleck auf Klebstoff | Einfach, geringer Aufwand, keine komplizierte Ausstattung | Ungeeignet für organische oder C-haltige NPs, Inkonsistente Schichtdicke | Gefahr der NP-Freisetzung in Instrumente | Fixierung von NPs auf Klebstoff | Stabilität unter Hochvakuumbedingungen |
| Abscheidung in Loch eines Stumpfes (Pulver) | XPS-Analyse; leitfähige/nicht leitende organische oder anorganische Partikel | Leicht gepresste Nanopartikelprobe | Kein Kontakt mit anderen Materialien | Keine sichere Fixierung von NPs; ungeeignet für ToF-SIMS | Dager der NP-Freisetzung in Instrumente | Nichts | Leicht zur Seite neigen, um sicherzustellen, dass das Pulver verdichtet wird |
| Gepresste Pellets (Pulver) | Leitfähige und nicht leitende NPS, polymere NPs | Festes Pellet | Ermöglicht die Analyse von polymeren NPs als Pulver | Kann die NP-Oberfläche beschädigen oder verunreinigen | Materialien sollten gründlich gereinigt werden, um Oberflächenkontaminationen zu vermeiden; kann die Oberfläche beschädigen | Größe, Druck, Zeit | Stabilität unter Hochvakuumbedingungen |
| Kryofixierung (Suspension) | NP-Suspensionen mit empfindlicher Ligandenschicht; biologische Proben | Feste Probe | Bewahrt Morphologie, nativen biologischen Zustand und Korona, reduziert den Kaffeeringeffekt | Anspruchsvolle und teure Vorbereitung und Probenhandhabung, erfordert einen erfahrenen Benutzer | hohes Maß an Fähigkeiten für die Probenhandhabung und Probenlagerung erforderlich | Konzentration, Tröpfchengröße, Temperatur | Erhaltung der Vitrifikation |
Tabelle 2: Vergleich verschiedener Probenvorbereitungsmethoden.
Abbildung 1: Reinigungsprozess für Si-Wafer. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: XP-Spektren von Si-Wafern vor und nach der Reinigung. Umfrage vor (grau) und nach (rot) Reinigung, die die Abnahme der Kohlenstoffmenge von 13 bei% auf 2 bei% zeigt. Die Spektren wurden mit einem Kratos Supra DLD (Manchester, UK) mit einer monochromatischen Al Kα-Strahlung erhalten. Die Proben wurden mit Doppelklebeband auf dem Probenhalter fixiert, die Durchlaufenergie betrug 80 eV, die Schrittweite 1 eV, die Verweilzeit 500 ms. Zum Einsatz kam der "Hybrid-Lens-Modus". Die Röntgenspotgröße betrug 300 x 700 μm². Ein Flutgeschütz wurde zur Ladungsentschädigung eingesetzt. Für die quantitative Analyse wurde das Softwarepaket UNIFit 202050 verwendet, wobei die Peakflächen der entsprechenden Photoelektronenpeaks mit einem Tougaard-Hintergrund korrigiert und mit Scofield-Faktoren, unelastischen mittleren freien Pfaden und der Übertragungsfunktion normalisiert wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Einfluss der UV/Ozon-Reinigung auf die Homogenität der Partikeldispersion beim Tropfengießen von PTFE-PMMA-Kern-Schalen-Nanopartikeln aus wässriger Suspension. Die mit UV/Ozon gereinigten Wafer zeigen eine signifikante Abnahme der Kaffeeringe sowie eine bessere Haftung der Partikel auf der Oberfläche. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Behandlungsmöglichkeiten zur Entfernung von Verunreinigungen (z.B. Stabilisatoren) aus Nanopartikelsuspensionen REM-Bilder, die die Wirkung der Dialyse (oben rechts) und der Zentrifugation und Redispergierung in Dreifachem (unten rechts) auf 60 nm Au-Ag-Kern-Schalen-Nanopartikeln zeigen. Die Nanopartikel werden durch die Dialyse deutlich beschädigt, während die Zentrifugation keinen sichtbaren Einfluss hat. Alle Maßstabsbalken sind 100 nm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Optische Mikroskopaufnahmen aus dem Tropfenguss von Au-Ag-Kernschalen-Nanopartikeln mit einem Durchmesser von 60 nm aus wässriger Suspension auf Siliziumwafer, die nach 13 Tropfen eine ausreichende Abdeckung zeigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Spinbeschichtete Nanopartikelsuspension, vor (links) und nach (rechts) Filtration mit einem 0,45 μm Spritzenfilter. Die Qualitätsverbesserung nach der Filtration ist deutlich zu erkennen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: REM-Bilder und XPS-Spektren von PMMA-PTFE-Kern-Schalen-Nanopartikeln, die in verschiedenen Konzentrationen spingegossen werden, zeigen den Effekt von Substratpeaks (bei unzureichender Abdeckung) auf die XPS-Spektren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 8: Principal Component Analysis (PCA) Score-Diagramm, abgeleitet aus ToF-SIMS-Spektren von Glycerin- und PDMS-beschichteten Al2O3-TiO2-Core-Shell-NPs. (A) Schematische Darstellung der NP-Struktur; (B) Scores und (C) Ladeplots nach der ToF-SIMS-Analyse von Drop-Cast( Dispersion) und "Stick-and Go" (Pulver) Zubereitungsmethoden. PC1 stellt Peaks dar, die mit PDMS-Fragmenten korrelieren; PC2 trennt Proben mit einer organischen Beschichtung (Proben aus Pulver hergestellt) von Al2O3-Peaks scheinbar ohne Oberflächenbeschichtung. Die Spektren wurden im positiven Modus auf einem IONTOF ToF-SIMS IV-Gerät (ION-TOF GmbH, Münster, Deutschland) im Spektrometriemodus (HCBU) mit einem 25 kV Bi3+ Ionenstrahl mit einer maximalen Dosisdichte von 1012 Ionen/cm2 gemessen. Ein Sichtfeld von 150 x 150 μm wurde im Sägezahnmodus mit 125 x 125 Pixeln gescannt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 9: Ausschnitt der ToF-SIMS-Massenspektren von TiO2-NPs . (A) aus Pulver nach der "Stick and Go"-Methode hergestellt und (B) nach Kryofixierung der NP-Dispersion. Ein ToF-SIMS-Instrument (ION-TOF V; Ion-TOF GmbH, Münster, Deutschland) wurde für massenspektrometrische Analysen mit einer gepulsten 30 keV Bi3+ Flüssigmetall-Ionenkanone (LMIG, Gleichstrom (dc), 16 nA) eingesetzt. Jedes Spektrum wurde erfasst, indem der Ionenstrahl über eine Probenfläche von 500 × 500 μm abgetastet wurde. Positive Sekundärionen wurden im Massenbereich 0–1.200 Da mit 106 Bi3+- Pulsen gewonnen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Discussion
Es wurde eine Reihe von Methoden zur Herstellung von Nanopartikeln für die Oberflächenanalyse mittels XPS und ToF-SIMS vorgestellt. Die Vor- und Nachteile dieser Verfahren sowie mögliche Fehlerquellen und Eignung für unterschiedliche Materialien haben wir in Tabelle 2 zusammengefasst. Wie die repräsentativen Ergebnisse zeigen, kann die Herstellung von Nanopartikeln den Erfolg der resultierenden Oberflächenanalyse stark beeinflussen. Darüber hinaus sind nicht alle Methoden für alle Partikeltypen geeignet, da Faktoren wie Signalstörungen mit dem Substrat oder den Montagematerialien, Chargierungseffekte in nicht leitenden Dickschichten, Zustand der Nanopartikel als Pulver oder Suspension, mögliche Schäden an empfindlichen äußeren Schichten, Zerstörung biologischer Strukturen und Informationen über Aggregation und Grenzflächen oder Anfälligkeit empfindlicher Ultrahochvakuuminstrumente für freie Nanopartikel vorliegen.
Da XPS- und ToF-SIMS-Messungen über einen Bereich gemittelt werden, anstatt einzelne Partikel zu messen, ist es nur möglich, reproduzierbare Ergebnisse aus homogenen Schichten zu erhalten. Eine Aggregation oder Agglomeration der Partikel auf dem Substrat sollte daher vermieden werden. Darüber hinaus verursachen zu dicke Schichten aus nichtleitenden Materialien während der Analyse Ladeeffekte, die zu unerwünschten Artefakten in den Spektren führen können, insbesondere zu Teilladungen, die nicht mit einer Flutkanone kompensiert werden können. Auf der anderen Seite zeigen unvollständige Folien starke Signale vom Substrat oder von Montagematerialien (z. B. Klebstoffen), die empfindliche Spitzen von der Partikeloberfläche stören können. Die ideale Dicke der Folie ist materialabhängig und sollte experimentell durch Analyse von Schichten unterschiedlicher Dicke bestimmt werden. Insbesondere sollten Proben, die mit spin coating hergestellt wurden, mit REM analysiert werden, um die Vollständigkeit der Beschichtung sicherzustellen.
Die Arbeit mit NP-Suspensionen stellt im Vergleich zur Arbeit mit NP-Pulvern weniger Expositionsgefahren und Sicherheitsanforderungen dar. Drop-Casting ist ein relativ einfaches Verfahren mit geringen Ausrüstungsanforderungen und eignet sich besonders für leitfähige Nanopartikel in Suspension, bei denen die Schichtdicke kein Problem darstellt. Während die Proben unter atmosphärischen Bedingungen leicht getrocknet werden können, dient der Vakuum-Exsikkator dazu, die Trocknungszeit für die Tröpfchen zu reduzieren und die Wafer vor Verunreinigungen zu schützen. Der Viton-Ring wird verwendet, um die Verdunstungsmuster des Tröpfchens zu modifizieren und dadurch die Bildung von Kaffeeringen zu minimieren. Die Verdunstungsmuster können auch durch Variation der Substrathydrophilie unter Verwendung von Reinigungsprotokollen oder durch Auftragen alternativer Beschichtungen51,52, durch Verdampfen in Lösungsmittelatmosphären53 oder sogar durch Erhitzen des Substrats54 beeinflusst werden. Die Spinbeschichtung wird für Suspensionen von nichtleitenden Nanopartikeln in Suspension empfohlen, da sie in der Lage ist, eine homogene Partikelschicht zu erzeugen, die dünn genug ist, um Ladeeffekte zu vermeiden, aber immer noch dick genug, um zu verhindern, dass das Si-Substrat zu den XPS- und ToF-SIMS-Spektren beiträgt. Für jedes einzelne NP-System und jede einzelne Konzentration müssen sowohl die Zentrifugen- als auch die Schleuderbeschichtungsparameter optimiert werden, können dann aber auch auf verschiedenen Geräten sehr zuverlässig reproduziert werden. Da sich der spinbeschichtete Tropfen immer in der Mitte des Wafers befindet, ist der Rotationsradius irrelevant und die Einheit "Umdrehungen pro Minute" (U/min) kann verwendet werden. Die Suspension könnte alternativ nach dem Start des Programms auf dem Wafer abgelegt werden; Dies würde jedoch unterschiedliche Schleuderbeschichtungsparameter und eine größere Menge an Suspension erfordern, um eine dickere Beschichtung zu erhalten.
Aufgrund ihrer extrem geringen Größe können sich Nanopartikel vom Substrat lösen und sich frei in der Ultrahochvakuumkammer bewegen, wenn sie mit einem Ionen- oder Röntgenstrahl auftreffen. Dies ist ein besonderes Problem bei Proben, die mit Pulver hergestellt wurden. In einigen Fällen können die Nanopartikel in die empfindlichen Komponenten des Instruments eindringen, was eine teure und zeitaufwändige Wartung erfordert. Aufgrund der angelegten Beschleunigungsspannung ist die Gefahr, empfindliche Teile zu beschädigen, bei ToF-SIMS größer als bei XPS. Pulverproben, insbesondere solche, die nach der "Stick and Go"-Methode hergestellt werden, sollten sorgfältig überprüft werden, um sicherzustellen, dass die Pulver sicher genug fixiert sind, insbesondere für die ToF-SIMS-Analyse. Dies kann beispielsweise dadurch bestätigt werden, dass die Probe auf den Kopf gestellt und ein Gasstrom (z. B. N2) darüber geblasen wird. Vor der Analyse können die Proben auch über Nacht in der Luftschleuse oder einer anderen Eingangskammer der Erstprobe des Instruments belassen werden, wo ein stabiles Vakuum anzeigen kann, dass keine losen Partikel aus der Probe vorhanden sind. Als Pellets hergestellte Nanopartikel können jedoch sogar (bei niedrigen Beschleunigungsspannungen) gesputtert werden, ohne das Instrument zu beschädigen; Diese Methode kann Verunreinigungen, insbesondere Kohlenwasserstoffe, beseitigen, die aus der Presse eingebracht werden, und kann auch eine Massenanalyse der Partikel ermöglichen.
Die Aufbereitung von NP-Pulvern im Probenhalterstutzen ermöglicht die Aufbereitung von Proben mit definierter Geometrie und einer makroskopisch ebenen Oberfläche. Kritische Punkte sind die Sauberkeit des Werkzeugs zum Pressen der Probe und die Verwendung eines niedrigen Drucks, um Veränderungen der Nanopartikeloberfläche durch dieses Verfahren zu vermeiden. Es hat die Nachteile, dass eine relativ hohe Menge an Material benötigt wird, und potenzielle Probleme mit Materialverlust in Hochvakuuminstrumenten. Wir empfehlen diese Methode nicht für die ToF-SIMS-Analyse, da die Partikel in keiner Weise komprimiert oder gesichert sind.
In Bezug auf das NP-Material ist die erste Überlegung für die Probenvorbereitung die Beseitigung oder Minimierung von Interferenzen zwischen NPs und Substraten aus ähnlichem Material; Si-Wafer sind beispielsweise ein ungeeignetes Substrat für die Analyse von SiO2-NPs mittels XPS und ToF-SIMS, selbst bei ausreichender Probenabdeckung. Metallische oder anorganische Nanopartikel können aufgrund der fehlenden Signalinterferenz zwischen den Nanopartikeln und dem doppelseitigen Klebstoff leicht als Pulver auf einem Klebstoff analysiert werden (vorausgesetzt, sie enthalten keine organischen Schichten oder Beschichtungen), eine Präparationsmethode, die für polymere NPs ungeeignet wäre. Metallische Nanopartikel haben aufgrund des Fehlens von Ladeeffekten mehr Flexibilität in Bezug auf mögliche Schichtdicken. und kann mit relativ wenig Ausrüstung gegossen werden; Sie enthalten jedoch wahrscheinlich große Mengen an Verunreinigungen und Stabilisatoren aus ihrer Synthese, die sorgfältig entfernt werden müssen, ohne die Partikel zu beschädigen. Polymere Nanopartikel können durch Matrizenpressen leichter beschädigt werden, können aber je nach verwendetem Druck auch leichter im Pellet zusammenhalten. Pellets oder weiche organische Beschichtungen auf der NP-Oberfläche können ebenfalls schadensempfindlich sein. Die direkte Abscheidung aus der Lösung hat das Potenzial, empfindliche Beschichtungen entweder durch die Suspension oder den Trocknungsprozess zu beschädigen, ist jedoch vorteilhaft für die Analyse von NPs, die bereits in der Suspension vorhanden sind. Die Kryofixierung ist eine geeignete Methode zur Analyse von chemischen Strukturen, Oberflächen oder Grenzflächen in Suspension, die durch verschiedene andere Probenvorbereitungstechniken beschädigt oder zerstört würden, erfordert jedoch eine spezielle Kryoausrüstung sowohl für XPS als auch für ToF-SIMS46'47.
Während dieses Papier mehrere beispielhafte Methoden beschreibt, die für die Probenvorbereitung verwendet werden können, sollte die Methode in jedem Fall mit alternativen analytischen Methoden optimiert und validiert werden. Ein detaillierter Überblick über den Einfluss verschiedener Faktoren wurde kürzlich veröffentlicht22. Neben der Entwicklung und Validierung geeigneter Präparationsmethoden ist auch die Dokumentation dieser Schritte von größter Bedeutung40. Diese Veröffentlichung stellt einige einfach zu handhabende Methoden vor und ist ein Leitfaden, um neue Methoden entsprechend den Anforderungen der spezifischen Aufgabe zu modifizieren oder zu entwickeln.
Disclosures
Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessen offenzulegen.
Acknowledgments
Dieses Projekt wurde vom Horizon 2020-Programm der Europäischen Union (H2020) im Rahmen der Finanzhilfevereinbarung Nr. 720952 (ACEnano) gefördert. Die Autoren danken Sigrid Benemann für die REM-Messungen, Markus Schneider für ToF-SIMS-Messungen und PCA sowie Philipp Reichardt für die Unterstützung bei den Dreharbeiten.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-figure Laboratory balance | Kern & Sohn GmbH | ADB200-4A | |
| 5 mm Pellet die | Specac | GS03060 | |
| Alkali glass cleaning solution | Sigma-Aldrich | Hellmanex™ III Z805939 | Special cleaning solution for cuvettes |
| Carbon adhesive tabs | Plano | "Leit-Tabs" G3347 | |
| Clean laboratory beakers | any | e.g. 300 mL | |
| Cryo-freezer | Electron Microscopy Sciences | EMS-002 Cryo Workstation | |
| Dialysis tube with fasteners | Medicell Membranees Ltd | DTV12000.06.30 | Molecular weight cut-off (MWCO) 12-14 kDa |
| Die press | any | Capable of 2 kN force | |
| Disposable syringe, 1 mL, Luer-slip | TH Geyer | Labsolute 7657545 | Any appropriate volume can be used |
| Double-sided adhesive | 3M | Removable Repositionable Tape 665 | |
| Dry ice | Linde AG | ICEBITZZZ® | For short term storage/cooling |
| Eppendorf transfer pipette and tips | Eppendorf | various | Check correct size for planned pipetting volume |
| Ethanol, ACS grade | Merck KGaA | 1009832500 | |
| FFP2 or FFP3 mask | various | For working with nanoparticles from non-hazardous materials, when not in a fume hood or glove box | |
| Isopropanol, ACS grade | Merck KGaA | 1096342500 | |
| Lab coat, gloves and goggles | any | ||
| Laboratory centrifuge | Eppendorf | Centrifuge 5430 | |
| Laboratory fume hood | any | necessary for working with nanoparticles | |
| Laboratory stirrer & stirrer bar | NeoLab | D-6010 | |
| Lint-free wipes | Kimberley Clark Professional | Kimtech Science Precision wipes | Recommended for working with Si wafers |
| Liquid Nitrogen | Linde AG | Stickstoff flüssig 5.0 | Only for cooling of the cryogen. |
| Microtube/centrifuge tube 1,5 mL | T.H. Geyer GmbH & Co. KG | Labsolute 7696751 | |
| Nitrogen 5.0 | any | 99.999% purity | |
| Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Pasteur pipette, PE, plastic 3 mL | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Powder sample holder | BAM workshop | "Home-made" sample holder | |
| Propane | Sigma-Aldrich | 769037 | The cryogen should be of highest possible purity. |
| Sample vial or centrifuge tube 1 mL | Greiner Bio-One GmbH | Cellstar 188 261 | Should be capable of being fixed in the Vortexer |
| Silicon wafers | any | ideally 1cm2 pre-cut | |
| Spin-coater | SPS Europe | SPIN150i-NPP | |
| Syringe filter 0,45 µm | Th Geyer | Labsolute 7699803 | For smaller samples; larger versions exist for larger sample volumes |
| ToF-SIMS | IONTOF GmbH | ToF-SIMS IV or V, equipped with Bi LMIG and flood gun | |
| Tweezers for handling Si wafers | any | ||
| ultrapure water | TKA | MicroPure 08.1202 | |
| Ultrasonicator | Bandelin | Sonorex Super | |
| UV/Ozone cleaner | NanoBioAnalytics | UVC-1014 | |
| Vacuum dessicator | any | ||
| Vacuum pump (membrane/diaphragm) | Vacuubrand GmbH | Type MD-4T | |
| Viton O-ring 6.07 x 1.78 mm | Betech GmbH | 2-010, FKM 80 | |
| Vortexer | Heathrow Scientific | Vortexer HS120212 | |
| Wafer Holder 25mm coin style | Semiconductor Production Systems Europe | eWB0091-ASSY-1 | |
| XPS | Kratos | Kratos Axis Ultra DLD |
References
- ISO/TS 18110:2015 in Nanotechnologies - Vocabularies for science, technology and innovation indicators. International Organization for Standardization. , Available from: https://www.iso.org/obp/ui/iso:std:61482:en (2015).
- Valsami-Jones, E., Lynch, I.
- EU Regulation Commission. Commission Regulation (EU) 2018/1881. Official Journal of the European. , (2018).
- Rotello, V. Nanoparticles: Building Blocks for Nanotechnology. , 9042-9046 (2004).
- ACEnano Analytical and Characterisation Excellence. , Available from: http://www.acenano-project.eu/ (2020).
- Mulvaney, P., Parak, W. J., Caruso, F., Weiss, P. S.
- Müller, A., et al. Determining the thickness and completeness of the shell of polymer core-shell nanoparticles by X-ray photoelectron spectroscopy, secondary ion mass spectrometry, and transmission scanning electron microscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 123 (49), 29765-29775 (2019).
- Powell, C. J., Werner, W. S. M., Shard, A. G., Castner, D. G. Evaluation of Two Methods for Determining Shell Thicknesses of Core-Shell Nanoparticles by X-ray Photoelectron Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (39), 22730-22738 (2016).
- Shirasaki, Y., Supran, G. J., Bawendi, M. G., Bulović, V. Emergence of colloidal quantum-dot light-emitting technologies. Nature Photonics. 7 (1), 13-23 (2013).
- Smijs, T. G., Pavel, S. Titanium dioxide and zinc oxide nanoparticles in sunscreens: focus on their safety and effectiveness. Nanotechnology, Science and Applications. 4, 95-112 (2011).
- Medintz, I. L., Uyeda, H. T., Goldman, E. R., Mattoussi, H. Quantum dot bioconjugates for imaging, labelling and sensing. Nature Materials. 4 (6), 435-446 (2005).
- Byrne, J. D., Betancourt, T., Brannon-Peppas, L. Active targeting schemes for nanoparticle systems in cancer therapeutics. Advanced Drug Delivery Reviews. 60 (15), 1615-1626 (2008).
- Serpell, C. J., Cookson, J., Ozkaya, D., Beer, P. D. Core@shell bimetallic nanoparticle synthesis via anion coordination. Nature Chemistry. 3 (6), 478-483 (2011).
- Izak-Nau, E., et al. Impact of storage conditions and storage time on silver nanoparticles' physicochemical properties and implications for their biological effects. RSC Advances. 5 (102), 84172-84185 (2015).
- Widdrat, M., et al. Keeping Nanoparticles Fully Functional: Long-Term Storage and Alteration of Magnetite. ChemPlusChem. 79 (8), 1225-1233 (2014).
- Gorham, J. M., et al. Storage wars: how citrate-capped silver nanoparticle suspensions are affected by not-so-trivial decisions. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2339 (2014).
- Velgosová, O., Elena, Č, Malek, J., Kavuličová, J. Effect of storage conditions on long-term stability of Ag nanoparticles formed via green synthesis. International Journal of Minerals, Metallurgy, and Materials. 24, (2017).
- Zaloga, J., et al. Different storage conditions influence biocompatibility and physicochemical properties of iron oxide nanoparticles. International Journal of Molecular Sciences. 16 (5), (2015).
- Benettoni, P., et al. Identification of nanoparticles and their localization in algal biofilm by 3D-imaging secondary ion mass spectrometry. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 34 (6), 1098-1108 (2019).
- Ndlovu, G. F., et al. Epitaxial deposition of silver ultra-fine nano-clusters on defect-free surfaces of HOPG-derived few-layer graphene in a UHV multi-chamber by in situ STM, ex situ XPS, and ab initio calculations. Nanoscale Research Letters. 7 (1), 173 (2012).
- Caprile, L., et al. Interaction of l-cysteine with naked gold nanoparticles supported on HOPG: a high resolution XPS investigation. Nanoscale. 4 (24), 7727-7734 (2012).
- Baer, D. R., et al. Chapter 4.2 - Preparation of nanoparticles for surface analysis. Characterization of Nanoparticles. , 295-347 (2020).
- Škvarla, J., Kaňuchová, M., Shchukarev, A., Girová, A., Brezáni, I. Cryo-XPS - A new technique for the quantitative analysis of the structure of electric double layer at colloidal particles. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 586, 124234 (2020).
- Shchukarev, A., Ramstedt, M. Cryo-XPS: probing intact interfaces in nature and life. Surface and Interface Analysis. 49 (4), 349-356 (2017).
- Suhard, D., et al. Intracellular uranium distribution: Comparison of cryogenic fixation versus chemical fixation methods for SIMS analysis. Microscopy Research and Technique. 81 (8), 855-864 (2018).
- Piwowar, A. M., et al. Effects of cryogenic sample analysis on molecular depth profiles with TOF-secondary ion mass spectrometry. Analytical Chemistry. 82 (19), 8291-8299 (2010).
- Winograd, N., Bloom, A. Sample preparation for 3D SIMS chemical imaging of cells. Methods in Molecular Biology. 1203, Clifton, N.J. 9-19 (2015).
- Schaepe, K., et al. Characterization of Nanoparticles. , 481-509 (2020).
- Managing nanomaterials in the workplace. European Agency for Safety and Health at Work. , Available from: https://osha.europa.eu/en/emerging-risks/nanomaterials (2020).
- European Union Programme for Employment and Social Solidarity. Working safely with manufactured nanomaterials: guidance for workers. European Union Programme for Employment and Social Solidarity. , (2014).
- Recommendation of the council on the safety testing and assessment of manufactured nanomaterials in C(2019)55/REV1. , Available from: https://legalinstruments.oecd.org/en/instruments/298 (2013).
- Working safely with nanomaterials in research and development. NanoSafety Partnership Group. , Available from: https://www.safenano.org/media/64896/Working_Safely_with_Nanomaterials_-_Release_200_-_Aug2012.pdf (2012).
- La Spina, R., Spampinato, V., Gilliland, D., Ojea-Jimenez, I., Ceccone, G. Influence of different cleaning processes on the surface chemistry of gold nanoparticles. Biointerphases. 12 (3), 031003 (2017).
- Belsey, N. A., et al. Versailles Project on Advanced Materials and Standards Interlaboratory Study on Measuring the Thickness and Chemistry of Nanoparticle Coatings Using XPS and LEIS. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (42), 24070-24079 (2016).
- Ghomrasni, N. B., Chivas-Joly, C., Devoille, L., Hochepied, J. F., Feltin, N. Challenges in sample preparation for measuring nanoparticles size by scanning electron microscopy from suspensions, powder form and complex media. Powder Technology. 359, 226-237 (2020).
- Lu, P. J., et al. Methodology for sample preparation and size measurement of commercial ZnO nanoparticles. Journal of Food and Drug Analysis. 26 (2), 628-636 (2018).
- Allen, T. Powder Sampling and Particle Size Determination. , Elsevier Science. 1-55 (2003).
- Allen, T. Particle Size Measurement. Powder Technology Series. , Springer. (1981).
- Brittain, H. G. Pharmaceutical Technology. 67-73, (2002).
- ISO. Part 4: Reporting information related to the history, preparation, handling and mounting of nano-objects prior to surface analysis. ISO. , (2018).
- Bro, R., Smilde, A. K.
- Graham, D. J., Castner, D. G. Multivariate Analysis of ToF-SIMS Data from Multicomponent Systems: The Why, When, and How. Biointerphases. 7 (1), 49 (2012).
- Jolliffe, I. T., Cadima, J. Principal component analysis: a review and recent developments. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. 374 (2065), 20150202 (2016).
- Lever, J., Krzywinski, M., Altman, N.
- Shiens, J. A tutorial on principal component analysis. , (2014).
- Fletcher, J. S., Lockyer, N. P., Vaidyanathan, S., Vickerman, J. C. TOF-SIMS 3D biomolecular imaging of xenopus laevis oocytes using buckminsterfullerene (C60) primary ions. Analytical Chemistry. 79 (6), 2199-2206 (2007).
- Fletcher, J. S., Rabbani, S., Henderson, A., Lockyer, N. P., Vickerman, J. C. Three-dimensional mass spectral imaging of HeLa-M cells - preparation, data interpretation and visualisation. Rapid Communications in Mass Spectrometry: RCM. 25 (7), 925-932 (2011).
- Malm, J., Giannaras, D., Riehle, M., Gadegaard, N., Sjövall, P. Fixation and Drying Protocols for the Preparation of Cell Samples for Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Analysis. Analytical Chemistry. 81, 7197-7205 (2009).
- Chandra, S. Challenges of biological sample preparation for SIMS imaging of elements and molecules at subcellular resolution. Applied Surface Science. 255, 1273-1284 (2008).
- Hesse, R., Bundesmann, C., Denecke, R. Automatic spike correction using UNIFIT 2020. Surface and Interface Analysis. 51 (13), 1342-1350 (2019).
- Lee, H. H., Fu, S. C., Tso, C. Y., Chao, C. Y. H. Study of residue patterns of aqueous nanofluid droplets with different particle sizes and concentrations on different substrates. International Journal of Heat and Mass Transfer. 105, 230-236 (2017).
- Lin, S. Y., Yang, K. C., Chen, L. J. Effect of surface hydrophobicity on critical pinning concentration of nanoparticles to trigger the coffee ring formation during the evaporation process of sessile drops of nanofluids. Journal of Physical Chemistry. C. 119 (6), 3050-3059 (2015).
- Majumder, M., et al. Overcoming the "Coffee-Stain" effect by compositional marangoni-flow-assisted drop-drying. Journal of Physical Chemistry. B. 116 (22), 6536-6542 (2012).
- Zhong, X., Wu, C. L., Duan, F. From enhancement to elimination of dual-ring pattern of nanoparticles from sessile droplets by heating the substrate. Applied Thermal Engineering. 115, 1418-1423 (2017).
