Summary
Ультразвуковое исследование с высоким разрешением может помочь упростить эксперименты, требующие беременных мышей, определяя состояние беременности, гестационный возраст и потери беременности. Здесь представлен протокол для иллюстрации методов оценки беременности на мышах, а также потенциальных ловушек (артефактов изображения), которые могут имитировать беременность.
Abstract
Мышь является предпочтительной моделью млекопитающих для многих заболеваний и биологических процессов человека. Биология развития часто требует поэтапной беременности мышей для определения эволюционирующих процессов в различные моменты времени. Кроме того, оптимальное и эффективное разведение модельных мышей требует оценки своевременной беременности. Чаще всего мышей спаривают на ночь, и определяется наличие влагалищной пробки; однако положительная прогностическая ценность этого метода неоптимальна, и нужно подождать, чтобы узнать, действительно ли мышь беременна. Ультразвуковая биомикроскопия высокого разрешения является эффективным и действенным инструментом для визуализации: 1) беременна ли мышь; 2) Какой гестационной стадии достигла мышь; и 3) Есть ли внутриутробные потери. В дополнение к эмбрионам и плодам, исследователь должен также распознать общие артефакты в брюшной полости, чтобы не принять их за гравидную матку. В этой статье представлен протокол для создания изображений, а также иллюстративные примеры.
Introduction
Мышь является предпочтительной моделью млекопитающих для многих заболеваний человека и биологических процессов1,2,3,4. Исследования в области биологии развития часто требуют поэтапной беременности мышей для определения эволюционирующих процессов в различных временных точках5,6,7,8. Кроме того, оптимальное и эффективное разведение модельных мышей требует оценки своевременной беременности, особенно когда исследователи изучают влияние мутации гена на развитие. Как правило, исследователи спаривают гетерозиготных мышей на ночь, ищут вагинальную пробку рано утром следующего дня и надеются, что беременность наступит9. Определение внутриутробной потери обычно начинается с проверки помета новорожденного на менделевские соотношения генотипов, затем работает в обратном направлении, принося в жертву беременных мышей на различных гестационных стадиях и восстанавливая эмбрионы. Исследователи могут определить увеличение веса как показатель положительной беременности10,11; однако, особенно у генетически модифицированных мышей, пометы могут быть очень маленькими и впоследствии рассасываться, когда происходит внутриутробная потеря, из-за которой увеличение веса может быть неочевидным (особенно на ранних сроках беременности, ~ E6,5-8,5). Мышь может оказаться ложно беременной из-за, например, доброкачественной опухоли брюшной полости. По сути, человек работает «вслепую».
Ультразвуковая биомикроскопия высокого разрешения позволяет проводить прямую визуализацию гравидной матки и развивающихся эмбрионов мышей12,13,14,15,16. Хотя мы изначально разработали методы оценки сердечно-сосудистой физиологии эмбриональных мышей16,17,мы признали полезность этого метода визуализации для оптимизации нашего разведения мышей. В частности, нам больше не нужно было ждать, чтобы «увидеть», беременна ли мышь, основываясь либо на очевидном прибавке в весе, либо на родах помета; мы могли бы определить состояние гравида и быстро спаривать мышей, если дамба не была беременна. Кроме того, внутриутробные потери также могут быть легко визуалированы, и временная шкала потери может быть определена без ущерба для мыши (см. Рисунок 1 для схемы). Таким образом, можно сэкономить время, ценных модельных мышей и средства.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все шаги в этом протоколе соответствуют Руководству по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованному Национальными институтами здравоохранения, и были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Медицинской школы Гроссмана Нью-Йоркского университета.
1. Спаривание мышей при своевременной беременности
- Соедините подходящую самку мыши (обычно гетерозиготную) в клетке с соответствующим самцом мыши (обычно гетерозиготой) для ночного спаривания.
- Отделите мышей на следующее утро. В качестве альтернативы, непрерывно спариваться самки и самцов мышей, тем самым увеличивая шансы на беременность.
ПРИМЕЧАНИЕ: Тем не менее, точно скорпорированная беременность не может быть гарантирована с альтернативой, и постановка эмбрионов мышей с помощью ультразвука не ясна, особенно когда процесс заболевания приводит к задержке внутриутробного роста. Если предполагается, что эмбрионы, несущие вариант гена, маленькие, ищите более крупных однопометников дикого типа, чтобы измерить гестационный возраст.- Необязательно: Найдите вагинальную пробку. Если влагалищной пробки нет, самка мыши не была спаривания. Если есть вагинальная пробка, все равно вероятно, что самка мыши не забеременеет.
- Время на следующий день после ночного спаривания - Е0,5.
- Выполните визуализацию на E6.5–E.8.5 для определения беременности и повторно спаривайте мышей, если мышь не беременна (см. шаг 1.1).
ПРИМЕЧАНИЕ: На данном этапе женская плотина явно не беременна глазом; следовательно, ультразвуковая визуализация позволяет на ранней стадии определить и повторно спариваться.
2. Анестезия и подготовка мыши
- Поместите беременную мышь в анестетиковую индукционную камеру.
- Смешайте изофлуран с воздухом в помещении или медицинским кислородом в концентрации 2%-3% при скорости потока 1 л/мин, чтобы вызвать сакдацию беременной мыши в индукционной камере.
ПРИМЕЧАНИЕ: Сакдацией обычно является 1–2 мин. Мышь будет лежать неподвижно, и ее дыхание замедлится. - Быстро перенесите мышь на платформу обработки изображений. Платформа визуализации обычно также имеет нагревательные элементы, которые могут помочь сохранить мышь в тепле.
- Поместите нос мыши в анестетик носовой конус.
- Быстрое изменение маршрута смеси изофлуран/кислород к носовой конусу платформы визуализации. Поддерживают изофлуран на уровне 2%–3% при расходе 1 л/мин.
- Определите уровень ускупа по ущемлению лапы, рефлексу роговицы, уровню дыхания и любым движениям.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рефлекс роговицы можно первоначально определить, нанеся увлажняющую мазь на глаза, чтобы они не высохли, пока мышь анестезируется (мышь не закрывает глаза). - Когда мышь лежит лежа на спине (на спине), прикрепите лапы к подушечкам электрокардиограммы (ЭКГ) платформы визуализации.
ПРИМЕЧАНИЕ: Однако ЭКГ не является необходимой для такого рода визуализации. - Удалите мех с живота беременной дамы следующим образом:
- Тщательно смочите брюшную шерсть 70% этанолом, в том числе до боковых краев. Не наносите столько, чтобы на платформу был сток.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этанол лучше работает в качестве смазки для бритья, чем вода. - Используйте лезвие бритвы, чтобы тщательно побрить живот. Будьте осторожны, чтобы не разрезать соски.
- Вытрите бритый мех с живота марлей или салфетками.
- В качестве альтернативы, используйте крем для депиляции после использования кусачки для меха, чтобы удалить большую часть меха.
- Тщательно смочите брюшную шерсть 70% этанолом, в том числе до боковых краев. Не наносите столько, чтобы на платформу был сток.
3. Трансабдоминальная визуализация (предполагаемой) беременной мыши
- После бритья брюшной полости уменьшают изофлуран до 1%–1,5%, сохраняя скорость потока 1 л/мин. Следите за уровнем уседачи по уровню дыхания и любым движениям, а также по защемлению лап и/или рефлексу роговицы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Частота сердечных сокращений анестезируемой мыши обычно составляет 400–500/мин, в зависимости от температуры ядра (ректальной). С целью быстрой проверки беременности не нагревайте мышь до физиологической температуры ядра; частота сердечных сокращений будет ближе к 400-450 / мин, но может упасть еще больше с нерегулярным ритмом, если мышь замерзнет при длительной визуализации.- Важно убедиться, что дыхание умеренное по глубине и регулярности, а не ненерционное или агональное (задыхание: глубокое, медленное и неустойчивое, с глубокими межреберными и подреберными втягиваниями).
ПРИМЕЧАНИЕ: Частота дыхания невентилируемой, анестезируемой мыши обычно составляет 60–100/мин. См. https://ahcs.ninds.nih.gov/ACUC_pages/pg_003_anesth_animals.html и https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-mice.
- Важно убедиться, что дыхание умеренное по глубине и регулярности, а не ненерционное или агональное (задыхание: глубокое, медленное и неустойчивое, с глубокими межреберными и подреберными втягиваниями).
- Нанесите ультразвуковой (акустический) гель на живот обильно.
- Поместите преобразователь изображения на брюшную полость, чтобы сориентировать ее в горизонтальной плоскости: сориентировать зонд для получения ориентации влево-вправо на системе визуализации; «точка» или гребень, указанные на стороне зонда визуализации, должны быть обращены вправо.
ПРИМЕЧАНИЕ: Скольжение зонда изображения вправо от мыши должно сместить соответствующее изображение на ультразвуковой системе вправо от мыши (представьте, что вы смотрите «вверх» с хвоста мыши — справа от мыши будет оставлено на мониторе).- Как правило, используйте крепление преобразователя системы визуализации и систему манипулятора рельсами. Здесь была использована визуализация «свободной руки», в которой датчик изображения держится вручную (две руки устойчивее, чем одна) и которая позволяет более быстрые движения вокруг живота. Эти движения, как будет описано ниже, включают как вращательные, так и поступательные движения. Однако это требует больше практики.
- Определите мочевой пузырь на экране(Видео 1).
- Сканируя каудально из мочевого пузыря, идентифицируем влагалище. Затем, сканируя медленно и плавно в черепном направлении, выявляют бифуркацию влагалища в левый и правый рога матки(рисунок 2; Видео 1).
- Начало обследования матки (левого и правого рогов матки)13 (рисунок 3; Видео 2).
ПРИМЕЧАНИЕ: До середины беременности (E10.5 или E11.5) эмбрионы мышей будут расположены вдоль правой и левой периферии. По мере их роста более дистальные части матки и соответствующие им эмбрионы будут поворачиваться наружу и к задней части. По мере дальнейшего роста эмбрионов (E15.5 и позже, как правило) плоды мышей будут располагаться почти случайным образом в различных направлениях, и становится трудно «отследить» матку от проксимального до дистального.- Быстро сканируйте, чтобы проверить, беременна ли мышь или нет. Этот быстрый метод требует только распознавания гравидной матки и эмбрионов мыши.
- Кроме того, потратьте дополнительное время на перечисление эмбрионов (живых, мертвых, рассасывшихся) в каждом маточном роге.
ПРИМЕЧАНИЕ: В целом, живой эмбрион будет демонстрировать различные органы, такие как сердце, конечности, голова с желудочками и глаза. Мертвый эмбрион приобретает однородный, «кашеобразный» вид, если только он не мертв. Рассасывая эмбрионы имеют точечное эхогенное пятно в середине гравидной матки(Рисунок 4, Рисунок 5, Рисунок 6, Рисунок 7, Рисунок 8). - Чтобы определить, действительно ли эмбрион жив, ищите сердцебиение и / или кровоток.
ПРИМЕЧАНИЕ: Картирование цветного допплеровского потока может помочь в определении наличия кровотока, как у эмбриона, так и в пуповине. В целом, это может быть применено к эмбрионам старше E8.5. - Распознавать потенциальные артефакты, которые могут имитировать гравидную матку(рисунок 9, рисунок 10). Кроме того, поскольку газ кишечника и другие ультразвуковые «теневые» артефакты могут затемнять сегменты маточного рога, выполняют визуализацию с нескольких точек зрения, чтобы обеспечить адекватную визуализацию матки.
- После того, как обследование будет завершено, протрите гель с живота марлей или салфетками. Постарайтесь удалить как можно больше, так как гель имеет тенденцию охлаждать мышь.
- Расстежните лапы и извлеките мышь из анестезирующего носового конуса.
- Осторожно переместите мышь обратно в ее клетку. Она должна проснуться и начать двигаться в течение минуты или около того.
ПРИМЕЧАНИЕ: Генетически модифицированным мышам может потребоваться немного больше времени, чтобы восстановиться после анестезии, и за ними нужно следить более внимательно.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Этот протокол позволит исследователю уверенно определить, беременна ли мышь, в том числе на ранних стадиях, и определить, есть ли очевидные пренатальные эмбриональные или фетальные потери без необходимости жертвовать беременной дамбой. Этот протокол особенно полезен при разведении генетически модифицированных мышей; Как правило, гетерозиготные х гетерозиготные скрещивки с выходом гомозиготного потомства приводят к сбою правильного развития, что вызывает пренатальную летальность. На рисунке 1 изображена репрезентативная ситуация, в которой эмбрионы постепенно умирают, а затем рассасываются в середине беременности. На рисунке 2 показано, как найти левые и правые рога матки, следуя за влагалищем вверх через его бифуркацию. Рисунок 3, Рисунок 4, Рисунок 5, Рисунок 6, Рисунок 7, Рисунок 8и Видео 3 показывают эмбрионы мышей на разных стадиях развития. Эмбрионы мышей на ранней стадии, мертвые эмбрионы или рассасывные эмбрионы могут напоминать другие органы в брюшной полости или фекалии в кишечнике, или, наоборот, кишечные петли могут имитировать негравидную матку. Рисунки 9 и 10,а также Видео 4 и Видео 5демонстрируют такие потенциальные артефакты визуализации, которые могут имитировать гравивидную матку, для чего исследователь должен быть начеку.
Рисунок 1: Принципиальная схема теоретического брюшка беременной мыши, изображенная на E11.5, затем снова на E14.5. До середины беременности (E10.5 или E11.5) эмбрионы мышей будут расположились вдоль правой и левой периферических сторон брюшной полости. По мере роста эмбрионов более дистальные участки матки и соответствующие им эмбрионы будут поворачиваться наружу и к задней части. По мере дальнейшего роста эмбрионов (E15.5 и позже, как правило) плоды мышей будут располагаться почти случайным образом в различных направлениях, и становится трудно «отследить» матку от проксимального до дистального. Когда в генно-инженерной мышиной модели наблюдается пренатальная летальность, эмбрионы (открытые круги) могут погибнуть; мертвые эмбрионы (заштрихованные круги) в конечном итоге станут резорбированными (твердые круги). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Как только вы найдете влагалище(A),непосредственно справа от мочевого пузыря, подметание краниально продемонстрирует бифуркацию(B)вправо и влево рога матки(D)–(F).
Шкала (A) = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Изображения негравидной (не беременной) матки (идентифицируются рядами стрелок). Матка может различаться по толщине: толще в(A),(B),(E); тонкий с центральной тонкой эхогенной линией(C),очень тонкий(D),или может даже содержать небольшие, кистозные структуры, которые не следует принимать за концепты(B)и(E)особенно, хотя это может быть трудно определить. (А)— правый рог матки; это труднее проследить дистально в нашем опыте из-за газов кишечника. (B)–(F) - левые рога матки; (F)является довольно дистальным / боковым и поэтому становится более трудным для изображения из-за увеличения артефакта газа кишечника. Шкала (A) = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Рассасывая и мертвые эмбрионы имеют различный внешний вид. Резорбированные эмбрионы, которые очень часто встречаются, заключены в круглый (гравидный) маточный мешок, который кажется относительно однородным, за исключением центрального эхогенного (очень яркого) «пятна» — стрелок в (A) и (B). (C)показывает резорбированные или мертвые эмбрионы; матка имеет полностью однородный, «кашеобразный» вид, и мы видим, вероятно, 3–4 мертвых эмбриона в этом кадре. (D)показывает недавно умерший эмбрион, который все еще показывает некоторые структуры; также, по-видимому, в амниотическом мешке есть клеточный мусор. В(E)мертвый эмбрион сильно сморщен и все еще связан с плацентой («P»). (F)показывает однородный, «кашеобразный» внешний вид эмбриона, который, вероятно, умер 1-2 дня назад, но еще не полностью рассорблен. Шкала для (A) и (D) = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Эмбрионы ранней стадии, от приблизительно E5.5(A) и E6.5(B) до E8.5(C) и (D)). Существуют различия во внешности, и предполагаемые этапы здесь были основаны на сроках спаривания, а также на появлении самих эмбрионов. Шкала (A) = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Эмбрионы E9.5 значительно больше, чем эмбрионы E8.5, и начинают принимать форму. Репрезентативные изображения, показывающие соседние эмбрионы, показаны в(A)и(B). Шкала = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Эмбрионы E10.5 демонстрируют еще более четкие органы, такие как голова, позвоночник и сердце. Репрезентативные изображения, показывающие соседние эмбрионы, показаны на всех панелях; in (D), мертвый/резорбцируя эмбрион находится рядом с живым эмбрионом. Шкала = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 8: Более старые эмбрионы, приблизительно E12.5(A),E14.5(B)и E15.5(C). Косые плоскости визуализации несколько скрывают точную анатомию, но сердце (стрелка) находится в центральной части каждого эмбриона; в (C), миокард в настоящее время более эхогенен, чем кровь. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 9: Кишечник, который является органом, который чаще всего путают с маткой. В(E)рассасывая зародыш (наконечники стрел) перекрывает сегмент кишечника (стрелы). В (F), негравидная матка (наконечники стрел) перекрывает короткий сегмент кишечника (стрелы) Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 10: Дополнительные артефакты визуализации в брюшной полости включают почки, селезенку и печень. (А)Правая почка; (Б)Правая почка с почечной артерией (стрелки); (C)Левая почка; (D)Левая почка с почечной артерией (стрелки); (E)Селезенка; (F)Печень, порочащая сегмент кишечника; (G)Почки, переносящие сегмент кишечника; (H) Селезенка, печень и левая почка, видимые в одной плоскости визуализации. B = кишечник; K= почки; L= печень; S= селезенка. Шкала (A) = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Наиболее важным первым шагом в визуализации является идентификация влагалища, а затем определение раздвоения маточного рога влево и вправо. Следуя за каждым маточным рогом, имиджер с меньшей вероятностью неправильно идентифицирует петли кишечника как матку. Кроме того, понимание различий во внешнем виде кишечника (с / без фекалий) важно отличать их от матки; иногда фекальные «шарики» в петлях кишечника могут имитировать гравидную (беременную) матку. Хотя другие авторы описали диагностику беременности и этапы эмбрионального развития мыши17,18,19, включая обнаружение резорбированных эмбрионов20,это исследование является первым, чтобы наметить шаги и потенциальные подводные камни в визуализации гравидной мышиной матки.
Тепловизор должен распознавать потенциальные артефакты, которые могут имитировать раннюю беременность или гравид матки или которые могут мешать визуализации матки и эмбрионов. Следование за маточными рогами латерально снизит вероятность ошибочного перепутания других органов и артефактов в брюшной полости за матку (и мелкие эмбрионы). Потенциальные артефакты, которые могут быть ошибочно приняты за матку, эмбрионы и / или обструктивные предметы, включают кишечник и газы кишечника, фекалии, селезенку, печень и желудок.
Этот метод требует общей анестезии, и мы тщательно ограничиваем: 1) время визуализации и 2) частоту проверок беременности, чтобы уменьшить вероятность внутриутробной потери из-за анестезии. Хотя анестетики и анальгетики, по-видимому, безопасны в целом во время беременности21,значительное воздействие может иметь последствия для эмбрионального роста мыши22. Поскольку нокаут-модели мышей часто демонстрируют пренатальную или раннюю перинатальную смерть, воздействие на эмбрионы общей анестезии во время этой визуализации может (по крайней мере, теоретически) увеличить риск смерти или повлиять на их биологию неизвестными способами. Хотя абсолютный предел времени неизвестен, мы стараемся ограничить каждый сеанс визуализации не более чем 15 минутами и 2-3 сеансами визуализации (максимум) на беременность. «Принцип ALARA» здесь благоразумен: настолько низко, насколько это разумно достижимо.
Этот метод позволяет более эффективно размножаться, а также быстро определять внутриутробную гибель. Это особенно важно в экспериментах с использованием нокаут-моделей, которые умирают рано; другие примеры включают токсикологические исследования. Хотя в нескольких исследованиях подробно описано увеличение веса во время беременности, совершенно ясно, что увеличение веса на ранней стадии (до E8.5) невелико и может не отличаться от суточных изменений веса. Кроме того, данные были получены только от впервые забеременевшей мышей и могут не отражать смешанные эффекты мультигравидных мышей10,11. Прижимная беременность может быть не очевидна на ранней стадии, и особенно у генетически модифицированных мышей внутриутробные потери могут быть общими или даже влиять на весь помет. Таким образом, просто потому, что мышь не доставляет помет, не означает, что она никогда не была беременна. Мыши могут быть повторно спаривались через неделю, если самка не беременна; в противном случае исследователям просто придется переждать, чтобы увидеть, забеременела ли самка. После того, как будут развиты навыки, чтобы сделать больше, чем просто проверить беременность, этот метод также позволит картировать и контролировать эмбрионы по мере прогрессирования беременности. Таким образом, оптимальные сроки сбора эмбрионов могут быть определены, если ткани должны быть собраны до смерти23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
никакой.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Depilatory cream | |||
| Ethanol, 70% | |||
| Fur clippers | |||
| Gauze or KimWipes | |||
| Isoflurane | |||
| Medical oxygen (optional) | |||
| Medical tape | |||
| Mouse imaging system (including anesthesia set-up and imaging platform) | Fujifilm Visual Sonics | Various | Any system with 40 MHz center-frequency ultrasound transducer probe |
| Razor blade (not a safety razor) | |||
| Scale (to weigh mouse) | |||
| Ultrasound gel |
References
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34 (2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H.
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207 (2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205 (2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38 (2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias - tribromoethanol, ketamine and isoflurane - on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
