Summary
Echografie met hoge resolutie kan helpen bij het stroomlijnen van experimenten die getijde zwangere muizen vereisen door de staat van zwangerschap, zwangerschapsduur en zwangerschapsverliezen te bepalen. Hier wordt een protocol gepresenteerd om methoden te illustreren om muiszwangerschappen te beoordelen, evenals mogelijke valkuilen (beeldartefacten) die zwangerschap kunnen nabootsen.
Abstract
De muis is het diermodel bij uitstek voor veel menselijke ziekten en biologische processen. Ontwikkelingsbiologie vereist vaak geënsceneerde zwangere muizen om evoluerende processen op verschillende tijdstippen te bepalen. Bovendien vereist een optimale en efficiënte fokkerij van modelmuizen een beoordeling van getijde zwangerschappen. Meestal worden muizen 's nachts gepaard en wordt de aanwezigheid van een vaginale plug bepaald; de positieve voorspellende waarde van deze techniek is echter suboptimaal en men moet wachten om te weten of de muis echt zwanger is. Hoge resolutie echografie biomicroscopie is een effectief en efficiënt hulpmiddel voor beeldvorming: 1) Of een muis zwanger is; 2) Welk zwangerschapsfase de muis heeft bereikt; en 3) Of er intra-uteriene verliezen zijn. Naast de embryo's en foetussen moet de onderzoeker ook veel voorkomende artefacten in de buikholte herkennen om deze niet te verwarren met een gravid baarmoeder. Dit artikel bevat een protocol voor beeldvorming, samen met illustratieve voorbeelden.
Introduction
De muis is het voorkeursmodel voor zoogdieren voor veel menselijke ziekten en biologische processen1,2,3,4. Onderzoek in ontwikkelingsbiologie vereist vaak geënsceneerde zwangere muizen om evoluerende processen te bepalen op verschillende tijdstippen5,6,7,8. Bovendien vereist een optimale en effectieve fokkerij van modelmuizen een beoordeling van getijde zwangerschappen, vooral wanneer onderzoekers de effecten van een genmutatie op de ontwikkeling bestuderen. Meestal paren onderzoekers 's nachts heterozygote muizen, zoeken ze de volgende ochtend vroeg naar een vaginale plug en hopen ze dat er een zwangerschap volgt9. Het bepalen van intra-uterien verlies begint meestal met het controleren van een pasgeboren nest op Mendelian-verhoudingen van genotypen, vervolgens achteruit werken door zwangere muizen in verschillende zwangerschapsfasen op te offeren en de embryo's te herstellen. Onderzoekers kunnen gewichtstoename bepalen als metriek van een positieve zwangerschap10,11; echter, vooral bij genetisch gemanipuleerde muizen, kunnen de nesten erg klein zijn en vervolgens worden geresorbeerd wanneer er intra-uterien verlies is waardoor de gewichtstoename mogelijk niet duidelijk is (vooral vroeg in de zwangerschap, ~E6,5–8,5). Een muis kan vals zwanger lijken als gevolg van bijvoorbeeld een goedaardige buiktumor. In wezen werkt men "blind".
Hoge resolutie echografie biomicroscopie maakt directe visualisatie van de gravid baarmoeder en het ontwikkelen van muis embryo's12,13,14,15,16. Hoewel we aanvankelijk methoden hadden ontwikkeld om embryonale muis cardiovasculaire fysiologie16,17te beoordelen, erkenden we het nut van deze beeldvormingsmodaliteit om onze muizenfokkerij te stroomlijnen. In het bijzonder hoefden we niet langer te wachten om te "zien" of een muis zwanger was, op basis van de duidelijke gewichtstoename of levering van een nest; we konden de gravid-toestand bepalen en muizen snel opnieuw paren als de moeder niet zwanger was. Bovendien kunnen intra-uteriene verliezen ook gemakkelijk in beeld worden gebeeld voorgebeeld en kan een tijdlijn van verlies worden bepaald zonder de muis op te offeren (zie figuur 1 voor een schema). Tijd, waardevolle modelmuizen en fondsen kunnen dus worden bespaard.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle stappen in dit protocol volgen de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren gepubliceerd door de National Institutes of Health en zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de New York University Grossman School of Medicine.
1. Paring van muizen voor getijde zwangerschappen
- Koppel de geschikte vrouwelijke muis (meestal een heterozygoot) in een kooi met de geschikte mannelijke muis (meestal een heterozygoot) voor nachtelijke paring.
- Scheid de muizen de volgende ochtend. Als alternatief, continu paren de vrouwelijke en mannelijke muizen, waardoor de kans op zwangerschap toeneemt.
OPMERKING: Een nauwkeurig getijde zwangerschap kan echter niet worden gegarandeerd met het alternatief, en het ensceneren van muisembryo's door echografie is niet duidelijk, vooral wanneer het ziekteproces resulteert in intra-uteriene groeivertraging. Als wordt aangenomen dat de embryo's die de genvariant dragen klein zijn, zoek dan naar de grotere nestgenoten van het wilde type om de zwangerschapsduur te meten.- Optioneel: Zoek naar de vaginale plug. Als er geen vaginale plug is, is de vrouwelijke muis niet gedekt. Als er een vaginale plug is, is het nog steeds waarschijnlijk dat de vrouwelijke muis niet zwanger wordt.
- Tijd de dag na de nachtelijke paring als E0.5.
- Voer beeldvorming uit bij E6.5–E.8.5 om de zwangerschap te bepalen en de muizen opnieuw te paren als de muis niet zwanger is (zie stap 1.1).
OPMERKING: In dit stadium is de vrouwelijke moeder niet duidelijk zwanger van het oog; daarom maakt de echografie vroege bepaling en her paring mogelijk.
2. Anesthesie en voorbereiding van de muis
- Plaats de zwangere muis in de verdovingsinductiekamer.
- Meng isofluraan met kamerlucht of medische zuurstof, in een concentratie van 2%-3% bij 1 L/min debiet om sedatie van de zwangere muis in de inductiekamer te induceren.
OPMERKING: Sedatie vindt meestal plaats binnen 1-2 minuten. De muis zal stil liggen en haar ademhaling zal vertraagd zijn. - Breng de muis snel over naar het beeldplatform. Het beeldvormingsplatform heeft meestal ook verwarmingselementen, die kunnen helpen de muis warm te houden.
- Plaats de neus van de muis in de verdovingsneus.
- Leid het isofluraan/zuurstofmengsel snel om naar de neuscone van het beeldplatform. Houd isofluraan op 2%-3% bij 1 L/min stroom.
- Bepaal het niveau van sedatie door pootsnuif, hoornvliesreflex, niveau van ademhaling en elke beweging.
OPMERKING: De hoornvliesreflex kan in eerste instantie worden bepaald door hydraterende zalf op de ogen aan te brengen om te voorkomen dat ze uitdrogen terwijl de muis wordt verdoofd (de muis sluit haar ogen niet). - Terwijl de muis ligt (op zijn rug), plakt u de poten op de elektrocardiogram (ECG) pads van het beeldvormingsplatform.
OPMERKING: Een ECG is echter niet nodig voor dit soort beeldvorming. - Verwijder de vacht als volgt uit de buik van de zwangere moeder:
- Maak de buikvacht grondig nat met 70% ethanol, ook tot aan de laterale randen. Niet zo veel toepassen dat er een run-off op het platform is.
OPMERKING: Ethanol werkt beter als scheersmeermiddel dan water. - Gebruik het scheermesje om de buik voorzichtig te scheren. Pas op dat u de tepels niet snijdt.
- Veeg de geschoren vacht van de buik af met gaas of wat doekjes.
- U kunt ook een ontharingscrème gebruiken na het gebruik van de bontknipper om het grootste deel van de vacht te verwijderen.
- Maak de buikvacht grondig nat met 70% ethanol, ook tot aan de laterale randen. Niet zo veel toepassen dat er een run-off op het platform is.
3. Transabdominale beeldvorming van de (vermoedelijke) zwangere muis
- Nadat de buik is geschoren, vermindert u de isofluraan tot 1%-1,5%, met behoud van een debiet van 1 L/min. Bewaak het niveau van sedatie door het niveau van ademhaling en eventuele bewegingen, evenals pootknijpen en / of hoornvliesreflex.
OPMERKING: De hartslag van de verdoofde muis is meestal 400-500/min, afhankelijk van de kerntemperatuur (rectaal). Verwarm de muis niet voor een snelle zwangerschapscontrole tot een fysiologische kerntemperatuur; de hartslag zal dichter bij 400-450/min zijn, maar kan verder dalen met een onregelmatig ritme als de muis koud wordt met langdurige beeldvorming.- Belangrijk is dat de ademhalingen matig zijn in diepte en regelmaat, niet grillig of agonal (snakken: diep, langzaam en grillig, met diepe intercostale en subcostale retracties).
OPMERKING: De ademhalingsfrequentie van de niet-geventileerde, verdoofde muis zal meestal 60-100/min zijn. Zie https://ahcs.ninds.nih.gov/ACUC_pages/pg_003_anesth_animals.html en https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-mice.
- Belangrijk is dat de ademhalingen matig zijn in diepte en regelmaat, niet grillig of agonal (snakken: diep, langzaam en grillig, met diepe intercostale en subcostale retracties).
- Breng ultrageluid (akoestische koppeling) gel royaal aan op de buik.
- Plaats de beeldvormende transducer op de buik om deze in een horizontaal vlak te oriënteren: oriënteer de sonde om een links-rechts oriëntatie op het beeldvormingssysteem te verkrijgen; de "punt" of richel die aan de zijkant van de beeldvormingssonde is aangegeven, moet naar rechts worden gericht.
OPMERKING: Als u de beeldvormingssonde naar rechts van de muis schuift, moet het overeenkomstige beeld op het echografiesysteem naar rechts van de muis worden verplaatst (stel u voor dat u "omhoog" kijkt vanaf de staart van de muis - de rechterkant van de muis blijft op de monitor staan).- Gebruik meestal de transducerhouder en het railmanipulatorsysteem van het beeldvormingssysteem. Hier is "vrije hand" beeldvorming gebruikt waarbij de imaging transducer met de hand wordt vastgehouden (twee handen zijn stabieler dan één) en die snellere bewegingen rond de buik mogelijk maakt. Deze bewegingen, zoals hieronder zal worden beschreven, omvatten zowel rotatie- als translationele bewegingen. Dit vereist echter meer oefening.
- Identificeer de blaas op het scherm (Video 1).
- Caudale scan vanuit de blaas, identificeer de vagina. Scan vervolgens langzaam en soepel in een schedelrichting en identificeer de bifurcatie van de vagina in de linker- en rechter baarmoederhoorns (figuur 2; Video 1).
- Begin met het onderzoek van de baarmoeder (linker- en rechter baarmoederhoorns)13 (figuur 3; Video 2).
OPMERKING: Tot halverwege de dracht (E10.5 of E11.5) worden de muisembryo's langs de rechter- en linkerrand geplaatst. Naarmate ze groeien, zullen de meer distale delen van de baarmoeder en hun bijbehorende embryo's naar buiten en achterste keren. Naarmate de embryo's verder groeien (E15,5 en later, over het algemeen), zullen de foetussen van de muis bijna willekeurig in verschillende richtingen worden geplaatst en wordt het moeilijk om een baarmoeder van proximaal naar distaal te "volgen".- Scan snel om te controleren of een muis zwanger is of niet. Deze snelle methode vereist alleen herkenning van een gravid baarmoeder en muis embryo's.
- U kunt ook extra tijd nemen om de embryo's (levend, dood, geresorbeerd) in elke baarmoederhoorn op te sommen.
OPMERKING: Over het algemeen vertoont een levend embryo verschillende organen zoals een hart, ledematen, hoofd met ventrikels en ogen. Een dood embryo krijgt een homogeen, "papperig" uiterlijk, tenzij het gewoon dood is. Geresorbeerde embryo's hebben een puntige echogene vlek in het midden van een gravid-uitziende baarmoeder (Figuur 4, Figuur 5, Figuur 6, Figuur 7, Figuur 8). - Om te bepalen of een embryo echt leeft, moet u op zoek gaan naar de hartslag en/of bloedstroom.
OPMERKING: Color Doppler flow mapping kan helpen bij het bepalen van de aanwezigheid van de bloedstroom, zowel in het embryo als in de navelstreng. Over het algemeen kan dit worden toegepast op embryo's ouder dan E8.5. - Herken potentiële artefacten die een gravid baarmoeder kunnen nabootsen (Figuur 9, Figuur 10). Bovendien, aangezien darmgas en andere ultrasone "schaduw" artefacten segmenten van de baarmoederhoorn kunnen verduisteren, voert u de beeldvorming uit vanaf meerdere uitkijkpunten om een adequate visualisatie van de baarmoeder te garanderen.
- Nadat het onderzoek is voltooid, veegt u de gel van de buik af met gaas of doekjes. Probeer zoveel mogelijk te verwijderen, omdat de gel de neiging heeft om de muis af te koelen.
- Verwijder de poten en verwijder de muis van de verdovingsneus.
- Beweeg de muis voorzichtig terug in haar kooi. Ze moet wakker worden en binnen een minuut of zo beginnen te bewegen.
OPMERKING: Genetisch gemodificeerde muizen kunnen iets langer duren om te herstellen van anesthesie en moeten beter in de gaten worden gehouden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit protocol stelt een onderzoeker in staat om vol vertrouwen te bepalen of een muis zwanger is, ook in de vroege stadia en om te bepalen of er duidelijke prenatale embryonale of foetale verliezen zijn zonder de zwangere moeder op te offeren. Dit protocol is vooral nuttig bij het fokken van genetisch gemanipuleerde muizen; typisch, heterozygote x heterozygote kruisen om homozygote nakomelingen op te leveren leidt tot mislukking van de juiste ontwikkeling, die prenatale letaliteit veroorzaakt. Figuur 1 toont een representatieve situatie waarin embryo's geleidelijk sterven en vervolgens worden geresorbeerd tot halverwege de zwangerschap. Figuur 2 laat zien hoe je de linker- en rechter baarmoederhoorns kunt vinden door de vagina door de bifurcatie omhoog te volgen. Figuur 3, Figuur 4, Figuur 5, Figuur 6, Figuur 7, Figuur 8, en Video 3 tonen muisembryo's in verschillende stadia van ontwikkeling. Vroege muisembryo's, dode embryo's of geresorbeerde embryo's kunnen lijken op andere organen in de buik of uitwerpselen in de darmen, of omgekeerd kunnen darmlussen de niet-gravid baarmoeder nabootsen. Figuur 9 en figuur 10, evenals video 4 en video 5,tonen dergelijke potentiële beeldvormingsartefacten aan die de gravid baarmoeder kunnen nabootsen, waarvoor de onderzoeker alert moet zijn.
Figuur 1: Schematisch diagram van een theoretische zwangere muisbuik, afgebeeld op E11.5, dan weer op E14.5. Tot halverwege de dracht (E10.5 of E11.5) worden de muisembryo's langs de rechter- en linkerrandaspecten van de buik geplaatst. Naarmate de embryo's groeien, zullen de meer distale delen van de baarmoeder en hun bijbehorende embryo's naar buiten en achterste keren. Naarmate de embryo's verder groeien (E15,5 en later, over het algemeen), zullen de foetussen van de muis bijna willekeurig in verschillende richtingen worden geplaatst en wordt het moeilijk om een baarmoeder van proximaal naar distaal te "volgen". Wanneer er prenatale letaliteit is in een genetisch gemanipuleerd muismodel, kunnen de embryo's (open cirkels) sterven; de dode embryo's (uitgebroede cirkels) zullen uiteindelijk worden geresorbeerd (vaste cirkels). Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 2: Zodra men de vagina (A) vindt, onmiddellijk rechts van de blaas, zal vegen cranially de bifurcatie (B) naar rechts en linker baarmoederhoorns (D)–(F) aantonen.
Schaalbalk (A) = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 3: Afbeeldingen van niet-gravid (niet-zwangere) baarmoeder (geïdentificeerd door de rijen pijlen). De baarmoeder kan variëren in dikte: dikker in (A), (B), (E); dun met een centrale dunne echogene lijn (C), zeer dun (D), of kan zelfs kleine, cystische structuren bevatten die niet mogen worden verward met concepti (B) en (E) in het bijzonder, hoewel dit moeilijk te bepalen kan zijn. (A) is een rechter baarmoederhoorn; dit is moeilijker te volgen in onze ervaring als gevolg van darmgas. (B)–(F) zijn linker baarmoederhoorns; (F) is vrij distaal / lateraal en wordt dus moeilijker in beeld te zien als gevolg van het toenemende darmgasartefact. Schaalbalk (A) = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 4: Geresorbeerde en dode embryo's hebben verschillende verschijningen. Geresorbeerde embryo's, die zeer vaak worden aangetroffen, zijn ingekapseld in een ronde (gravid) baarmoederzak die relatief homogeen lijkt, behalve een centrale echogene (zeer heldere) "vlek"—pijlen in (A) en (B). C) geresorbeerde of dode embryo's vertoont; er is een volledig homogeen, "papperig" uiterlijk aan de baarmoeder, en we zien waarschijnlijk 3-4 dode embryo's in dit frame. (D) toont een recent dood embryo, dat nog steeds enkele structuren vertoont; er lijkt ook cellulair puin in de vruchtzak te zitten. In (E) is het dode embryo sterk gekrompen en nog steeds verbonden met de placenta ("P"). (F) vertoont een homogeen, "papperig" uiterlijk van een embryo dat waarschijnlijk 1-2 dagen eerder is gestorven, maar nog niet volledig is geresorbeerd. Schaalbalk voor (A) en (D) = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 5: Embryo's in een vroeg stadium, van ongeveer E5,5 (A) en E6,5 (B) tot E8,5 ((C) en (D)). Er zijn variaties in uiterlijk, en de geschatte stadia hier waren gebaseerd op de timing van de paring en het uiterlijk van de embryo's zelf. Schaalbalk (A) = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 6: E9,5-embryo's zijn aanzienlijk groter dan E8,5-embryo's en beginnen vorm te krijgen. Representatieve afbeeldingen, waarop aangrenzende embryo's te zien zijn, worden weergegeven in (A) en (B). Schaalbalken = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 7: E10.5 embryo's vertonen nog duidelijkere organen zoals het hoofd, de wervelkolom en het hart. Representatieve afbeeldingen, met aangrenzende embryo's, worden in alle panelen getoond; in (D) ligt een dood/resorberend embryo naast een levend embryo. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 8: Oudere embryo's, ongeveer E12,5 (A), E14,5 (B) en E15,5 (C). Schuine beeldvlakken verduisteren de precieze anatomie enigszins, maar het hart (pijl) bevindt zich in het centrale deel van elk embryo; in (C), is het myocardium nu echogeener dan het bloed. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 9: De darm, het orgaan dat het meest waarschijnlijk wordt verward met de baarmoeder. In (E) overstlaagt een geresorbeerd embryo (pijlpunten) een segment van de darm (pijlen). In (F) overstijft een niet-gravid baarmoeder (pijlpunten) een kort segment van de darm (pijlen) Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 10: Extra beeldvormende artefacten in de gravid buik omvatten de nieren, milt en lever. (A) Rechter nier; (B) Rechternier met nierslagader (pijlen); (C) Linker nier; (D) Linkernier met nierslagader (pijlen); ( E) Milt; (F) Lever die een segment van de darm oversmeert; (G) Nier overvliegend segment van de darm; (H) Milt, lever en linkernier gezien in één beeldvlak. B = darm; K= nier; L= lever; S= milt. Schaalbalk (A) = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De belangrijkste eerste stap in de beeldvorming is om de vagina te identificeren en vervolgens de bifurcatie van de baarmoederhoorn naar links en rechts te bepalen. Door elke baarmoederhoorn te volgen, is de kans kleiner dat de imager lussen van de darm verkeerd identificeert als de baarmoeder. Bovendien is het begrijpen van de variaties in het uiterlijk van de darm (met / zonder fecale materie) belangrijk om deze van de baarmoeder te onderscheiden; af en toe kunnen fecale "ballen" in darmlussen een gravid (zwangere) baarmoeder nabootsen. Hoewel andere auteurs de diagnose van zwangerschap en enscenering van de embryonale ontwikkeling van muizen 17,18,19 inclusief de detectie van geresorbeerde embryo's20hebben beschreven, is deze studie de eerste die de stappen en mogelijke valkuilen schetst bij het in beeld brengen van de gravid murine baarmoeder.
De imager moet potentiële artefacten herkennen die een vroege zwangerschap of gravid baarmoeder kunnen nabootsen of die de beeldvorming van de baarmoeder en embryo's kunnen verstoren. Het lateraal volgen van de baarmoederhoorns vermindert de kans op het verwarren van andere organen en artefacten in de buik voor de baarmoeder (en kleine embryo's). Mogelijke artefacten die kunnen worden verward met baarmoeder, embryo's en/of obstructieve items zijn de darm- en darmgas, uitwerpselen, milt, lever en maag.
Deze methode vereist algemene anesthesie, en we zijn voorzichtig om te beperken: 1) tijd van beeldvorming en 2) frequentie van zwangerschapscontroles, om elke kans op intra-uterien verlies als gevolg van anesthesie te verminderen. Hoewel anesthetica en analgetica over het algemeen veilig lijken te zijn tijdens de zwangerschap21, kan significante blootstelling gevolgen hebben voor de embryonale groei van muizen22. Aangezien knock-outmodellen van muizen vaak prenatale of vroege perinatale sterfte aantonen, kan blootstelling van de embryo's aan algemene anesthesie tijdens deze beeldvorming (althans theoretisch) hun risico op overlijden verhogen of hun biologie op onbekende manieren beïnvloeden. Hoewel een absolute tijdslimiet onbekend is, proberen we elke beeldvormingssessie te beperken tot niet meer dan 15 minuten en tot 2-3 beeldvormingssessies (maximaal) per zwangerschap. Het "ALARA-principe" is hier voorzichtig: zo laag als redelijkerwijs haalbaar is.
Deze methode maakt een efficiëntere fokkerij en een snelle bepaling van de intra-uteriene ondergang mogelijk. Dit is vooral belangrijk in experimenten met knock-outmodellen die vroeg sterven; andere voorbeelden zijn toxicologische studies. Hoewel een paar studies de gewichtstoename tijdens de zwangerschap hebben gedetailleerd, is het vrij duidelijk dat de gewichtstoename vroeg (vóór E8.5) klein is en mogelijk niet verschilt van daggewichtsveranderingen. Bovendien waren de gegevens uitsluitend afkomstig van nieuwe zwangere muizen en weerspiegelen zij mogelijk niet de verstorende effecten van meerlagige muizen10,11. Getijde zwangerschappen zijn mogelijk niet in een vroeg stadium duidelijk, en vooral bij genetisch gemanipuleerde muizen kunnen intra-uteriene verliezen vaak voorkomen of zelfs het hele nest beïnvloeden. Dus simpelweg omdat een muis geen nestje aflevert, betekent dit niet dat ze nooit zwanger was. Muizen kunnen binnen een week opnieuw worden gedekt als het vrouwtje niet zwanger is; anders zullen onderzoekers het gewoon moeten afwachten om te zien of het vrouwtje zwanger is geworden. Nadat vaardigheden zijn ontwikkeld om meer te doen dan alleen controleren op zwangerschap, zal deze methode het ook mogelijk maken om de embryo's in kaart te brengen en te controleren naarmate de zwangerschap vordert. Op deze manier kan de optimale timing voor embryooogst worden bepaald als weefsels moeten worden geoogst vóór de ondergang23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets bekend te maken.
Acknowledgments
geen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Depilatory cream | |||
| Ethanol, 70% | |||
| Fur clippers | |||
| Gauze or KimWipes | |||
| Isoflurane | |||
| Medical oxygen (optional) | |||
| Medical tape | |||
| Mouse imaging system (including anesthesia set-up and imaging platform) | Fujifilm Visual Sonics | Various | Any system with 40 MHz center-frequency ultrasound transducer probe |
| Razor blade (not a safety razor) | |||
| Scale (to weigh mouse) | |||
| Ultrasound gel |
References
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34 (2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H.
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207 (2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205 (2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38 (2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias - tribromoethanol, ketamine and isoflurane - on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
