Summary
Este protocolo demonstra o estudo dos efeitos fisiofisiológicos da fumaça do cigarro (SC) com um sistema de exposição de inalação total (WBI) construído internamente. Este sistema pode expor animais a CS sob condições repetíveis controladas para pesquisa de efeitos mediados pela CS em enfisema pulmonar e hematopoiese.
Abstract
Cerca de 14% dos adultos nos Estados Unidos foram reportados a fumar cigarros em 2018. Os efeitos da fumaça do cigarro (SC) nos pulmões e nas doenças cardiovasculares têm sido amplamente estudados, no entanto, o impacto da SS em outros tecidos e órgãos, como sangue e medula óssea, permanece incompletamente definido. Encontrar o sistema apropriado para estudar os efeitos da CS em roedores pode ser proibitivamente caro e exigir a compra de sistemas disponíveis comercialmente. Assim, pretendemos construir um sistema acessível, confiável e versátil para estudar os efeitos patológicos da CS em camundongos. Esta configuração de exposição à inalação do corpo inteiro (WBIS) imita a respiração e o inchaço dos cigarros, alternando a exposição ao CS e ao ar limpo. Aqui mostramos que este sistema "faça você mesmo" (DIY) induz inflamação das vias aéreas e enfisema pulmonar em camundongos após 4 meses de exposição à fumaça de cigarro. Os efeitos da inalação do corpo inteiro (AIC) da CS sobre as células hematopoiéticas e progenitoras (HSPCs) na medula óssea usando este aparelho também são mostrados.
Introduction
O tabagismo continua sendo uma das principais causas de doenças evitáveis nos EUA, apesar do declínio constante do número de adultos fumantes de cigarros nos últimos 50-60 anos1. É amplamente conhecido que o tabagismo está ligado a múltiplas doenças dos pulmões e do sangue, incluindo doença pulmonar obstrutiva crônica (DPOC), um grupo de doenças que inclui enfisema e bronquite crônica2,3,4. De acordo com o Center for Disease Control (CDC), em 2014, a DPOC foi a terceira principal causa de morte nos Estados Unidos, com mais de 15 milhões de americanos sofrendo dessa doença5.
CS também tem sido recentemente associado a um maior risco de desenvolver hematopoiese clonal (CH)6,7, uma condição na qual uma única célula-tronco hematopoiética produz desproporcionalmente uma grande porcentagem do sangue periférico de uma pessoa. Este achado indica uma conexão potencial entre o tabagismo e a função da medula óssea. Dadas as implicações de saúde generalizadas e altamente significativas da CS e dado que os modelos murinos de doenças são uma pedra angular do progresso na pesquisa biomédica, é útil desenvolver sistemas eficientes e acessíveis para o modelo CS em camundongos.
Aqui, fornecemos um guia passo-a-passo para a construção de um sistema acessível para o tratamento e estudo dos efeitos in vivo da SC sobre enfisema pulmonar e homeostase de medula óssea. A montagem deste equipamento não exige que o usuário tenha conhecimento especializado e, portanto, permite a montagem DIY.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os animais envolvidos nos experimentos e no desenvolvimento dessa técnica estão sob nosso protocolo de uso animal aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) e pelas instituições Baylor College of Medicine e MD Anderson que são credenciadas pela Associação de Avaliação e Acreditação de Cuidados Com Animais Laboratoriais (AAALAC).
1. Construção do aparelho
- Montagem do compressor de ar com o sistema da válvula.
- Conecte os medidores de fluxo (dois 15 L/min com barra Y e 2 decolagens de energia) ao regulador de pressão em miniatura usando um encaixe de mamilo adaptador masculino de 1/8 polegada. Certifique-se de usar a fita de vedação do fio em todas as extremidades roscadas.
- Conecte o regulador de pressão montado com o medidor de fluxo ao instrumento médico do compressor de ar usando o seguinte: um mamilo hexaxado de 1/8 polegada na saída de ar do compressor, um encaixe de acoplamento rosqueado de 1/8 polegadas e um encaixe de mamilo adaptador masculino de 1/8 polegada que se conecta ao regulador de pressão.
- Instale o conector farpado giratório de oxigênio em cada (4) medidor de fluxo.
- Instale um adaptador masculino na saída de ar superior do compressor de ar (peça incluída com o instrumento médico do compressor de ar).
- Montagem de câmaras de exposição (fazer 4 unidades)
- Corte um tubo de cloreto de polivinil clorado de 3/4 polegadas (CPVC) em oito segmentos de 4 polegadas.
- Insira cada segmento em um encaixe CPVC de cotovelo de 3/4 polegadas 90° e conecte o lado de encaixe do cotovelo a um adaptador masculino CPVC de 3/4 polegadas de diâmetro. Deve haver oito segmentos de CPVC, cada um ligado a um encaixe de cotovelo CPVC e um adaptador masculino CPVC.
- Faça dois furos (1 1/4 polegada de diâmetro) em lados opostos mais distantes um do outro de um recipiente hermético de 8,5 L (11,25 x 7,75 x 6 polegadas) com uma tampa (ver Câmara de exposição Figura 1). O posicionamento dos orifícios deve ser centrado de cima para baixo e da esquerda para a direita.
- Insira as laterais roscadas do adaptador masculino CPVC montado antes em cada orifício nos recipientes.
- Do interior do recipiente, conecte uma tampa CPVC de 3/4 polegadas do outro lado (entrada de fumaça de câmara) e um adaptador feminino de irrigação de gotejamento CPVC de 3/4 polegadas de um lado (saída de fumaça da câmara).
- Faça cinco furos de 3 mm na parte superior da tampa CPVC da saída de fumaça da câmara em um padrão de quincunx (chuveiro). Isso permitirá que a fumaça do cigarro entre na câmara com maior velocidade e garante que ela se espalhe uniformemente dentro da câmara em todas as direções.
- Montagem de câmaras de cigarro (compõe até 4 unidades de exposição murina)
- Pegue uma rolha de borracha de um orifício (tamanho do fabricante 8,5) e insira um conector Y farpado de 1/4 polegada no lado mais largo e um encaixe reto de barbeado (abertura de 8 mm) no lado mais estreito. O cigarro será colocado aqui durante o procedimento de fumar (pedestal de cigarro).
- Conecte uma extremidade de um tubo de vinil de grau médico de 12 polegadas a um dos conectores farpados no conector Y ligado à rolha de borracha e a outra extremidade a um encaixe de 1/4 polegada e insira o lado oposto deste encaixe em uma rolha de borracha de um orifício (tamanho do fabricante 1).
- Em outra rolha de borracha (tamanho do fabricante 8,5), insira um conector de tubo reto de 1/4 polegada no lado mais largo da rolha e conecte a extremidade externa do encaixe a um tubo de vinil de grau médico de 7 pés.
- Conecte as duas estruturas de rolha de borracha montadas antes nas etapas 1.3.1-1.3.3 a um cilindro de vidro de 8 polegadas x 1,75 polegadas de um tubo de drenagem de vidro de laboratório.
- Sistema de controle da válvula
- O sistema é controlado por uma abertura rítmica e fechamento de válvulas solenoides que simulam a inalação (puffing) de fumaça de cigarro e ar limpo. O sistema que controla as válvulas solenoides foi projetado comercialmente (ver Tabela de Materiais).
- Montando todos os componentes juntos (ver Figura 1)
- Monte quatro válvulas solenoides nas laterais do sistema de controle da válvula usando fixadores de 1 polegada.
- Conecte as válvulas solenoides ao sistema de controle da válvula seguindo as instruções do fabricante.
- Conecte um conector reto roscado de 10 a 32 (M) ao escape ("EXH") na válvula solenoide e um adaptador de porta rosqueado nas conexões "IN" e "OUT" da mesma válvula solenoide.
- Conecte o medidor de fluxo ligado ao compressor à válvula solenoide através da conexão "OUT" usando uma tubulação de vinil de grau médico de 7 pés.
- Conecte o tubo de vinil de 7 pés montado com a rolha de borracha na etapa 1.3.3. no conector "IN" na válvula solenoide.
- Insira a pequena rolha de borracha da câmara de cigarro na entrada de fumaça da câmara.
- Conecte a válvula solenoide à segunda conexão do conector Y farpado no pedestal de cigarro montado na etapa 1.3.1.
Figura 1: Esquema das conexões do nosso WBIS para exposição à CS. Esta figura demonstra como todos os componentes são montados para formar um aparelho de trabalho. A figura mostra apenas uma câmara de fumantes montada dos quatro que a máquina é capaz de operar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
2. Exposição à fumaça do cigarro
ATENÇÃO: Evite a exposição em segunda e terceira mão à fumaça do cigarro. As câmaras de cigarro e exposição devem ser usadas dentro de um Gabinete de Segurança Biológica de Fluxo De Fluxo De Fluxo Classe II B2. Epi adequado deve ser usado durante a realização dos experimentos de exposição à fumaça (ou seja, máscaras, luvas, rede de cabelo, vestido).
-
Definição de pressão e fluxo de ar
- Uma vez que todos os componentes sejam montados como mostrado na Figura 1,ligue o compressor de ar e espere que o alarme de segurança seja desligado por conta própria.
- Ajuste a pressão do compressor de ar para 40-50 psi girando o botão sobre o regulador de pressão.
- Ajuste o fluxo de ar do compressor de ar para 5 L usando o medidor de fluxo.
- Ligue o controlador da válvula.
- Ajuste o temporizador digital no controlador da válvula para o modo operacional PULSE-C (mostrado no display como "Pu-c") pressionando a tecla SET/LOCK enquanto segura a tecla UP no primeiro dígito do temporizador. Em seguida, pressione a tecla UP até que o modo Pu-c seja atingido. Pressione a tecla RESET para definir o modo de operação exibido (ou seja, Pu-C) como o modo de trabalho.
- Pressione o SET/LOCK para alterar o temporizador 1 (mostrado no visor como "T1").
- Pressione as teclas para cima ou para baixo para definir T1 a 20 s.
- Pressione o SET/LOCK para alterar o temporizador 2 (mostrado no visor como "T2").
- Pressione as teclas para cima ou para baixo para definir T2 a 3 s.
NOTA: As etapas 2.1.5 a 2.1.9 são adaptadas para serem usadas com o temporizador específico (ver Tabela de Materiais). Para obter instruções adicionais sobre outros usos para este produto, consulte o manual do usuário correspondente.
-
Tratamento de fumaça de cigarro
NOTA: Este sistema permite o uso de 1-4 câmaras de exposição murina ao mesmo tempo.- Ligue o compressor de ar e espere o alarme de segurança desligar sozinho.
- Ligue o controlador da válvula.
- Transfira 5 camundongos para cada uma das quatro câmaras de exposição com tampas removíveis herméticas com um volume de 8,5 L. Coloque as quatro câmaras de exposição com ratos dentro de um Gabinete de Segurança Biológica de Fluxo De Fluxo Classe II Tipo B2.
- Dentro do armário de segurança biológica de fluxo laminar, acenda um cigarro e insira o cigarro dentro da câmara de cigarros. Use cigarros comercialmente disponíveis que contenham 15 mg/cig tar e 1,1 mg/cig nicotina8 em comparação com os cigarros de pesquisa Kentucky 3RF4 (9,5 mg/cig tar e 0,73 mg/cig nicotina)9.
- Ligue as válvulas do controlador da válvula que correspondem às câmaras que estão atualmente em uso. A exposição é dividida em 2 fases: (T1) o ar limpo é bombeado para a câmara de exposição por 20 s e (T2) o fluxo de ar faz com que o cigarro queime e a fumaça da câmara de cigarro seja bombeada para a câmara de exposição por 3 s. Deixe o cigarro queimar completamente até chegar ao filtro.
- Ajuste as configurações do temporizador para executar uma média de ~10 puffs/cigarro durante um período de ~4 minutos. Observe que o temporizador e o sistema são facilmente personalizáveis para melhorar ou diminuir o regime de dosagem de CS de acordo com as necessidades de pesquisa dos pesquisadores.
- Remova o filtro de cigarro e descarte-o colocando a bituca de cigarro em um copo de vidro com água para apagar a chama e umedecer o odor.
- Certifique-se de que a câmara de cigarros está fechada novamente e sem um cigarro. Deixe a máquina bombear ar limpo por 10 minutos. É de extrema importância manter o monitoramento constante dos animais vertebrados expostos à SC. Este regime de exposição é otimizado para 5 camundongos fêmeas com mais de 9 semanas de idade por câmara de exposição.
- Repita os passos 2.3.4 a 2.3.7 três vezes para um total de 4 cigarros por câmara por dia. Esse procedimento se repete 5 dias por semana enquanto o pesquisador precisar de seus experimentos.
- Remova os camundongos das câmaras de exposição de volta às suas gaiolas correspondentes.
- Desligue o controlador da válvula e o compressor de ar.
- Remova a exposição e as câmaras de cigarro e lave com água e sabão para remover qualquer resíduo de piche.
- Deixe as câmaras secarem completamente antes de usá-las novamente.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Uma das principais marcas da exposição à CS é o enfisema que é caracterizado pelos danos e destruição de sacos de ar (alvéolos) no pulmão. Assim, os experimentos iniciais se concentraram na capacidade do sistema DIY de provocar alterações enfisemasas nos pulmões de camundongos fêmeas após repetida exposição do corpo inteiro à SC. O regime de dosagem de CS foi escolhido com base em nossas publicações anteriores em que utilizamos o sistema DIY descrito aqui para tratar camundongos com CS e estudar a fisiologia molecular do enfisema10,11,12,13,14,15,16. Especificamente, os camundongos foram expostos de corpo inteiro à fumaça de quatro cigarros comerciais com filtro diariamente, com intervalos livres de fumaça de 10 minutos entre cada cigarro, cinco dias por semana durante uma duração de 4meses 10,11,12,13,14,15,16.
Hematoxylin e eosina (H&E)-manchados de histologia pulmonar mostraram a destruição dos alvéolos em camundongos expostos à CS em comparação com ratos tratados com ar(Figura 2A). De acordo com, a análise histomorfométrica das seções pulmonares de forma cega mostrou que a interceptação linear média (MLI) foi significativamente maior em camundongos expostos à CS em comparação com os controles aéreos(Figura 2B). Como esperado, wbis para CS provoca uma queda no peso corporal (Figura 2C). Consistente com as observações acima, os camundongos expostos à CS também mostraram maior infiltração das vias aéreas das células imunes, bem como indução da expressão genética matrix metaloproteases 9 e12(Mmp9 e Mmp12),que são responsáveis por danos teciduais (Figura 2D,E) 17 . A cotinina, um metabólito de nicotina e biomarcador para exposição à CS, foi detectada como significativamente elevada no soro de camundongos expostos a 4 meses de CS, mas era indetectável em camundongos expostos ao ar(Figura 2F).
Há uma apreciação crescente do impacto multifacetado da exposição à CS nas células e tecidos do corpo. Um estudo prévio mostrou que a exposição de camundongos à CS com regime de 6h/dia, 5 dias/semana durante 9 meses com cigarros 3R4F levou a uma alteração no nicho hematopoiético de células-tronco18. Assim, testamos a capacidade deste sistema DIY de alterar a homeostase da medula óssea utilizando nosso regime de dosagem de CS pré-estabelecido10,11,12,13,14,15,16. Após a exposição, foram analisadas populações de BM utilizando citometria de fluxo (Figura 3A). De acordo com as expectativas, o tratamento de camundongos com CS neste sistema DIY resultou em uma alteração nas populações de medula óssea (MM). Especificamente, a análise citométrica de fluxo mostrou um aumento significativo nas populações hematopoiéticas e progenitoras (HSPC) após 4 meses de exposição à CS em comparação com os controles aéreos(Figura 3B). Ampliando essas observações, a exposição total ao CS de camundongos utilizando um sistema comercialmente disponível (ver Tabela de Materiais) também mostrou alteração nas populações de HSPC(Figura 3C). O regime de dosagem e a duração da exposição à CS utilizada no sistema comercial e a publicação prévia sobre CS e hematopoiesis18 foram bem diferentes deste sistema DIY sugerindo que a homeostase da medula óssea é requintadamente sensível a uma ampla gama de regimes de dosagem e tratamento de CS(Figura 3C). No geral, esses dados destacam que este sistema DIY é uma opção acessível que pode ser usada para expor camundongos a CS em condições controladas para estudar de forma confiável seus efeitos em uma variedade de células e tecidos.
Figura 2: Indução mediada por CS de inflamação das vias aéreas e alterações de enfisematos pulmonares de camundongos. (A) Seções pulmonares manchadas de H&E de camundongos WT C57BL/6 expostos ao Ar ou CS por 4 meses. Ampliação de 4x; ampliação inset 20x. Barra de escala 200 μM. (B) Interceptação linear média (MLI) como medida de distância da parede interalveolar foi medida usando histomorfometria imparcial de camundongos tratados por Air ou CS. (C) Pesos de camundongos após 4 meses de exposição ao Ar ou CS. (D) Contagem total e diferencial de células do fluido de controle de lavagem broncoalveolar (BAL) versus CS. Leucócitos totais (Total), macrófagos (Mac), neurófilos (Neu) e linfócitos (Lym). Expressão relativa de(E) Mmp9 e (F) Mmp12 mRNA quantificado por PCR em tempo real a partir de fluido BAL de ratos expostos ar ou CS e normalizado à expressão Gapdh. n = 4-5 ratos/grupo. (G) Os níveis de soro de cotinina em camundongos expostos ao Ar ou CS foram medidos por ELISA 24 h após o último tratamento de CS; n = 7-8 ratos/grupo. As comparações estatísticas foram feitas utilizando -se(B,C,D,E) Teste tnão pago e(F)teste tde Welch. Dados apresentados Média ± SEM. **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: De acordo com as expectativas este sistema DIY pode ser usado para estudar efeitos mediados por CS na medula óssea de camundongos. (A) Estratégias de gating para identificar HSPCs e HSCs por citometria de fluxo. Os marcadores de linhagem incluem: Gr1, Mac1, B220, CD4, CD8 e Ter119. (B) Percentual de HSPC e HSCs em toda a medula óssea após exposição de CS utilizando este sistema DIY com o mesmo regime de 4 meses. (C) Percentual de HSPC e HSCs em toda a medula óssea após exposição à CS utilizando o sistema comercialmente disponível com o seguinte procedimento de exposição: 24 cigarros de pesquisa 3RF4 diariamente, 12 puffs/cigarro, 5 dias por semana durante 4,5 semanas de duração. (B-C) Teste de Mann-Whitney; n = 5 ratos/grupo. Dados apresentados como Média ± SEM. *p < 0,05. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Aqui fornecemos as informações necessárias para a construção de um aparelho para WBIS de ratos para CS. Após a instalação do sistema, é extremamente importante que os pesquisadores calibram o sistema com base na dose entregue de nicotina ou cotinina em animais. O aparelho contém um temporizador e medidores de pressão que podem ser usados para ajustar o volume do puff de cigarro, a frequência do puff, o período combinado de exposição à fumaça e os intervalos de descanso que os animais recebem entre cada cigarro. Além disso, o número real de cigarros administrados diariamente pode variar dependendo do teor de piche e nicotina. Por fim, é imprescindível que qualquer componente exposto à fumaça do cigarro seja limpo regularmente para garantir a circulação adequada da fumaça e a exposição consistente à fumaça dos animais.
Há pelo menos meia dúzia de sistemas comerciais e protocolos disponíveis para o tratamento de camundongos com CS e toxicantes de ar. No entanto, a maioria dos equipamentos utilizados para este fim requer fornecedores comerciais ou conhecimento aprofundado de eletrônica e/ou engenharia elétrica para montagem. Alguns desses sistemas empregam regimes WBI, enquanto outros incorporam tratamentos somente para nariz, mas esses sistemas podem custar até US $ 100.000 tornando-os proibitivamente caros para a maioria dos laboratórios.
A vantagem deste sistema DIY é a simplicidade inerente na fabricação, baixo custo (~US$ 6.000) e versatilidade. Além disso, os componentes necessários para a construção deste aparelho DIY estão prontamente disponíveis em varejistas comerciais e cadeias de suprimentos. Reconhecemos que uma limitação do protocolo de exposição e equipamento é a falta de equipamentos de dosimetria para medir os componentes da fumaça do cigarro entregues nas câmaras de exposição ao camundongo. No entanto, o projeto deste sistema funciona de forma controlada e mostramos que os níveis de cotinina sérico neste regime de tabagismo escolhido são comparáveis a outros modelos murinos de enfisema induzido por CS20,21. Além disso, este método tem se mostrado com aplicações além do monitoramento dos efeitos da CS nos pulmões e BM. Nosso grupo usou esse sistema para estudar como a fumaça do cigarro afeta o tecido intestinal15. Também recentemente adaptamos este sistema para estudar os efeitos deletérios da exposição a cigarros eletrônicos nos pulmões22.
Em resumo, este aparelho representa um sistema de exposição acessível e fácil de construir para estudar a vasta gama de efeitos prejudiciais do tabagismo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
AR, XH e PE foram apoiados pela concessão do NIH R01HL140398 e uma bolsa da Fundação Gilson Longenbaugh. A DEMM e a KK foram apoiadas pelas bolsas DO NIH R01HL136333 e R01HL134880 (KYK), e uma bolsa da Helis Medical Research Foundation. A DEMM também é apoiada pela Howard Hughes Medical Institute (HHMI) Gilliam Fellowship for Advanced Study. A PE também conta com o apoio do Programa de Bolsas de Pesquisa em Ciências da Saúde Ambiental de Precisão NIEHS T32 ES027801. O JC e o MF são apoiados pelo Tobacco Research Funds do Departamento de Epigenética e Carcinogênese Molecular e pelo Centro de Epigenética (Prêmio Acadêmico para MF) da MD Anderson. FK e YZ são apoiados pelas bolsas NIH R01 ES029442-01 e R01 AI135803-01, bem como a concessão do Mérito VA CX000104. Este projeto foi apoiado pelo Núcleo de Citometria e Triagem Celular da Baylor College of Medicine com financiamento do CPRIT Core Facility Support Award (CPRIT-RP180672), do NIH (CA125123 e RR024574), e da assistência de Joel M. Sederstrom.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 in fastener | Lowes | 756990 | |
| 1/4 in Barbed Y connector | VWR | 89093-282 | |
| 1/4 in straight tubing connector | VWR | 62866-378 | |
| 1/8 hex nipple | Lowes | 877221 | |
| 1/8 in threaded coupling fitting | Lowes | 877208 | |
| 1/8 in threaded male adapter nipple fitting | Lowes | 877243 | |
| 10/32 (M) threaded straight connector | Bimba | EB60 | |
| 3/4 in 90-degree elbow CPVC fitting | Lowes | 22643 | |
| 3/4 in chlorinated polyvinyl chloride (CPVC) pipe | Lowes | 23814 | |
| 3/4 in CPVC cap | Lowes | 23773 | |
| 3/4 in CPVC Drip irrigation female adapter | Lowes | 194629 | |
| 3/4 in diameter CPVC male adapter | Lowes | 23766 | |
| 8.5 L airtight container with lid (11.25in x 7.75in x 6 in) | Komax | N/A | Listed as "Komax Biokips Large Bread Box | (280-oz) Large Storage Container" |
| Glass drain tube (1.75 in diameter x 8 in length) | KIMAX | 6500 | |
| Isonic Solenoid Valves | Bimba | V2A02-AW1 | |
| Marlboro Red 100's | Marlboro | N/A | |
| Oxygen swivel barbed connector | Global Medical Solutions | RES002 | |
| Panasonic Timer LT4H-W | Panasonic | LT4HW | Item was built-in the valve controller by Shepherd Controls & Associates |
| Pressure regulator | Allied Electronics and Automation | 70600552 | Also listed as "Norgren R07-100-RGKA" |
| Rubber stopper # 1 (one hole) | VWR | 59581-163 | |
| Rubber stopper # 8.5 (one hole) | VWR | 59581-389 | |
| Scireq inExpose system | Scireq and Emka Technologies | N/A | Commercial system used for comparison with our DIY WBIS |
| Straight barbed fitting (8mm opening) | VWR | 10028-872 | |
| Thread Sealant tape | Lowes | 1184243 | |
| Threaded port adaptor | Bimba | P1SA1 | |
| Timeter Aridyne 2000 Medical Air Compressor | MFI Medical | AHC-TE20 | |
| Timeter flowmeter | Allied Healthcare Products | 15006-03YP2 | Also listed as "Puritan Air Meter" |
| Valve Control system | Shepherd Controls and Associates | N/A | Company custom designed the valve control system for this model. |
| Vinyl pipes | Vitality Medical | RES3007 |
References
- Current Cigarette Smoking Among Adults in the United States. Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/adult_data/cig_smoking/index.htm (2018).
- Salvi, S. Tobacco smoking and evironmental risk factors for chronic obstructive pulmonary disease. Clinics in Chest Medicine. 35, 17-27 (2014).
- Sunyer, J., et al. Longitudinal relation between smoking and white blood cells. American Journal of Epidemiology. 144, 734-741 (1996).
- Freedman, D. S., Flanders, D., Barboriak, J. J., Malarcher, A. M., Gates, L. Cigarette smoking and leukocyte subpopulations in men. Annals of Epidemiology. 6, 299-306 (1996).
- Chronic Obstructive Pulmonary Disease (COPD). Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/copd/basics-about.html (2019).
- Genovese, G., et al. Clonal hematopoiesis and blood-cancer risk inferred from blood DNA sequence. New England Journal of Medicine. , (2014).
- Steensma, D. P.
- Tobacco. Federal Trade Comission. , Available at: . Accessed: 4th (2020).
- 3R4F Cigarettes. University of Kentucky - College of Agriculture Food and Environment. , Available from: https://ctrp.uky.edu/products/gallery/Reference Cigarettes/detail/936 (2020).
- Shan, M., et al. Cigarette smoke induction of osteopontin (SPP1) mediates T H 17 inflammation in human and experimental emphysema. Science Translational Medicine. 4, 1-10 (2012).
- Yuan, X., et al. Activation of C3a receptor is required in cigarette smoke-mediated emphysema. Nature Mucosal Immunology. 8, 874-885 (2014).
- Yuan, X., et al. Cigarette smoke - induced reduction of C1q promotes emphysema. JCI Insight. 4, 1-17 (2019).
- Shan, M., et al. Agonistic induction of PPAR g reverses cigarette smoke - induced emphysema Find the latest version: Agonistic induction of PPAR γ reverses cigarette smoke - induced emphysema. Journal of Clinical Investigation. 124, 1371-1381 (2014).
- Hong, M. J., et al. Protective role of gd T cells in cigarette smoke and influenza infection. Nature Mucosal Immunology. 11, 834-908 (2018).
- Kim, M., et al. Cigarette smoke induces intestinal inflammation via a Th17 cell-neutrophil axis. Frontiers in Immunology. 10, 1-11 (2019).
- Lu, W., et al. The microRNA miR-22 inhibits the histone deacetylase HDAC4 to promote T H 17 cell - dependent emphysema. Nature Immunology. 16, 1185-1194 (2015).
- Hendrix, A. Y., Kheradmand, F. The Role of Matrix Metalloproteinases in Development, Repair, and Destruction of the Lungs. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 148, Elsevier Inc. (2017).
- Siggins, R. W., Hossain, F., Rehman, T., Melvan, J. N., Welsh, D. A. Cigarette smoke alters the hematopoietic stem cell niche. Med Sci. 2, 37-50 (2014).
- Kheradmand, F., You, R., Gu, B. H., Corry, D. B. Cigarette smoke and DNA cleavage promote lung inflammation and emphysema. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 128, 222-233 (2017).
- Ha, M. A., et al. Menthol attenuates respiratory irritation and elevates blood cotinine in cigarette smoke exposed mice. PLoS ONE. , 1-16 (2015).
- Moreno-Gonzalez, I., Estrada, L. D., Sanchez-Mejias, E., Soto, C. Smoking exacerbates amyloid pathology in a mouse model of Alzheimer's disease. Nature Communications. 4, 1-10 (2013).
- Madison, M. C., et al. Electronic cigarettes disrupt lung lipid homeostasis and innate immunity independent of nicotine. Journal of Clinical Investigation. 129, 4290-4304 (2019).
