Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En Murine Hale Lymphedema Model

Published: February 10, 2021 doi: 10.3791/61848
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Department of Surgery, Indiana Center for Regenerative Medicine and Engineering, Indiana University School of Medicine
* These authors contributed equally

Summary

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Vi beskriver en kronisk murin hale model af Lymphedema og den nye brug af væv nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til halen.

Abstract

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Den berørte lemmer forstørrer på grund af ophobning af væske, fedt og fibrose. Der er ingen kur mod denne sygdom. En mus hale model, der bruger en brændvidde fuld tykkelse hud excision nær bunden af halen, hvilket resulterer i hale hævelse, er blevet brugt til at studere Lymphedema. Men, denne model kan resultere i vaskulære omfatter og deraf følgende hale nekrose og tidlig hale hævelse opløsning, begrænse dens kliniske omsættelighed. Den kroniske murin hale Lymphedema model inducerer vedvarende Lymphedema over 15 uger og en pålidelig perfusion til halen. Forbedringer af den traditionelle murin hale Lymphedema model omfatter 1) præcis fuld tykkelse excision og lymfeklip ved hjælp af et kirurgisk mikroskop, 2) bekræftelse af postoperative arteriel og venøs perfusion ved hjælp af høj opløsning laser speckle, og 3) funktionel vurdering ved hjælp af indocyanin grøn nær infrarød laser lymfefiliography. Vi bruger også væv nanotransfection teknologi (TNT) for nye ikke-virale, transkutane, brændpunkt levering af genetisk last til musen hale vaskulatur.

Introduction

Lymphedema er ekstremitet hævelse forårsaget af lymfe dysfunktion. Det berørte lem forstørrer på grund af ophobning af væske, fedt og fibrose1. Lymphedema påvirker 250 millioner mennesker på verdensplan2,3,4. Det anslås, at 20-40% af patienter, der gennemgår behandling for solide maligniteter, såsom brystkræft, melanom, gynækologiske / urologiske tumorer, eller sarkomer, udvikle Lymphedema2,4,5. Sygelighed fra Lymphedema omfatter tilbagevendende infektioner, smerter, og deformitet6. Der er ingen kur mod denne progressive, livslange sygdom. Nuværende behandlinger er variaby effektiv7 og omfatter kompression, komplet dekongetiv behandling af fysioterapeuter, excisional procedurer, og mikrokirurgiske operationer, herunder vaskulære lymfeknude overførsel og lymfeknude bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Den ideelle behandling for Lymphedema er endnu ikke opdaget.

Undersøgelse af mekanisme og behandling af Lymphedema har været begrænset. Der er en gennemsnitlig forsinket debut på et år efter lymfeskade15,16 og de fleste personer, der oplever iatrogen fornærmelse med stråling og kirurgi ikke udvikler Lymphedema4,6,17. Selvom store dyremodeller, herunder hunde, får og gris er blevet beskrevet18,19,20, har musehalemodellen været den mest anvendte på grund af lethed, omkostninger og reproducibilty. Musemodeller til undersøgelse af Lymphedema omfatter en halemodel, difteri-toksinmedieret lymfeablation og aksillære eller popliteal lymfeknude dissektion21,22,23,24,25,26. De fleste hale modeller bruger en fokal, fuld tykkelse hud excision med lymfekanal klipning, der udføres nær bunden af halen22, hvilket resulterer i hale hævelse og histologiske træk svarende til human Lymphedema24,27,28,29. Standard murine halemodellen forsvinder dog typisk spontant på så få som 20 dage og ledsages af periodisk halenekrose30. Lymphedema mus hale model udvider en vedvarende Lymphedema ud over 15 uger, viser bekræftet arteriel og venøs patency, og giver funktionelle lymfe dysfunktion vurdering.

En murine hale model af Lymphedema giver mulighed for evaluering af nye terapeutiske til behandling af Lymphedema. Genbaserede strategier er blevet brugt i musemodellen medieret af virale vektorer31,32. Vi bruger også en ny væv nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til lymfødem musehale. TNT letter direkte, transkutan genlevering ved hjælp af en chip med nanokanaler i et hurtigt fokuseret elektrisk felt33,34,35,36. Modellen omfatter brug af TNT2.0 at give mulighed for fokal gen levering af potentielle gen-baserede therapeutics til lymfeskade stedet for musen hale35.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokollen følger retningslinjerne fra institutionens etiske komité for dyreforsøg. Alle dyreforsøg blev godkendt af Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Dyr blev opstaldet under en 12-timers lys-mørk cyklus med mad og vand ad libitum.

1. Kirurgisk forstyrrelse af musehale lymfeknuder

  1. Brug otte uger gamle C57BL/6 mus med lige kønsfordeling.
  2. Placer en mus under generel anæstesi i et induktionskammer med 3-4% isoflurane i 100% ilt efterfulgt af vedligeholdelsessedation ved 1-3% under proceduren.
  3. Giv 0,5 mg/kg vedvarende frigivelse (SR) buprenorphin subkutant for smertekontrol.
    BEMÆRK: Yderligere smertestillende medicin, der administreres efter op: Carprofen en gang hver 24 timer i mindst 48 timer og Bupivacain en gang enten efter snittet blev foretaget, eller før snittet lukkes, påføres ved at dryppe på hudkanterne (varer op til 4 – 6 timer).
  4. Placer musen dorsally og prep halen med 70% isopropylalkohol.
  5. Mål halediameteren før proceduren ved 5 mm trin, der starter 20 mm fra bunden af halen ved hjælp af en kaliber. Disse målinger vil blive brugt til at beregne volumen ved hjælp af afkortet kegleligning 37.
  6. Aflynd en 3 mm omskæring på halen 20 mm fra bunden.
  7. Udfør en omhyggelig 3 mm hud excision i fuld tykkelse med et sterilt kirurgisk blad (størrelse 15), hvilket efterlader al den underliggende vaskulatur intakt under kirurgisk mikroskopisk forstørrelse. Indrid det overlegne omskæringsmærke (20 mm fra halebasen) først gennem dermis efterfulgt af et omskæret fuld tykkelse snit 3 mm distlal til det første snit.
    1. Lav en vinkelret fuld tykkelse lodret snit til at forbinde de to snit. Brug en tandet fin pickup til at forstå en forkant og bruge microscissors til omhyggeligt dissekere dybt inde i den avaskulære plan til dermis og overfladisk til venen adventitia.
  8. Indsprøjt 0,1 mL isosulfanblå (1%) subkutant proksimat til spidsen af halen.
  9. Identificer de to lymfekanaler støder op til de laterale hale vener under det kirurgiske mikroskop. Lymfeknuderne vil fremstå blå på grund af isosulfan injektion. Transect lymfeknuder ved hjælp af lige mikrokirurgisk saks. Brug saksen til forsigtigt at dissekere et plan mellem den laterale vene og lymfeknuden. Derefter passerer spidsen af en sakseblad mellem lymfekarret og den laterale vene og luk knivene for at transecte lymfekarret.
  10. Klæd halesåret med en steril klæbende klar dressing. Tjek post-op snit dagligt for at sikre, at de ikke er inficeret eller blødning og give sårpleje i 2 uger.
  11. Hus dyrene enkeltvis for at forhindre yderligere skade på halen og for at forhindre dyrene i at bide hinanden, hvilket ville føre til kirurgiske komplikationer.

2. Hale vaskulær vurdering med laser speckle kontrast imaging

  1. Bedøve musen som i trin 1.2.
  2. Hvis du vil bruge laserspektret kontrastbilleddannelse til at visualisere hale vasularitet, skal du indstille bredden til 0,8 cm, højde til 1,8 cm, punkttæthed til høj, billedhastighed til 44 billeder / sekund, tid til 30 sekunder og farvefoto til 1 pr. 10 sekunder.
  3. Vurder venøs og arteriel perfusion for patency. Kvalitativt bør kontinuiteten i strømmen visualiseres.

3. Funktionel lymfeevaluering med nær infrarød laser angiografi

  1. Bedøve dyret som i trin 1.2
  2. Rekonstitueret iokyaningrøn (ICG) (25 mg/10 mL) og giv 0,1 mL subkutant ind i den distale musehale nær spidsen.
  3. Dæmp rumlysene. Placer nær-infrarød laser angiografi i buffering indstilling efterfulgt af live capture.

4. Fokal levering af nukleinsyre last til musehale ved hjælp af TNT

  1. Bedøve dyret som i trin 1.2.
  2. Eksfoliere musehale ved hjælp af topisk hud eksfoliering creme.
  3. Sænk musehale i kollagenopløsning (10 mg/mL) ved 37 °C i 5 minutter.
  4. Indlæs DNA i TNT2.0-spånbeholderen 35.
  5. Placer TNT2.0 silikonechipenheden over det ønskede brændpunkt for levering på halen med nanoneedler i kontakt med halen.
  6. Sæt en positiv elektrisk sonde i reservoiret. Fastgør den negative sonde til en 30 G nål og sæt nålen subkutant ind i halen til leveringsstedet.
  7. Påfør firkantet bølgepuls elektrisk stimulation (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Teknikken til musehalemodellen for vedvarende Lymphedema er vist i figur 1. Figuren udviser den relevante anatomi af musen hale model. Figur 2 viser den gradvise hævelse og vedvarende lymfedel i musehale efter Lymphedema induktion. Musen hale volumen, som beregnet af afkortet kegle ligning, toppe i uge 4 og plateauer til uge 6 efterfulgt af gradvis forbedring, der opretholdes til uge 15. Halevolumen kan bruges som en resultatvariabel til at vurdere effekten af terapeutiske indgreb for Lymphedema i modellen. I figur 3kan der observeres laserspekul til vurdering af hale vasulaaturpatency. Dette tilføjer stringens til modellen for at sikre welling er sekundær til lymfe dysfunktion snarere end venøs skade. Effekten af interventioner kan derefter potentielt oversætte til Lymphedema behandling med større tillid. Figur 4 viser en funktionel lymfevurdering udført via nær infrarød laserlymfangiografi. Denne ekstra resultatvariabel giver mulighed for en funktionel lymfeeffekt af interventioner. Figur 5 viser brændpunktet levering af genetisk last transkutant på det kirurgiske sted ved hjælp af væv nanotransfection teknologi (TNT2.0). TNT2.0 letter leveringsstedet for potentiel kandidatgenbaseret behandling i denne Lymphedema-model.

Figure 1
Figur 1: Musehalemodel for vedvarende Lymphedema. (A) En 3 mm bred hud excision i fuld tykkelse udføres på en murinhale 20 mm fra bunden under det kirurgiske micrscope. Pas på at bevare vaskulaturen. (B) Et skema over musens hales tværsnit. DV = dorsal vene, LV = lateral vener, A = ventral caudal arterie, CV = kaukasiske ryghvirvel, T = sene og muskler, gule pile viser lymfeknuder. (C) Efter at isosulfanblå er blevet hældt ind i halespidsen for at lokalisere lymfeknuderne, udviser lymfeknuderne (gul pil) blå farve. Lymfeknuderne forstyrres, samtidig med at de tilstødende sideårer bevares (hvid pil). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Progressiv hævelse af musehale Lymphedema model. (A) Efter fuld tykkelse hud excision og lymfetranssektion, musehale udviser progressiv hævelse, der opretholdes over 15 uger. Beslaget angiver 20 mm fra bunden af halen til starten af den kirurgiske fuld tykkelse hud excision. (B-C) Kvantificering af ændringen i halevolumen over 15 uger repræsenteret som(B)søjlediagrammer, hver prik, der repræsenterer et dyr, n=15 eller som (C) linjegraf. Data, der er repræsenteret som ± SEM. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: Laser speckle-billeddannelse i høj opløsning for at bekræfte musehaleperfusion i lymphedema-musehalemodellen. Laser speckle bruges til at vurdere musen hale vaskulatur postoperativt at validere hævelse af lymfe ætiologi og minimere hale nekrose. (A) En musehale med skadede sideårer (sort pil), der registreres ved laserspekul. (B) Intakt lateral hale vene (sort pil) post-Lymphedema kirurgi opdaget ved laser speckle. (n=5) opløsning 0,02 mm Farvekodet søjle angiver perfusion (blå: lav, rød: høj) målt i vilkårlige relative enheder. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: Vurdering af lymfefunktion ved hjælp af nær infrarød laser lymphangioraphy i musen hale model. Indoyanin grøn (ICG) injiceres i spidsen af musen hale lokaliserer til lymfeknuder. Præoperativt er lymfeknuderne intakte langs musehale. Postoperativt, der er ingen ICG transit ud over det kirurgiske sted, bekræfter, at hævelse er forårsaget af lymfe dysfunktion. Gul pil angiver bunden af halen. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5: Fokal levering af genetisk last ved hjælp af væv nanotransfection teknologi (TNT). (A) Illustration af TNT-levering. (B) Plasmider lastes i TNT2.0 - reservoiret. De positive og negative elektriske sonder er fastgjort, og der leveres en kort, firkantet bølgepuls elektrisk stimulering (10 x 10 ms pulser, 250 V, 10 mA), hvilket letter brændpunktet, ikke-viral, transkutan transfection. (C) Effektiviteten af genetisk last levering ved hjælp af TNT2.0 som observeret gennem fluorescein amidite (FAM) mærket DNA levering til murin hale. Musehaler blev opdelt to dage efter TNT-behandling og vurderet gennem fluorescensmikroskopi. Hvide stiplede linjer angiver epitelet af huden af murin hale. Hvide pile angiver FAM mærket DNA. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Lymphedema er kategoriseret som en primær (medfødt) eller sekundær (iatrogen lymfe) skade38,39. Sekundær Lymphedema omfatter 99% aftilfældene 39. Sekundær lymphedema er oftest forårsaget af infektion (filariasis) eller post-onkologisk behandling med lymfektomi eller stråling4,39. En translationel dyremodel er udfordrende for sekundær Lymphedema, da 70% af dyr behandlet med lymfadektomi og stråling ikke erhverver Lymphedema2,16. Derudover udviser fænotypisk Lymphedema en forsinket debut (et år) post-lymfeskade. Musehalemodellen af Lymphedema overvinder disse forhindringer, da alle mus, der gennemgår fokal hale lymfe excision udviser Lymphedema inden for få dage efter proceduren21,23. Fuld tykkelse brændpunkt subkutan excision udføres under visualisering med det kirurgiske mikroskop giver endelig identifikation af vævsplan mellem hale venerne og subkutane væv og lette beholder bevarelse. Vi har tidligere ligated lymfekanalen med nylon sutur, men da vedvarende Lymphedema kun kan induceres med transsektion af lymfekanalen, skal ligationen anses for unødvendig. De to laterale lymfekanaler i musehale er i nærheden af de laterale hale vener. Histologisk viser den hævede hale betændelse, intersitial væskeretention, fedtaflejring og fibrose, svarende til klinisk Lymphedema24,27,28,40.

En faldgrube af denne model er risikoen for skade på de laterale vener og vaskulatur. Udførelse af proceduren på fuld tykkelse hud excision ved hjælp af lup forstørrelse kan føre til utilsigtet venøs blødning under dissektion. Omhyggelig excision under høj stereoskopisk forstørrelse letter større præcision for opholder sig i en vaskulær plan mellem fartøjet utilsigtethed og subdermal lag. Et andet problem er, at halenekrose opstår med en frekvens så højt som 30%30, da karskade i høj grad øger risikoen for halenekrose. Modellen marginaliserer halenekrose med (1) brugen af et kirurgisk mikroskop til omhyggelig dissektion og (2) bekræftelse af fartøjets patency ved laser speckle imaging41. Hvis der konstateres vaskulær skade, skal dyret fjernes fra undersøgelsen. Andre efterforskere har brugt intracardiac microsphere injektion til at vurdere arteriel perfusion22. Laser speckle imaging tillader kvantificering af blodgennemstrømningen kinetiker af vener ud over arterierne41. Denne minimalt invasive teknik kan give præcise mikroperfusionsdata. 41

Halen volumen bruges som en fænotypisk resultatvariabel af modellen. Vurdering af lymfefunktion af halen i modellen bruges også til at vurdere den eksperimentelle effekt. Vi bruger nær infrarød laser lymfangiografi til at evaluere lymfefunktion i musehale. Dette visualiserer direkte realtidslymfestrøm i det levende dyr. ICG laser lymfangiografi er også almindeligt anvendt klinisk under lymfemikrokirurgiske threapeutiske procedurer såsom Lymphovenous anastomose, så det oversætter godt10. Klinisk, Dette letter introperative lymfekortlægning og identifikation af mål lymfekar til at forbinde dem til vener i lymfeknuder anatomose til behandling af Lymphedema7,10. En faldgrube ved at bruge ICG laser lymfefiliography er den lethed, hvormed musen hale og andre materialer kan blive belagt med ICG, hvilket resulterer i ikke-speciisk fluoressens og hindrer korrekt visualisering af lymfeknuder. Derfor skifter vi handsker umiddelbart både efter ICG-håndtering og administration for at minimere denne risiko.

TNT blev udviklet i første omgang for in vivo væv omprogrammering33. Det bruges som en genoverførselsplatform, mere bredt, herunder redning af diabetisk perifer neuropati og reparation af knuste nerver34,36 og bruger tre væsentlige komponenter: (1) en silikone nanochip til nanoneedle baseret genoverførsel; 2) en nukleinsyrelast (plasmider med ORF eller siRNA' er) og (3) en standard strømforsyning. TNT letter direkte, transkutan, ikke-viral genlevering med et hurtigt fokuseret elektrisk felt. Det er blevet brugt til at reducere lemmer iskæmi ved at øge neovascularization i en mus model33. For nylig er TNT2.0 blevet brugt til at mærke sår-site exosomer35. Brug af TNT i musehale Lymphedema model tilbyder en spændende fremtid for levering af genbaserede behandlinger.

En translationel begrænsning af musehale Lymphedema model har været den spontane opløsning af Lymphedema21,22, som hale hævelse løser efter 20-30 dage i nogle eksperimentelle modeller21. I modellen, hale hævelse volumen, målt ved den almindeligt anvendte afkortet kegle37, er blevet opretholdt i 15 uger uden at udvise opløsning. Måske teknik ekstraudstyr har maksimeret vedholdenhed af Lymphedema. Teknikken ændringer omfatter komplet dissektion under mikroskopisk forstørrelse, laser speckle evaluering af hale vaskulatur for at sikre stringens for lymfe oprindelse Lymphedema, funktionel vurdering med ICG laser lymfangiografi, og TNT2,0 for terapeutisk gen levering. Den modificerede musehale model af Lymphedema er en reproducerbar og klinisk oversættes dyremodel af Lymphedema.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen konkurrerende interessekonflikter.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af tilskud finansiering fra American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship og Department of Defense W81XWH2110135   til AHH. Æstetisk Kirurgi Uddannelse og Research Foundation tilskud til MS NIH U01DK119099, R01NS042617 og R01DK125835 til CKS.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Tegaderm Film 1626W
Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).

Tags

Medicin Udgave 168 Lymphedema model lymfangiografi laser speckle TNT væv nanotransfection
En Murine Hale Lymphedema Model
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hassanein, A. H., Sinha, M.,… More

Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter