Summary
Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. Descriviamo un modello di coda murina cronica di linfedema e il nuovo uso della tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la consegna del carico genetico alla coda.
Abstract
Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. L'arto interessato si allarga a causa dell'accumulo di liquidi, adiposi e fibrosi. Non esiste una cura per questa malattia. Un modello di coda di topo che utilizza un'escissione cutanea focale a tutto spessore vicino alla base della coda, con conseguente gonfiore della coda, è stato utilizzato per studiare il linfedema. Tuttavia, questo modello può causare una vascolarizzazione e conseguente necrosi della coda e una risoluzione precoce del gonfiore della coda, limitandone la traducibilità clinica. Il modello di linfedema cronico della coda murina induce linfedema prolungato per 15 settimane e una perfusione affidabile alla coda. I miglioramenti del tradizionale modello di linfedema della coda murina includono 1) escissione precisa a tutto spessore e clipping linfatico utilizzando un microscopio chirurgico, 2) conferma della perfusione arteriosa e venosa post-operatoria utilizzando speckle laser ad alta risoluzione e 3) valutazione funzionale utilizzando linfangiografia laser a infrarossi verde indocianina. Utilizziamo anche la tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la nuova consegna non virale, transcutanea e focale del carico genetico alla vascolarizzazione della coda di topo.
Introduction
Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. L'arto interessato si allarga a causa dell'accumulo di liquidi, adiposi e fibrosi1. Il linfedema colpisce 250 milioni di persone in tutto il mondo2,3,4. Si stima che il 20-40% delle pazienti sottoposte a trattamento per tumori maligni solidi, come il cancro al seno, il melanoma, i tumori ginecologici/urologici, o i sarcomi, sviluppino linfedema 2,4,5. La morbilità da linfedema comprende infezioni ricorrenti, dolore e deformità6. Non esiste una cura per questa malattia progressiva e per tutta la vita. Le terapie attuali sono variaby efficace7 e comprendono compressione, terapia decongestionante completa da parte di fisioterapisti, procedure escissionali e operazioni microchirurgiche, tra cui il trasferimentodei linfonodi vascolarizzati e il bypass linfovenoso7,8,9,10,11,12,13,14. Il trattamento ideale per il linfedema deve ancora essere scoperto.
Lo studio del meccanismo e della terapia del linfedema è stato limitato. C'è un esordio ritardato medio di un anno dopo la lesione linfatica15,16 e la maggior parte degli individui che subiscono insulto iatrogeno con radiazioni e chirurgia non sviluppano linfedema4,6,17. Sebbene siano stati descritti modelli animali di grandi dimensioni, tra cui cani, pecore e maiali18,19,20,il modello di coda di topo è stato il più ampiamente applicato a causa della facilità, del costo e della riproducibilità. I modelli murini per lo studio del linfedema includono un modello di coda, ablazione linfatica mediata dalla diptheria-tossina e dissezione linfonodale ascellare o poplitea21,22,23,24,25,26. La maggior parte dei modelli di coda utilizza un'escissione cutanea focale a tutto spessore con clipping del canale linfatico che viene eseguita vicino alla base della coda22, con conseguente gonfiore della coda e caratteristiche istologiche simili al linfedema umano24,27,28,29. Tuttavia, il modello standard di coda murina si risolve tipicamente spontaneamente in appena 20 giorni ed è accompagnato da necrosi periodica della coda30. Il modello di coda di topo del linfedema estende un linfedema sostenuto oltre le 15 settimane, dimostra una pervietà arteriosa e venosa confermata e consente la valutazione della disfunzione linfatica funzionale.
Un modello di coda murina di linfedema consente la valutazione di nuove terapie per il trattamento del linfedema. Strategie basate su geni sono state utilizzate nel modello murino mediato da vettori virali31,32. Utilizziamo anche una nuova tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la consegna del carico genetico alla coda di topo linfedematosa. TNT facilita la consegna diretta e transcutanea del gene utilizzando un chip con nanocanali in un campo elettrico focalizzato rapido33,34,35,36. Il modello include l'utilizzo di TNT2.0 per consentire la consegna genica focale di potenziali terapie basate su geni al sito di lesione linfatica della coda di topo35.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Il protocollo segue le linee guida del comitato etico per la ricerca animale dell'istituzione. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dall'Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Gli animali sono stati ospitati sotto un ciclo luce-buio di 12 ore con cibo e acqua ad libitum.
1. Interruzione chirurgica dei linfatici della coda di topo
- Utilizzare topi C57BL/6 di otto settimane di equa distribuzione di genere.
- Posizionare un topo in anestesia generale in una camera di induzione con il 3-4% di isoflurano in ossigeno al 100% seguito da sedazione di mantenimento all'1-3% durante la procedura.
- Somministrare 0,5 mg/kg di buprenorfina a rilascio prolungato (SR) per via sottocutanea per il controllo del dolore.
NOTA: Ulteriori farmaci analgesici somministrati dopo l'operazione: Carprofene una volta ogni 24 ore per almeno 48 ore e Bupivacaina una volta dopo l'incisione o prima di chiudere l'incisione, applicato gocciolando sui bordi della pelle (dura fino a 4 – 6 ore). - Posizionare il topo dorsalmente e preparare la coda con il 70% di alcool isopropilico.
- Misurare il diametro della coda prima della procedura con incrementi di 5 mm a partire da 20 mm dalla base della coda utilizzando una pinza. Queste misurazioni saranno utilizzate per calcolare il volume utilizzando l'equazione del cono troncato37.
- Segnare un'escissione circonferenziale di 3 mm sulla coda a 20 mm dalla base.
- Eseguire una meticolosa escissione cutanea a tutto spessore di 3 mm con una lama chirurgica sterile (taglia 15), lasciando intatta tutta la vascolarizzazione sottostante sotto ingrandimento microscopico chirurgico. Incidere il segno circonferenziale superiore (20 mm dalla base della coda) prima attraverso il derma seguito da un'incisione circonferenziale a tutto spessore di 3 mm distlal alla prima incisione.
- Fare un'incisione verticale perpendicolare a tutto spessore per collegare le due incisioni. Utilizzare un pickup fine dentato per afferrare un bordo d'ingresso e utilizzare microscissori per sezionare attentamente in profondità all'interno del piano avascolare al derma e superficiale all'avventizia venosa.
- Iniettare 0,1 mL di isosulfan blu (1%) per via sottocutanea prossimale alla punta della coda.
- Identificare i due canali linfatici adiacenti alle vene laterali della coda al microscopio chirurgico. I linfatici appariranno blu a causa dell'iniezione di isosulfan. Transect i linfatici usando forbici microchirurgiche dritte. Usa le forbici per sezionare attentamente un piano tra la vena laterale e il linfatico. Quindi passare la punta di una lama a forbice tra il vaso linfatico e la vena laterale e chiudere le lame per transect il vaso linfatico.
- Vestire la ferita della coda con una medicazione trasparente aderente sterile. Controllare quotidianamente le incisioni post-operatorie per assicurarsi che non siano infette o sanguinanti e fornire assistenza alle ferite per 2 settimane.
- Ospitare gli animali da solo per prevenire ulteriori lesioni alla coda e per impedire agli animali di mordersi a vicenda, il che porterebbe a complicazioni chirurgiche.
2. Valutazione vascolare della coda con imaging laser a contrasto di macchie
- Anestetizzare il mouse come nel passaggio 1.2.
- Per utilizzare l'imaging laser speckle contrast per visualizzare la vascolarizzazione della coda, impostare la larghezza su 0,8 cm, l'altezza su 1,8 cm, la densità dei punti su alta, la frequenza dei fotogrammi su 44 immagini al secondo, il tempo a 30 secondi e la foto a colori su 1 ogni 10 secondi.
- Valutare la perfusione venosa e arteriosa per la pervietà. Qualitativamente, la continuità del flusso dovrebbe essere visualizzata.
3. Valutazione linfatica funzionale con angiografia laser nel vicino infrarosso
- Anestetizzare l'animale come nel passaggio 1.2
- Ricostituire il verde indocianina (ICG) (25 mg/10 ml) e somministrare 0,1 mL per via sottocutanea nella coda distale del topo vicino alla punta.
- Attenua le luci della stanza. Posizionare l'angiografia laser nel vicino infrarosso in un'impostazione di buffering seguita dall'acquisizione dal vivo.
4. Consegna focale del carico di acido nucleico alla coda del topo utilizzando TNT
- Anestetizzare l'animale come nel passaggio 1.2.
- Esfoliare la coda di topo usando una crema esfoliante topica per la pelle.
- Immergere la coda di topo in una soluzione di collagenasi (10 mg/mL) a 37 °C per 5 minuti.
- Caricare il DNA nel serbatoio del chip TNT2.0 35.
- Posizionare il dispositivo con chip in silicone TNT2.0 sul sito focale di consegna desiderato sulla coda con nanonutrienti a contatto con la coda.
- Posizionare una sonda elettrica positiva nel serbatoio. Attaccare la sonda negativa a un ago da 30 G e inserire l'ago per via sottocutanea nella coda fino al luogo del parto.
- Applicare la stimolazione elettrica a impulsi a onda quadra (impulsi 10 x 10 ms, 250 V, 10 mA).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La tecnica per il modello di coda di topo per il linfedema sostenuto è mostrata nella Figura 1. La figura mostra l'anatomia rilevante del modello di coda di topo. La Figura 2 mostra il gonfiore progressivo e il linfedema persistente prolungato nella coda del topo dopo l'induzione del linfedema. Il volume della coda del topo, come calcolato dall'equazione del tronco di cono, raggiunge il picco alla settimana 4 e si stabilizzano alla settimana 6 seguito da un graduale miglioramento che viene sostenuto fino alla settimana 15. Il volume della coda può essere utilizzato come variabile di esito per valutare l'effetto degli interventi terapeutici per il linfedema nel modello. Nella Figura 3si può osservare una macchie laser ad alta risoluzione per la valutazione della pervietà della vascolarizzazione della coda. Ciò aggiunge rigore al modello per garantire che il welling sia secondario alla disfunzione linfatica piuttosto che alla lesione venosa. L'effetto degli interventi può quindi potenzialmente tradursi in trattamento del linfedema con maggiore sicurezza. La Figura 4 mostra una valutazione linfatica funzionale eseguita tramite linfangiografia laser a infrarossi vicini. Questa variabile di esito aggiuntiva consente un effetto linfatico funzionale degli interventi. La Figura 5 mostra la consegna focale del carico genetico per via transcutanea nel sito chirurgico utilizzando la tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT2.0). TNT2.0 facilita la consegna del punto di cura di potenziali terapie candidate basate su geni in questo modello di linfedema.
Figura 1: Modello di coda murina per linfedema prolungato. (A) Un'escissione cutanea a tutto spessore larga 3 mm viene eseguita su una coda murina a 20 mm dalla base sotto il micrscopio chirurgico. Si fa attenzione a preservare la vascolarizzazione. (B) Schema della sezione trasversale della coda del topo. DV=vena dorsale, LV=vene laterali, A=arteria caudale ventrale, CV=vertebra caudale, T=tendine e muscolo, frecce gialle mostra i linfatici. (C) Dopo la somministrazione di isosulfan blu nella punta della coda per localizzare i linfatici, i linfatici (freccia gialla) mostrano un colore blu. I linfatici vengono interrotti preservando le vene laterali adiacenti (freccia bianca). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Gonfiore progressivo del modello di linfedema della coda di topo. (A) Dopo l'escissione cutanea a tutto spessore e la transezione linfatica, la coda del topo presenta un gonfiore progressivo che si sostiene per 15 settimane. La staffa denota 20 mm dalla base della coda all'inizio dell'escissione cutanea chirurgica a tutto spessore. (B-C) Quantificazione della variazione del volume della coda in 15 settimane rappresentata come (B) grafici a barre, ogni punto che rappresenta un animale, n = 15, o come (C) grafico a linee. Dati rappresentati come ± SEM. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Imaging laser a contrasto di macchie ad alta risoluzione per confermare la perfusione della coda di topo nel modello di coda di topo linfedema. La speckle laser viene utilizzata per valutare la vascolarizzazione della coda di topo postoperatoriamente per convalidare il gonfiore dell'eziologia linfatica e ridurre al minimo la necrosi della coda. (A) Una coda di topo con vene laterali ferite (freccia nera) rilevata da macchie laser. (B) Vena laterale della coda intatta (freccia nera) post-linfedema intervento chirurgico rilevato da macchie laser. (n=5) risoluzione 0,02 mm; La barra codificata a colori indica la perfusione (blu: bassa, rossa: alta) misurata in unità relative arbitrarie. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Valutazione della funzione linfatica mediante linfangiorafia laser nel vicino infrarosso nel modello di coda di topo. L'indocianina verde (ICG) iniettata nella punta della coda del topo si localizza ai linfatici. Preoperatoriamente, i linfatici sono intatti lungo la coda del topo. Postoperatoriamente, non vi è alcun transito ICG oltre il sito chirurgico, confermando che il gonfiore è causato da disfunzione linfatica. La freccia gialla indica la base della coda. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Consegna focale del carico genetico utilizzando la tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT). (A) Illustrazione della consegna di TNT. (B) I plasmidi vengono caricati nel serbatoio TNT2.0. Le sonde elettriche positive e negative sono collegate e viene erogata una breve stimolazione elettrica a impulsi a onda quadra (impulsi 10 x 10 ms, 250 V, 10 mA), facilitando la trasfezione focale, non virale, transcutanea. (C) Efficienza della consegna del carico genetico utilizzando TNT2.0 come osservato attraverso la somministrazione di DNA etichettato con fluoresceina amidite (FAM) alla coda murina. Le code di topo sono state sezionate due giorni dopo il trattamento con TNT e valutate attraverso la microscopia a fluorescenza. Le linee tratteggiate bianche indicano l'epitelio della pelle della coda murina. Le frecce bianche indicano il DNA etichettato FAM. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Il linfedema è classificato come una lesione primaria (congenita) o secondaria (linfatica iatrogena)38,39. Il linfedema secondario comprende il 99% dei casi39. Il linfedema secondario è più comunemente causato da infezione (filariosi) o trattamento post-oncologico con linfoadenectomia o radiazione4,39. Un modello animale traslazionale è impegnativo per il linfedema secondario, poiché il 70% degli animali trattati con linfoadectomia e radiazioni non acquisisce linfedema2,16. Inoltre, il linfedema fenotipico presenta un infortunio post-linfatico ad insorgenza ritardata (un anno). Il modello di coda di topo di linfedema supera questi ostacoli, poiché tutti i topi sottoposti a escissione linfatica della coda focale mostrano linfedema entro pochi giorni dalla procedura21,23. L'escissione sottocutanea focale a tutto spessore viene eseguita sotto visualizzazione con il microscopio chirurgico consentendo l'identificazione definitiva del piano tissutale tra le vene della coda e i tessuti sottocutanei e facilitando la conservazione dei vasi. Abbiamo precedentemente legato il canale linfatico con sutura di nylon, ma poiché il linfedema persistente può essere indotto con la sola traselezione del canale linfatico, la legatura deve essere considerata non necessaria. I due canali linfatici laterali nella coda del topo sono in prossimità delle vene laterali della coda. Istologicamente, la coda gonfia mostra infiammazione, ritenzione di liquidi intersiziali, deposizione adiposa e fibrosi, simile al linfedema clinico24,27,28,40.
Una trappola di questo modello è il rischio di lesioni alle vene laterali e alla vascolarizzazione. L'esecuzione della procedura sull'escissione cutanea a tutto spessore utilizzando l'ingrandimento della loupe può portare a sanguinamento venoso involontario durante la dissezione. Un'attenta escissione sotto alto ingrandimento stereoscopico facilita una maggiore precisione per rimanere all'interno di un piano vascolare tra l'avventizia del vaso e lo strato sottodermico. Un'altra difficoltà è che la necrosi della coda si verifica con una frequenza fino al 30%30, poiché la lesione della nave aumenta notevolmente il rischio di necrosi della coda. Il modello emargina la necrosi della coda con (1) l'uso di un microscopio chirurgico per una dissezione meticolosa e (2) la conferma della pervietà del vaso mediante imaging laser speckle41. Se viene identificata una lesione vascolare, l'animale deve essere rimosso dallo studio. Altri ricercatori hanno utilizzato l'iniezione di microsfera intracardiaca per valutare la perfusione arteriosa22. L'imaging laser speckle consente la quantificazione della cinetica del flusso sanguigno delle vene oltre alle arterie41. Questa tecnica minimamente invasiva può fornire dati precisi sulla microperfusione. 41 anni
Il volume della coda viene utilizzato come variabile fenotipica del modello. La valutazione della funzione linfatica della coda nel modello viene utilizzata anche per valutare l'effetto sperimentale. Usiamo la linfangiografia laser a infrarossi vicini per valutare la funzione linfatica nella coda del topo. Questo visualizza direttamente il flusso linfatico in tempo reale nell'animale vivo. La linfangiografia laser ICG è anche comunemente usata clinicamente durante le procedure tripapoeutiche microchirurgiche linfatiche come l'anastomosi linfovenosa, quindi traduce bene10. Clinicamente, questo facilita la mappatura linfatica introperatoria e l'identificazione dei vasi linfatici bersaglio per collegarli nelle vene nell'anatomosi linfavenosa per il trattamento del linfedema7,10. Una trappola dell'utilizzo della linfangiografia laser ICG è la facilità con cui la coda del topo e altri materiali possono essere rivestiti con ICG, con conseguente fluoresenza non speciica e ostacolando la corretta visualizzazione dei linfatici. Pertanto, cambiamo i guanti immediatamente sia dopo la manipolazione che dopo la somministrazione ICG per ridurre al minimo questo rischio.
TNT è stato sviluppato inizialmente per la riprogrammazione tissutale in vivo33. È usato come piattaforma di trasferimento genico, più in generale includendo il salvataggio della neuropatia periferica diabetica e la riparazione dei nervi schiacciati34,36 e utilizza tre componenti essenziali: (1) un nanochip di silicone per il trasferimento genico basato su nanoneedle; (2) un carico di acidi nucleici (plasmidi con ORF o siRNA); e (3) un alimentatore standard. Il TNT facilita la consegna genica diretta, transcutanea e non virale con un rapido campo elettrico focalizzato. È stato usato per ridurre l'ischemia degli arti aumentando la neovascolarizzazione in un modello murino33. Più recentemente, TNT2.0 è stato utilizzato per etichettare gli esosomi del sito della ferita35. L'uso di TNT nel modello di linfedema della coda di topo offre un futuro entusiasmante per la fornitura di terapie basate sui geni.
Una limitazione traslazionale del modello di linfedema della coda di topo è stata la risoluzione spontanea del linfedema21,22,poiché il gonfiore della coda si risolve dopo 20-30 giorni in alcuni modelli sperimentali21. Nel modello, il volume di rigonfiamento della coda, misurato dall'equazione troncata del cono comunemente usata37, è stato sostenuto per 15 settimane senza mostrare risoluzione. Forse i miglioramenti della tecnica hanno massimizzato la persistenza del linfedema. Le modifiche tecniche includono la dissezione completa sotto ingrandimento microcopico, la valutazione laser speckle della vascolarizzazione della coda per garantire il rigore per l'origine linfatica del linfedema, la valutazione funzionale con linfangiografia laser ICG e TNT2.0 per la consegna genica terapeutica. Il modello modificato di coda di topo del linfedema è un modello animale riproducibile e clinicamente traducibile di linfedema.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse concorrenti.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato da sovvenzioni fornite dall'American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship e dal Dipartimento della Difesa W81XWH2110135 ad AHH. Borsa di studio della Aesthetic Surgery Education and Research Foundation a MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 e R01DK125835 a CKS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tegaderm Film | 1626W | ||
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
References
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S.
- Rockson, S. G., Rivera, K. K.
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J.
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K.
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
