Summary
Questo protocollo dimostra lo studio degli effetti fisiopatologici del fumo di sigaretta (CS) con un sistema di esposizione all'inalazione di tutto il corpo (WBI) (WBIS) costruito internamente. Questo sistema può esporre gli animali a CS in condizioni ripetibili controllate per la ricerca di effetti mediati dalla CS sull'enfisema polmonare e sull'ematopoiesi.
Abstract
Quasi il 14% degli adulti negli Stati Uniti è stato segnalato per fumare sigarette nel 2018. Gli effetti del fumo di sigaretta (CS) sui polmoni e sulle malattie cardiovascolari sono stati ampiamente studiati, tuttavia, l'impatto della CS su altri tessuti e organi come sangue e midollo osseo rimane incompleto definito. Trovare il sistema appropriato per studiare gli effetti della CS sui roditori può essere proibitivo e richiedere l'acquisto di sistemi disponibili in commercio. Pertanto, abbiamo deciso di costruire un sistema conveniente, affidabile e versatile per studiare gli effetti patologici della CS nei topi. Questo sistema di esposizione all'inalazione per tutto il corpo (WBIS) imita la respirazione e il sbuffamento delle sigarette alternando l'esposizione a CS e aria pulita. Qui mostriamo che questo sistema fai-da-te (fai-da-te) induce infiammazione delle vie aeree ed enfisema polmonare nei topi dopo 4 mesi di esposizione al fumo di sigaretta. Sono inoltre mostrati gli effetti dell'inalazione di CS su tutto il corpo sulle cellule staminali ematopoietiche e progenitrici (HSPC) nel midollo osseo utilizzando questo apparecchio.
Introduction
Il fumo di sigaretta rimane una delle principali cause di malattie prevenibili negli Stati Uniti, nonostante il costante calo del numero di adulti che fumano sigarette negli ultimi 50-60 anni1. È ampiamente noto che il fumo è collegato a molteplici malattie dei polmoni e del sangue tra cui la broncopneumopatia cronica ostruttiva (BPCO), un gruppo di malattie che include enfisema e bronchitecronica 2,3,4. Secondo il Center for Disease Control (CDC), nel 2014, la BPCO è stata la terza causa di morte negli Stati Uniti con oltre 15 milioni di americani che soffrono di questa malattia5.
Cs è stato anche recentemente associato a un rischio più elevato di sviluppare ematopoiesi clonale (CH)6,7, una condizione in cui una singola cellula staminale ematopoietica produce in modo sproporzionato una grande percentuale del sangue periferico di una persona. Questa scoperta indica una potenziale connessione tra il fumo e la funzione del midollo osseo. Date le diffuse e altamente significative implicazioni per la salute della CS e dato che i modelli murini di malattie sono una pietra miliare del progresso nella ricerca biomedica, è utile sviluppare sistemi efficienti e convenienti per modellare cs nei topi.
Qui, forniamo una guida passo-passo per la costruzione di un sistema conveniente per il trattamento e lo studio degli effetti in vivo di CS sull'enfisema polmonare e sull'omeostasi del midollo osseo. L'assemblaggio di questa apparecchiatura non richiede all'utente di avere conoscenze specializzate e quindi consente l'assemblaggio fai-da-te.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutti gli animali coinvolti negli esperimenti e nello sviluppo di questa tecnica sono stati sotto il nostro protocollo sull'uso animale approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) e dalle istituzioni del Baylor College of Medicine e MD Anderson accreditate dall'Associazione per la valutazione e l'accreditamento della cura degli animali di laboratorio (AAALAC).
1. Costruzione dell'apparecchio
- Assemblaggio del compressore d'aria con il sistema di valvole.
- Collegare i misuratori di portata (due 15 L/min con barra Y e 2 decolli di potenza) al regolatore di pressione in miniatura utilizzando un raccordo per capezzoli maschi filettato da 1/8 pollice. Assicurarsi di utilizzare il nastro di tenuta del filo in tutte le estremità filettate.
- Collegare il regolatore di pressione assemblato con il flussometro allo strumento del compressore d'aria medicale utilizzando quanto segue: un capezzolo esagonale da 1/8 pollice sulla presa d'aria del compressore, un raccordo di accoppiamento filettato da 1/8 pollice e un raccordo per capezzoli maschi filettato da 1/8 pollice che si collega al regolatore di pressione.
- Installare il connettore spinato girevole ad ossigeno su ogni (4) flussometro.
- Installare un adattatore maschile sulla presa d'aria superiore del compressore d'aria (parte inclusa con lo strumento del compressore d'aria medico).
- Assemblare le camere di esposizione (fare 4 unità)
- Tagliare un tubo di cloruro di polivinile clorurato da 3/4 pollici (CPVC) in otto segmenti da 4 pollici.
- Inserire ogni segmento in un raccordo CPVC a gomito da 3/4" da 90° e collegare il lato di raccordo del gomito a un adattatore maschio CPVC di 3/4 di diametro. Dovrebbero esserci otto segmenti CPVC, ognuno collegato a un raccordo a gomito CPVC e un adattatore maschio CPVC.
- Praticare due fori (1 1/4 di diametro) sui lati opposti più distanti l'uno dall'altro di un contenitore ermetico da 8,5 L (11,25 x 7,75 x 6 pollici) con coperchio (vedere figura 1 camera di esposizione). Il posizionamento dei fori deve essere centrato dall'alto verso il basso e da sinistra a destra.
- Inserire i lati filettati dell'adattatore maschio CPVC assemblato prima in ogni foro nei contenitori.
- Dall'interno del contenitore, attaccare un cappuccio CPVC da 3/4 pollici sull'altro lato (ingresso fumo camera) e un adattatore femmina di irrigazione CPVC Drip da 3/4 pollici su un lato (uscita fumo camera).
- Praticare cinque fori da 3 mm sulla parte superiore del cappuccio CPVC dell'uscita del fumo della camera in un motivo quincunx (soffione). Ciò consentirà al fumo di sigaretta di entrare nella camera con una velocità maggiore e assicura che si diffonda uniformemente all'interno della camera in tutte le direzioni.
- Assemblaggio camere di sigarette (costituisce fino a 4 unità di esposizione murina)
- Prendi un tappo in gomma a un foro (formato produttore 8.5) e inserisci un connettore Y spinato da 1/4 di pollice sul lato più largo e un raccordo spinato dritto (apertura di 8 mm) sul lato più stretto. La sigaretta verrà posta qui durante la procedura di fumo (piedistallo di sigaretta).
- Collegare un'estremità di un tubo in vinile di grado medico lungo 12 pollici a uno dei connettori spinati sul connettore Y collegato al tappo di gomma e l'altra estremità a un raccordo da 1/4 di pollice e inserire il lato opposto di questo raccordo su un tappo di gomma a foro unico (dimensione 1 del produttore).
- Su un altro tappo di gomma (dimensione del produttore 8.5), inserire un connettore di tubi dritti da 1/4 di pollice sul lato più largo del tappo e collegare l'estremità esterna del raccordo a un tubo in vinile di grado medico da 7 piedi.
- Collegare le due strutture del tappo in gomma assemblate prima nei passaggi da 1.3.1 a 1.3.3 a un cilindro di vetro da 8 pollici x 1,75 pollici da un tubo di scarico in vetro da laboratorio.
- Sistema di controllo valvole
- Il sistema è controllato da un'apertura ritmica e chiusura di valvole solenoidi che simulano l'inalazione (sbuffamento) di fumo di sigaretta e aria pulita. Il sistema che controlla le valvole solenoidi è stato progettato commercialmente (vedi Tabella dei materiali).
- Assemblaggio di tutti i componenti (vedere figura 1)
- Montare quattro valvole solenoidi ai lati del sistema di controllo della valvola utilizzando elementi di fissaggio da 1 pollice.
- Collegare le valvole solenoidi al sistema di controllo della valvola seguendo le istruzioni del produttore.
- Collegare un connettore dritto filettato 10-32 (M) alla connessione di scarico ("EXH") sulla valvola solenoide e un adattatore di porta filettato sulle connessioni "IN" e "OUT" della stessa valvola solenoide.
- Collegare il flussometro collegato al compressore alla valvola solenoide attraverso la connessione "OUT" utilizzando un tubo in vinile di grado medico da 7 piedi.
- Collegare il tubo in vinile da 7 piedi assemblato con il tappo di gomma nel passaggio 1.3.3. sul connettore "IN" sulla valvola solenoide.
- Inserire il piccolo tappo di gomma della camera di sigaretta sull'ingresso di fumo della camera.
- Collegare la valvola solenoide al secondo collegamento del connettore Y spinato sul piedistallo delle sigarette assemblato nel passaggio 1.3.1.
Figura 1: Schema delle connessioni del nostro WBIS per l'esposizione a CS. Questa figura dimostra come tutti i componenti vengono assemblati per formare un apparato funzionante. La figura mostra solo una camera di fumo assemblata dei quattro che la macchina è in grado di funzionare. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
2. Esposizione al fumo di sigaretta
ATTENZIONE: Evitare l'esposizione di seconda e terza mano al fumo di sigaretta. Le camere di sigarette e di esposizione devono essere utilizzate all'interno di un armadio di sicurezza biologica a flusso laminare di classe II B2. I DPI appropriati devono essere indossati durante lo svolgimento degli esperimenti di esposizione al fumo (ad esempio, maschere, guanti, retine per capelli, abito).
-
Impostazione della pressione e del flusso d'aria
- Una volta assemblati tutti i componenti, come mostrato nella figura 1, accendere il compressore d'aria e attendere che l'allarme di sicurezza si s spenta da solo.
- Regolare la pressione del compressore d'aria a 40-50 psi ruotando la manopola sul regolatore di pressione.
- Regolare il flusso d'aria dal compressore d'aria a 5 L utilizzando il flussometro.
- Accendere il regolatore della valvola.
- Regolare il timer digitale sul controller della valvola sulla modalità operativa PULSE-C (visualizzata nel display come "Pu-c") premendo il tasto SET/LOCK tenendo premuto il tasto UP alla prima cifra del timer. Quindi, premere il tasto UP fino a raggiungere la modalità Pu-c. Premere IL TASTO RESET per impostare la modalità operativa visualizzata (ad esempio Pu-C) come modalità di lavoro.
- Premere IL SET/LOCK per cambiare timer 1 (visualizzato nel display come "T1").
- Premere i tasti SU o GIÙ per impostare T1 su 20 s.
- Premere IL SET/LOCK per cambiare timer 2 (visualizzato nel display come "T2").
- Premere i tasti SU o GIÙ per impostare T2 su 3 s.
NOTA: I passaggi da 2.1.5 a 2.1.9 sono personalizzati per essere utilizzati con il timer specifico (vedi Tabella dei materiali). Per ulteriori istruzioni su altri usi per questo prodotto, vedere il relativo manuale d'uso.
-
Trattamento del fumo di sigaretta
NOTA: Questo sistema consente l'uso di 1-4 camere di esposizione murina allo stesso tempo.- Accendere il compressore d'aria e attendere che l'allarme di sicurezza si sfugni da solo.
- Accendere il regolatore della valvola.
- Trasferire 5 topi in ciascuna delle quattro camere di esposizione con coperchi rimovibili ermetici con un volume di 8,5 L. Posizionare le quattro camere di esposizione con topi all'interno di un armadio di sicurezza biologica a flusso laminare di classe II tipo B2.
- All'interno dell'armadio di sicurezza biologico laminare flow, accendere una sigaretta e inserire la sigaretta all'interno della camera di sigaretta. Utilizzare sigarette disponibili in commercio che contengono 15 mg/catrame cig e 1,1 mg/cig nicotina8 rispetto alle sigarette di ricerca Kentucky 3RF4 (9,5 mg/catrame cig e 0,73 mg/cig nicotina)9.
- Accendere le valvole sul controller della valvola che corrispondono alle camere attualmente in uso. L'esposizione è divisa in 2 fasi: (T1) l'aria pulita viene pompata nella camera di esposizione per 20 s e (T2) il flusso d'aria fa bruciare la sigaretta e il fumo dalla camera di sigaretta viene pompato nella camera di esposizione per 3 s. Lasciare bruciare completamente la sigaretta fino a raggiungere il filtro.
- Regola le impostazioni del timer per eseguire una media di ~ 10 sbuffi / sigaretta in un periodo di ~ 4 minuti. Si noti che il timer e il sistema sono facilmente personalizzabili per migliorare o abbassare il regime di dosamento CS in base alle esigenze di ricerca degli investigatori.
- Rimuovere il filtro per sigarette e smaltirlo mettendo il mozzicone di sigaretta in un bicchiere con acqua per spegnere la fiamma e smorzare l'odore.
- Assicurarsi che la camera di sigaretta sia nuovamente chiusa e senza sigaretta. Lasciare pompare aria pulita alla macchina per 10 minuti. È della massima importanza mantenere un monitoraggio costante degli animali vertebrati esposti a CS. Questo regime di esposizione è ottimizzato per 5 topi femmine di età superiore a 9 settimane per camera di esposizione.
- Ripetere i passaggi da 2.3.4 a 2.3.7 tre volte per un totale di 4 sigarette per camera al giorno. Questa procedura viene ripetuta 5 giorni alla settimana per tutto il tempo di cui il ricercatore ha bisogno per i loro esperimenti.
- Rimuovere i topi dalle camere di esposizione nelle gabbie corrispondenti.
- Spegnere il regolatore della valvola e il compressore d'aria.
- Rimuovere l'esposizione e le camere di sigarette e lavare con acqua e sapone per rimuovere eventuali residui di catrame.
- Lasciare asciugare completamente le camere prima di usarle di nuovo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Uno dei principali tratti distintivi dell'esposizione al CS è l'enfisema che è caratterizzato dal danno e dalla distruzione delle sacche d'aria (alveoli) nel polmone. Pertanto, gli esperimenti iniziali si concentrarono sulla capacità del sistema fai-da-te di provocare cambiamenti enfisematosi nei polmoni delle femmine topi dopo ripetute esposizioni di tutto il corpo a CS. Il regime di dosamento CS è stato scelto sulla base delle nostre precedenti pubblicazioni in cui abbiamo utilizzato il sistema fai-da-te qui descritto per trattare i topi con CS e studiare la fisiopatologia molecolare dell'enfisema10,11,12,13,14,15,16. Nello specifico, i topi sono stati esposti tutto il corpo al fumo di quattro sigarette commerciali con filtro al giorno, con intervalli senza fumo di 10 minuti tra ogni sigaretta, cinque giorni alla settimana per una durata di 4 mesi10,11,12,13,14,15,16.
L'istologia polmonare macchiata di ematossilina ed eosina (H&E) ha mostrato la distruzione degli alveoli nei topi esposti a CS rispetto ai topi trattati con aria (Figura 2A). D'accordo, l'analisi istomorfometrica delle sezioni polmonari in modo accecato ha mostrato che l'intercetta lineare media (MLI) era significativamente più alta nei topi esposti a CS rispetto ai controlli dell'aria (Figura 2B). Come previsto, da WBIS a CS provoca un calo del peso corporeo (Figura 2C). Coerentemente con le osservazioni di cui sopra, i topi esposti al CS hanno anche mostrato una maggiore infiltrazione delle vie aeree delle cellule immunitarie e l'induzione dell'espressione genica matrix metalloproteases 9 e 12 (Mmp9 e Mmp12), responsabili dei danni ai tessuti(Figura 2D,E)17. La cotinina, metabolita della nicotina e biomarcatore per l'esposizione alla CS, è stata rilevata come significativamente elevata nel siero dei topi esposti a 4 mesi di CS ma non rilevabile nei topi esposti all'aria(figura 2F).
Vi è un crescente apprezzamento dell'impatto sfaccettato dell'esposizione alla CS sulle cellule e sui tessuti del corpo. Uno studio precedente ha dimostrato che l'esposizione wbi dei topi a CS con un regime di 6 h/giorno, 5 giorni alla settimana per 9 mesi con sigarette 3R4F ha portato a un'alterazione della nicchia delle cellule staminali ematopoietiche18. Pertanto, abbiamo testato la capacità di questo sistema fai-da-te di alterare l'omeostasi del midollo osseo utilizzando il nostro regime di dosamento CSprestabilito 10,11,12,13,14,15,16. Dopo l'esposizione, abbiamo analizzato le popolazioni di BM utilizzando la citometria del flusso (Figura 3A). In conformità con le aspettative, il trattamento dei topi con CS su questo sistema fai-da-te ha comportato un'alterazione delle popolazioni di midollo osseo (BM). In particolare, l'analisi citometrica del flusso ha mostrato un aumento significativo delle popolazioni di staminali ematopoietiche e progenitrici (HSPC) dopo 4 mesi di esposizione al CS rispetto ai controlli dell'aria(figura 3B). Estendendo queste osservazioni, l'esposizione di tutti i corpo a CS di topi che utilizzano un sistema disponibile in commercio (vedi Tabella dei materiali)ha anche mostrato un'alterazione delle popolazioni di HSPC(figura 3C). Il regime di dosamento e la durata dell'esposizione alle CS utilizzati nel sistema commerciale e la pubblicazione precedente su CS ed ematopoiesi18 erano molto diversi da questo sistema fai-da-fare che suggerisce che l'omeostasi del midollo osseo è squisitamente sensibile a un'ampia gamma di regimi di dosamento e trattamento CS(figura 3C). Nel complesso, questi dati evidenziano che questo sistema fai-da-te è un'opzione conveniente che può essere utilizzata per esporre i topi a CS in condizioni controllate per studiarne in modo affidabile gli effetti in una serie di cellule e tessuti.
Figura 2: Induzione mediata dal CS dell'infiammazione delle vie aeree e cambiamenti enfisematosi polmonari dei topi. (A) Sezioni polmonari macchiate H&E da topi WT C57BL/6 esposti ad Air o CS per 4 mesi. Ingrandimento 4x; ingrandimento 20x interno. Barra di scala 200 μM. (B) L'intercetta lineare media (MLI) come misura della distanza della parete interalveolare è stata misurata utilizzando istomorfometria imparziale da topi trattati con pesi di topi air oCS.( C ) dopo 4 mesi di esposizione all'aria o alla CS. (D) Numero totale e differenziale di cellule da liquido di controllo (Aria) di lavanda broncoalveolare (BAL) rispetto ai topi trattati con CS. Leucociti totali (Totale), macrofagi (Mac), neutrofili (Neu) e linfociti (Lym). Espressione relativa di (E) Mmp9 e (F) Mmp12 mRNA quantificata da PCR in tempo reale dal fluido BAL dei topi esposti Air o CS e normalizzata all'espressione gapdh. n = 4-5 topi/gruppo. (G) I livelli sieri di cotinina nei topi esposti all'aria o al CS sono stati misurati da ELISA 24 ore dopo l'ultimo trattamento con CS; n = 7-8 topi/gruppo. I confronti statistici sono stati eseguiti utilizzando (B,C,D,E) Test t- nonaccoppiato e (F) test t diWelch. Dati mostrati Media ± SEM. **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: In linea con le aspettative, questo sistema fai-da-te può essere utilizzato per studiare gli effetti mediati dalla CS nel midollo osseo dei topi. (A) Strategie di Gating per identificare gli HSPC e gli HSC mediante citometria a flusso. I marcatori di discendenza includono: Gr1, Mac1, B220, CD4, CD8 e Ter119. (B) Percentuale di HSPC e HSC nell'intero midollo osseo dopo l'esposizione al CS utilizzando questo sistema fai-da-te con lo stesso regime di 4 mesi. (C) Percentuale di HSPC e HSC nell'intero midollo osseo dopo l'esposizione al CS utilizzando il sistema disponibile in commercio con la seguente procedura di esposizione: 24 3RF4 sigarette di ricerca al giorno, 12 sbuffi/sigarette, 5 giorni alla settimana per una durata di 4,5 settimane. (B–C) Test mann-whitney; n = 5 topi/gruppo. Dati indicati come media ± SEM. *p < 0,05. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Qui forniamo le informazioni necessarie per la costruzione di un apparato per WBIS di topi a CS. Dopo l'installazione del sistema, è di fondamentale importanza che gli investigatori calibrino il sistema in base alla dose erogata di nicotina o cotinina negli animali. L'apparecchio contiene un timer e manometri che possono essere utilizzati per regolare il volume del soffio di sigaretta, la frequenza del puff, il periodo combinato di esposizione al fumo e gli intervalli di riposo che gli animali ricevono tra ogni sigaretta. Inoltre, il numero effettivo di sigarette somministrate giornalmente può variare a seconda del contenuto di catrame e nicotina. Infine, è indispensabile che qualsiasi componente esposto al fumo di sigaretta sia pulito regolarmente per garantire un'adeguata circolazione del fumo e un'esposizione coerente al fumo degli animali.
Sono disponibili almeno una mezza dozzina di sistemi e protocolli commerciali per il trattamento di topi con CS e sostanze tossiche per l'aria. Tuttavia, la maggior parte delle apparecchiature utilizzate a questo scopo richiede fornitori commerciali o una conoscenza approfondita dell'elettronica e / o dell'ingegneria elettrica per l'assemblaggio. Alcuni di questi sistemi utilizzano regimi WBI mentre altri incorporano trattamenti solo per il naso, ma questi sistemi possono costare fino a $ 100,000 rendendoli proibitivi per la maggior parte dei laboratori.
Il vantaggio di questo sistema fai-da-te è la semplicità intrinseca nella produzione, il basso costo (~ $ 6,000) e la versatilità. Inoltre, i componenti necessari per la costruzione di questo apparato fai-da-te sono prontamente disponibili presso i rivenditori commerciali e le catene di approvvigionamento. Riconosciamo che una limitazione del protocollo e delle apparecchiature di esposizione è la mancanza di apparecchiature dosimetriche per misurare i costituenti del fumo di sigaretta consegnati nelle camere di esposizione dei topi. Tuttavia, il design di questo sistema funziona in modo controllato e abbiamo dimostrato che i livelli di cotinina sierica in questo regime di fumo scelto sono paragonabili ad altri modelli murini di enfisema indotto da CS20,21. Inoltre, questo metodo ha dimostrato di avere applicazioni oltre al monitoraggio degli effetti della CS nei polmoni e nel BM. Il nostro gruppo ha utilizzato questo sistema per studiare come il fumo di sigaretta influisce sul tessutointestinale 15. Recentemente abbiamo anche adattato questo sistema per studiare gli effetti deleteri dell'esposizione alle sigarette elettroniche sui polmoni22.
In sintesi, questo apparecchio rappresenta un sistema di esposizione economico e facile da costruire per studiare la vasta gamma di effetti dannosi del fumo di sigaretta.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
AR, XH e PE sono stati sostenuti da una sovvenzione NIH R01HL140398 e da una sovvenzione della Gilson Longenbaugh Foundation. DEMM e KK sono stati sostenuti dalle sovvenzioni NIH R01HL136333 e R01HL134880 (KYK), e da una sovvenzione della Helis Medical Research Foundation. Demm è anche supportato dalla Howard Hughes Medical Institute (HHMI) Gilliam Fellowship for Advanced Study. PE è anche supportato da Training in Precision Environmental Health Sciences NIEHS T32 ES027801 Fellowship Program. JC e MF sono supportati da Fondi di ricerca sul tabacco del Dipartimento di Epigenetica e Carcinogenesi Molecolare e dal Center for Epigenetics (Scholar Award to MF) di MD Anderson. FK e YZ sono supportati da sovvenzioni NIH R01 ES029442-01 e R01 AI135803-01 e dalla sovvenzione VA Merit CX000104. Questo progetto è stato sostenuto dal Nucleo di citometria e smistamento cellulare del Baylor College of Medicine con il finanziamento del CPRIT Core Facility Support Award (CPRIT-RP180672), del NIH (CA125123 e RR024574) e dell'assistenza di Joel M. Sederstrom.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 in fastener | Lowes | 756990 | |
| 1/4 in Barbed Y connector | VWR | 89093-282 | |
| 1/4 in straight tubing connector | VWR | 62866-378 | |
| 1/8 hex nipple | Lowes | 877221 | |
| 1/8 in threaded coupling fitting | Lowes | 877208 | |
| 1/8 in threaded male adapter nipple fitting | Lowes | 877243 | |
| 10/32 (M) threaded straight connector | Bimba | EB60 | |
| 3/4 in 90-degree elbow CPVC fitting | Lowes | 22643 | |
| 3/4 in chlorinated polyvinyl chloride (CPVC) pipe | Lowes | 23814 | |
| 3/4 in CPVC cap | Lowes | 23773 | |
| 3/4 in CPVC Drip irrigation female adapter | Lowes | 194629 | |
| 3/4 in diameter CPVC male adapter | Lowes | 23766 | |
| 8.5 L airtight container with lid (11.25in x 7.75in x 6 in) | Komax | N/A | Listed as "Komax Biokips Large Bread Box | (280-oz) Large Storage Container" |
| Glass drain tube (1.75 in diameter x 8 in length) | KIMAX | 6500 | |
| Isonic Solenoid Valves | Bimba | V2A02-AW1 | |
| Marlboro Red 100's | Marlboro | N/A | |
| Oxygen swivel barbed connector | Global Medical Solutions | RES002 | |
| Panasonic Timer LT4H-W | Panasonic | LT4HW | Item was built-in the valve controller by Shepherd Controls & Associates |
| Pressure regulator | Allied Electronics and Automation | 70600552 | Also listed as "Norgren R07-100-RGKA" |
| Rubber stopper # 1 (one hole) | VWR | 59581-163 | |
| Rubber stopper # 8.5 (one hole) | VWR | 59581-389 | |
| Scireq inExpose system | Scireq and Emka Technologies | N/A | Commercial system used for comparison with our DIY WBIS |
| Straight barbed fitting (8mm opening) | VWR | 10028-872 | |
| Thread Sealant tape | Lowes | 1184243 | |
| Threaded port adaptor | Bimba | P1SA1 | |
| Timeter Aridyne 2000 Medical Air Compressor | MFI Medical | AHC-TE20 | |
| Timeter flowmeter | Allied Healthcare Products | 15006-03YP2 | Also listed as "Puritan Air Meter" |
| Valve Control system | Shepherd Controls and Associates | N/A | Company custom designed the valve control system for this model. |
| Vinyl pipes | Vitality Medical | RES3007 |
References
- Current Cigarette Smoking Among Adults in the United States. Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/adult_data/cig_smoking/index.htm (2018).
- Salvi, S. Tobacco smoking and evironmental risk factors for chronic obstructive pulmonary disease. Clinics in Chest Medicine. 35, 17-27 (2014).
- Sunyer, J., et al. Longitudinal relation between smoking and white blood cells. American Journal of Epidemiology. 144, 734-741 (1996).
- Freedman, D. S., Flanders, D., Barboriak, J. J., Malarcher, A. M., Gates, L. Cigarette smoking and leukocyte subpopulations in men. Annals of Epidemiology. 6, 299-306 (1996).
- Chronic Obstructive Pulmonary Disease (COPD). Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/copd/basics-about.html (2019).
- Genovese, G., et al. Clonal hematopoiesis and blood-cancer risk inferred from blood DNA sequence. New England Journal of Medicine. , (2014).
- Steensma, D. P.
- Tobacco. Federal Trade Comission. , Available at: . Accessed: 4th (2020).
- 3R4F Cigarettes. University of Kentucky - College of Agriculture Food and Environment. , Available from: https://ctrp.uky.edu/products/gallery/Reference Cigarettes/detail/936 (2020).
- Shan, M., et al. Cigarette smoke induction of osteopontin (SPP1) mediates T H 17 inflammation in human and experimental emphysema. Science Translational Medicine. 4, 1-10 (2012).
- Yuan, X., et al. Activation of C3a receptor is required in cigarette smoke-mediated emphysema. Nature Mucosal Immunology. 8, 874-885 (2014).
- Yuan, X., et al. Cigarette smoke - induced reduction of C1q promotes emphysema. JCI Insight. 4, 1-17 (2019).
- Shan, M., et al. Agonistic induction of PPAR g reverses cigarette smoke - induced emphysema Find the latest version: Agonistic induction of PPAR γ reverses cigarette smoke - induced emphysema. Journal of Clinical Investigation. 124, 1371-1381 (2014).
- Hong, M. J., et al. Protective role of gd T cells in cigarette smoke and influenza infection. Nature Mucosal Immunology. 11, 834-908 (2018).
- Kim, M., et al. Cigarette smoke induces intestinal inflammation via a Th17 cell-neutrophil axis. Frontiers in Immunology. 10, 1-11 (2019).
- Lu, W., et al. The microRNA miR-22 inhibits the histone deacetylase HDAC4 to promote T H 17 cell - dependent emphysema. Nature Immunology. 16, 1185-1194 (2015).
- Hendrix, A. Y., Kheradmand, F. The Role of Matrix Metalloproteinases in Development, Repair, and Destruction of the Lungs. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 148, Elsevier Inc. (2017).
- Siggins, R. W., Hossain, F., Rehman, T., Melvan, J. N., Welsh, D. A. Cigarette smoke alters the hematopoietic stem cell niche. Med Sci. 2, 37-50 (2014).
- Kheradmand, F., You, R., Gu, B. H., Corry, D. B. Cigarette smoke and DNA cleavage promote lung inflammation and emphysema. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 128, 222-233 (2017).
- Ha, M. A., et al. Menthol attenuates respiratory irritation and elevates blood cotinine in cigarette smoke exposed mice. PLoS ONE. , 1-16 (2015).
- Moreno-Gonzalez, I., Estrada, L. D., Sanchez-Mejias, E., Soto, C. Smoking exacerbates amyloid pathology in a mouse model of Alzheimer's disease. Nature Communications. 4, 1-10 (2013).
- Madison, M. C., et al. Electronic cigarettes disrupt lung lipid homeostasis and innate immunity independent of nicotine. Journal of Clinical Investigation. 129, 4290-4304 (2019).
