Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

En hurtig madpræferenceanalyse i Drosophila

Published: February 11, 2021 doi: 10.3791/62051
Automatic Translation
1, 1,2
1Monell Chemical Senses Center, 2Department of Physiology, The Diabetes Research Center, University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

Vi præsenterer en protokol for en to-valg fodring assay for fluer. Denne fodringsanalyse er hurtig og nem at køre og er velegnet ikke kun til mindre laboratorieforskning, men også til adfærdsskærme med høj gennemløb i fluer.

Abstract

For at vælge fødevarer med næringsværdi og samtidig undgå indtagelse af skadelige stoffer har dyr brug for et sofistikeret og robust smagssystem for at evaluere deres fødevaremiljø. Frugtfluen, Drosophila melanogaster, er en genetisk tractable modelorganisme, der i vid udstrækning bruges til at dechifrere de molekylære, cellulære og neurale fundamenter for fødevarepræference. For at analysere fluemadpræference er der brug for en robust fodringsmetode. Beskrevet her er en to-valg fodring assay, som er streng, omkostningsbesparende, og hurtigt. Analysen er Petri-parabol-baseret og indebærer tilsætning af to forskellige fødevarer suppleret med blåt eller rødt farvestof til de to halvdele af skålen. Derefter ~ 70 forstjernede, 2-4-dages gamle fluer placeres i skålen og får lov til at vælge mellem blå og røde fødevarer i mørke i ca. 90 minutter. Undersøgelse af maven af hver flue efterfølges af beregningen af præferenceindekset. I modsætning til multiwell plader, tager hver Petri parabol kun ~ 20 s til at fylde og sparer tid og kræfter. Denne fodringsanalyse kan anvendes til hurtigt at afgøre, om fluer kan lide eller ikke lide en bestemt mad.

Introduction

På trods af dramatiske forskelle i smagsorganernes anatomiske struktur mellem fluer og pattedyr ligner fluernes adfærdsmæssige reaktioner på mange smagsstoffer påfaldende pattedyr. For eksempel foretrækker fluer sukker1,2,3,4,5,6,7,8, aminosyrer9,10og lavt salt11, som angiver næringsstoffer, men afviser bitre fødevarer12,13,14,15, der er ubehagelige eller giftige. I løbet af de sidste to årtier har fluer vist sig at være en meget værdifuld modelorganisme for at fremme forståelsen af mange grundlæggende spørgsmål relateret til smagsoplevelse og fødevareforbrug, herunder smagsdetektering, smagstransduktion, smagsplastik og fodringsregulering16,17,18,19,20. Bemærkelsesværdigt, en række undersøgelser har vist, at smagen transduktion og neurale kredsløb mekanismer underliggende smag opfattelse er analoge mellem frugt fluer og pattedyr. Derfor tjener frugtfluen som en ideel eksperimentel organisme, der gør det muligt for forskere at afdække evolutionært bevarede begreber og principper, der styrer fødevaredetektion og forbrug i dyreriget.

For at undersøge smagsoplevelse i fluer er det vigtigt at etablere en hurtig og streng analyse for objektivt at måle fødevarepræference. I årenes løb har forskellige fodringsmetoder, såsom farvestof-baserede assays11,12,13,21,22,23, fluen proboscis udvidelse svar assay24, Capillary Feeder (CAFE) assay25,26, Fly Liquid-Food Interaction Counter (FLIC) assay27og andre kombinatoriske metoder er udviklet til kvantitativ måling af fødevarepræferencer og/eller fødeindtagelse for frugtfluer28,29,30,31. En af de populære fodring paradigmer er farvestof-baserede to-valg fodring assay ved hjælp af enten en multiwell microtiter plade12,21,32 eller, som beskrevet her, en lille Petri parabol11,22 som fodring kammer. Denne analyse er designet baseret på gennemsigtigheden af fluens underliv. Under denne analyse placeres fluer i fodringskammeret og præsenteres med to madmuligheder blandet med enten rødt farvestof eller blåt farvestof. Når analysen er færdig, vises flyvelivet rødt eller blåt afhængigt af hvilken mad de har indtaget.

Både Petri-skålen og de multiwell-plade farvestof-baserede fodring assays er meget robuste og giver omtrent de samme resultater. Ved hjælp af disse to assays, talrige vigtige opdagelser og gennembrud er blevet gjort i retning af at dechifrere de meget diversificerede receptorer og celler, der er ansvarlige for sensing mad smag og mad tekstur11,12,21,22,32,33. I den farvebaserede analyse er et eksperimentelt skridt, der kræver betydelig tid og kræfter, at forberede og indlæse mad i fodringskammeret. For at reducere tilberednings- og pålæsningstiden blev denne analyse ændret ved at erstatte multiwell mikrotiterpladen med en lille petriskål, som er opdelt i to lige store rum. I petriskålsbaseret analyse tilsættes to forskellige fødevarer suppleret med blåt eller rødt farvestof til de to halvdele af skålen. Derefter ~ 70 forstjernede, 2-4-dages gamle fluer placeres i skålen og får lov til at vælge mellem blå og røde fødevarer i mørke i ca. 90 minutter. Underlivet af hver flue undersøges derefter, og præferenceindekset (PI) beregnes.

Denne Petri-parabol-baserede to-valg fodring assay er overkommelig, enkel og hurtig. En multiwell plade kræver ca 110 s til at fylde, mens hver Petri parabol tager kun ~ 20 s. Derudover kræver multiwellpladen pipettering af små mængder mad i et stort antal små brønde (f.eks. 60 eller flere brønde pr. Plade), hvilket kræver betydelig præcision og opmærksomhed. Omvendt petriskål-baserede assay kræver kun to handlinger pr plade. Da fodringsanalysen kan involvere et stort antal replikater, sparer petriskålsbaseret analyse en ikke-privat mængde tid og kræfter. Denne analyse giver resultater svarende til dem fra den multiwell-baserede analyse og har vist sig at have succes med at løse mange grundlæggende spørgsmål i smagsoplevelse, herunder saltsmag kodning11, smag plasticitet modificeret af madoplevelse22, og det molekylære grundlag for mad tekstur sensation33. Sammenfattende er denne Petri-parabol-baserede to-valg assay et kraftfuldt værktøj til at undersøge, hvordan fluer opfatter eksterne og interne næringsstoffer miljø til at fremkalde passende fodring adfærd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Samling af analysekamrene

BEMÆRK: Mens denne protokol beskriver brugen af en 35 mm petriskål (Figur 1A), kan den ønskede effekt opnås ved hjælp af enhver vandtæt, glatbundet beholder, der kan gennemskæres og dækkes.

  1. Først skal du gennemskrive en låget 35 mm petriskål ved at fastgøre en længde af plast (5 mm i bredden og 3 mm i højden) ned midterlinjen med vandtæt klæbemiddel, der danner to vandtætte rum. Bekræft, at forseglingen er færdig for at undgå lækage, der kan føre til blanding af de to fødevaresubstrater, der analyseres.
    BEMÆRK: Efter montering genbruges dette apparat, så længe forseglingen holder.

2. Forberedelse af hætteglas

  1. Forbered et tilstrækkeligt antal tomme plastflueglas derefter løst kompakt et stykke silkepapir i bunden. Komprimer silkepapiret nok til, at det fylder rummet, men ikke så meget, at det danner en tæt masse.
    BEMÆRK: Sørg for, at der ikke er dybe sprækker eller folder i vævet, da dette kan føre til, at fluer bliver fanget.
  2. Tilsæt ~ 3 mL rent vand til hætteglasset, så vævet er helt mættet, men der er ingen stående vand. Sørg for, at der ikke er store dråber overskydende vand på hætteglassets væg. Alternativt kan du erstatte det gennemblødte papir med en opløsning på 1% w/v agar (uden saccharose) ved at tilsætte 5 ml 1% agarose til hvert tomt hætteglas og gøre det muligt for agarose at størkne ved stuetemperatur.

3. Våd sult af fluer forud for eksperimentet

  1. Start sult 24 timer før tidspunktet for eksperimentet. Under CO2 anæstesi flyver sorteringsgrupper på ~ 70, 2-4 dage gamle ind i de forberedte sulteglas og mærker hvert hætteglas med genotypen og tidspunktet for sult.

4. Opsætning af reagens

  1. Fremstilling af farvestoffer
    BEMÆRK: Før du udfører forsøg, er det vigtigt at foretage en foreløbig kontrolanalyse for at bestemme de korrekte koncentrationer af røde og blå farvestoffer, der skal anvendes.
    1. Til kontrolanalysen skal du forberede en række fortyndinger til hvert farvestof og udføre fodringsanalysen med den samme mad med en anden farvefarve. Brug resultaterne til at identificere tofarvede koncentrationer (en rød, en blå), der giver en PI på ~0, når der ikke tilsættes nogen eksperimentel forbindelse (se afsnit 7).
      BEMÆRK: Den endelige koncentration af blå farvestoffer blev f.eks. fastsat til 50 μM og testet mod en række røde farvestofkoncentrationer. Baseret på den røde farves doseringskurve var den optimale koncentration af rødt farvestof 210 μM, hvilket gav minimal farvestoffet bias (Figur 1B). En højere rød farvestofkoncentration driver fluer til at foretrække rød mad, mens en lavere koncentration driver fluer til at foretrække blå mad. Forfin forsigtigt blå eller røde farvestofkoncentrationer i intervaller på 1 μM, da forskelle af denne størrelsesorden og større kan påvirke eksperimentelle resultater.
  2. Fremstilling af 1% agarose
    1. Kombiner 0,5 g agarose og 50 mL rent vand (eller nogle flere heraf) i en mikrobølgeovn-safe fartøj. Mikrobølgeovn agaroseopløsningen, indtil den er opløst, omrør den efter behov.
  3. Tilberedning af andre levnedsmiddelbestanddele
    1. Hver fødevarekomponent, herunder saccharose og eventuelle eksperimentelle forbindelser, opløses i vand ved en 100 gange eller højere koncentration af den endelige testede koncentration.
      BEMÆRK: Det samlede volumen af hver levnedsmiddelingrediens, der tilsættes 1% agar, bør ikke overstige 1 mL pr. 10 mL smeltet agar. Ellers kan agarose være for fortyndet og vil ikke størkne korrekt.
  4. Tilberedning af fødevaremedier
    1. Der blandes agar, farvestof og den ønskede eksperimentelle forbindelse i koniske polypropylencentrifugerør (15 eller 50 mL); brug vand i stedet for det eksperimentelle smagsstof i kontrolfødevarerne. Gør dette, mens agaren stadig er helt flydende og blandes grundigt ved hjælp af en hvirvelblander. Rørene opbevares i et 60 °C vandbad, mens de ikke er i brug, for at forhindre agarose i at hærde, før de distribueres til retter.
  5. Forberedelse af retter til eksperimentet
    BEMÆRK: Sørg for, at alle retter er helt tørre, inden de startes.
    1. Pipette 1 mL rødt eksperimentelt fødemedium i den ene side af analyseskålen(figur 1A); gentag for det ønskede antal retter. Lad agarose afkøles, indtil den er fast (3-5 min), og rør derefter 1 mL blå kontrolfødevarer ind i den anden side af opvasken (Figur 1A). Gentag denne proces med det røde/eksperimentelle blå par.
      BEMÆRK: Sørg for, at alle retter er helt indstillet, før eksperimentet påbegyndes. Brug opvasken inden for 30 minutter.

5. Påbegyndelse af tovejsfodringsanalysen

  1. Midlertidigt lamme eksperimentelle flyve linjer på is, indtil ingen åbenlyse motoriske aktiviteter såsom flyvning og klatring er observeret. Når fluerne er immobiliseret, skal du forsigtigt vende hætteglasset og trykke for at overføre alle fluerne ind i analysekammeret.
    BEMÆRK: Koldt stød tager ~ 3-5 min. Langvarig udsættelse for kulde kan påvirke fluens fysiologi og helbred og bør derfor undgås.
  2. Placer hurtigt dækslet på kammeret og sæt det til side. Når alle fluerne er blevet overført, skal du flytte alle kamre til et mørkt, lukket rum. Lad analysen køre i 90 minutter.
    BEMÆRK: Et mørkt miljø minimerer indflydelsen af fluens visuelle vej på fodringsadfærden og fjerner eventuelle miljømæssige signaler uden for skålen.

6. Afslutning af tovejsfodringsanalysen

  1. Efter 90 minutter er gået, overføre kamre til en -20 °C fryser til at ofre fluer. Efter ~ 1 time, tælle fluer.
    BEMÆRK: Inverter hver petriskål, før du placerer skålen i fryseren for at sikre, at ingen fluer vil blive frosset på maden.

7. Tildeling af et præferenceindeks (PI) til bestemmelse af fødevarepræference

  1. Under et standard dissektionsmikroskop undersøges fluernes abdominalfarve i hver enkelt skål. Tæl fluerne som enten rød, blå eller lilla i henhold til farven på deres underliv (Figur 2A). Tæl fluen, hvis dens underliv er mere end 50% farvet, hvilket indikerer robust fodring(Figur 2B). Ekskluder fluen, hvis dens underliv kun indeholder et lille madsted, hvilket indikerer dårlig spisning (Figur 2C).
  2. Når antallet af fluer, der spiser blå, røde eller både blå og røde fødevarer, er blevet talt, skal du bruge følgende ligning til at tildele hver petriskål et præferenceindeks (PI):

PI = (Antal fluer spiser eksperimentel mad) - (Antal fluer spiser kontrol mad) / (Antal fluer spiser eksperimentel mad) + (Antal fluer spiser kontrol mad) + (Antal fluer spiser begge dele)

PI > 0 angiver en præference for forsøgsforbindelsen, PI < 0 angiver en aversion mod forsøgsforbindelsen, og PI = 0 angiver ingen effekt af forbindelsen på fodringsadfærden.

8. Rengøring af analysekamrene

  1. Rengør straks petriskålene ved at skrabe madsubstratet ud og skylle dem med upofumeret sæbe og vand. Blødgør petriskålene natten over i destilleret vand. Kontroller, at skilleforseglingen i hver skål stadig er vandtæt, og lad derefter skålen lufttørre.
    BEMÆRK: Petriskålene er klar til brug igen, når det er sikret, at der ikke er restagarose eller farvning af farvestoffer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I denne analyse blev en 35 mm skål opdelt i to lige store føderum, hvor hver halvdel af skålen indeholdt agarosefødevarer kombineret med enten blåt eller rødt farvestof (Figur 1A). For at udelukke farvestof bias, den blå og røde farvestof koncentrationer blev omhyggeligt raffineret til at give en omtrentlig "0" PI, når kun disse to farvestoffer blev tilføjet (Figur 1B). Når petriskålen var fyldt med testet mad, blev ~ 70 vådsultne, 2-4-dages gamle voksne fluer overført til skålen, så de kunne vælge mellem de to madmuligheder i mørket. Efter 90 minutter blev fluernes abdominalfarve undersøgt med et dissektionsmikroskop. Flyvelivet fremstår typisk blåt eller rødt, hvis dyret overvejende indtager henholdsvis blå eller rød mad (Figur 2A). Hvis fluen bruger både blå og rød, bliver dens underliv lilla (Figur 2A).

Fluerne, der indtager betydelige mængder mad, blev scoret (figur 2B), mens fluerne med utilstrækkelig fødeindtagelse(figur 2C)blev sprunget over. Denne Petri-parabol-baserede analyse blev sammenlignet med multiwell-plade-baserede assay. Resultaterne viser, at disse to fodringsmetoder i det væsentlige giver de samme resultater med at analysere fodringsresponser på sød, bitter eller salt mad i fluer af vild type (figur 3A-C). Især er det meget hurtigere at tilberede og distribuere mad i petriskålen end i multiwell-pladen, der indeholder 60 brønde (Figur 3D). Alt i alt er petriskålsbaseret analyse en robust og hurtig fodringsmetode, der kan bruges til hurtigt at bestemme fødevarepræferencen for fluer.

Figure 1
Figur 1: Tovalgsanalyseanordning og farvestoffets doseringskurve. (A) To halvdele af en petriskål bruges til at præsentere to forskellige madmuligheder. Den ene halvdel af skålen indeholder blåfarvet mad, og den anden halvdel indeholder rødfarvet mad. Forstjernede fluer placeres i skålen for at give dem mulighed for at forbruge den mad, de foretrækker. (B) Fødevarepræference for fluer af vild type, der vælger mellem 1% agarose plus 2 mM saccharose, der indeholder enten 50 μM blå farvestof eller varierende koncentrationer af rødt farvestof. Den optimale koncentration af rødt farvestof er 210 μM. Data repræsenterer middelværdi ± standardfejl i middelværdien. For hvert datapunkt er n = 6 forsøg. Omkring 70 fluer blev testet i hvert forsøg. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Flyv abdominal farve efter at have spist blå, rød eller både blå og røde fødevarer. (A) Repræsentative billeder af fluer efter at have indtaget blå mad (øverst til højre), rød mad (øverst til venstre) eller begge dele, hvilket får maven til at fremstå lilla (nederst). b)En flue, der udviser tilstrækkeligt forbrug af blå fødevarer. (C) En flue efter indtagelse af en lille mængde blå mad. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: Fodringsresponser på forskellige smagsstoffer i fluer af vild type og madbelastningstiden for 60-brøndspladen vs. Petri-dish-baseret fodringsanordning. n = 12 forsøg, ulønnede Student's t-tests. (B) Fødevarepræference i fluer af vild art for fødevarer, der indeholder 2 mM saccharose med eller uden 10 mM koffein. n = 10 forsøg, ulønnede Student's t-tests. (C) Fødevarepræferencer i fluer af vild art for fødevarer, der indeholder 2 mM saccharose med eller uden 20 mM NaCl. n = 10 forsøg, ulønnede Student's t-tests. (D) Tid brugt på at fylde mad i en 60-brønds plade og en petriskål. n = 12 tallerkener eller tallerkener, *p < 0,0001, uparret Student's t-tests. Data repræsenterer middelværdi ± SEM. Forkortelser: n.s. = ikke statistisk signifikant; SEM = standardfejl i middelværdien; NaCl = natriumchlorid. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne metode involverer flere afgørende trin, hvor der kan opstå problemer. Først skal du sørge for, at fluer indtager en tilstrækkelig mængde mad til at give stabile data. Hvis fluer spiser dårligt, skal du sikre dig, at fluerne har været vådsultne i mindst 24 timer, og at de eksperimentelle medier indeholder mindst en minimal saccharosekoncentration (2 mM). For yderligere at stimulere fødevareforbruget skal du forlænge vådsultningsperioden ud over 24 timer afhængigt af fluernes fysiologiske tilstand. Hvis for mange fluer ikke overlever den langvarige sult, skal du sikre dig, at der tilsættes nok vand til silkepapiret, når du udfører våd sult i hætteglas. Undgå overdrevent vand, der kan drukne fluerne. For det andet har fluer en tendens til at vise fodring bias mod enten blåt eller rødt farvestof, hvis deres koncentrationer ikke er omhyggeligt afbalanceret. Små variationer i farvestofkoncentrationen kan have dybe fodringseffekter(figur 1B). For at forhindre farvestof bias, farvestof koncentration bør være præcis. Hvis fluer påvirkes af farvestoffet, skal farvestofkoncentrationen omhyggeligt forfines med en stigning på 1 μM, og derefter teste forskellige farvekombinationer for at identificere det røde/blå farvestofkoncentrationspar, der giver en PI = 0, når der ikke tilsættes nogen eksperimentel forbindelse undtagen en lav koncentration af saccharose (f.eks. 2 mM). Den optimale røde eller blå farvestofkoncert bør justeres, når du tester nye fluelinjer eller efter at have lavet nye farvelagre. For det tredje skal du sørge for, at analysen er begrænset til 90 min. Ifølge en tidligere undersøgelse22kan langvarig fodring føre til smagstilpasning eller desensibilisering.

Sammenlignet med andre fodring teknikker, såsom FLIC27 eller CAFE25 assays, denne Petri-parabol-baserede to-valg assay har følgende funktioner og fordele: (1) Enkelhed: denne enhed omfatter kun en lille Petri parabol gennemskåret med en plastik skillevæg. Fordi retterne og plastdelerne er billige og nemme at samle, kræver et helt eksperiment kun minimal investering. (2) Hensigtsmæssighed: Den petriskålsbaserede anordning fremskynder fodringsanalysen betydeligt (figur 3D). Farvescoreprocessen er også hurtig og ligetil ved hjælp af et almindeligt dissektionsmikroskop. Med denne metode kan fluernes smagspræference mod en bestemt fødevareingrediens hurtigt testes. Det er således velegnet til både mindre forskning og store genetiske skærme. (3) Stabilitet: I modsætning til andre fodringsmetoder, der kun analyserer nogle få fluer i hver enhed, tillader denne metode kvantificering af fodringsresponser for et stort antal voksne fluer på én gang, hvilket væsentligt minimerer virkningerne af fodringsvariationer blandt individuelle fluer. Denne farvestofbaserede tovalgsfodringsanalyse har vist sig at være streng og reproducerbar og er blevet brugt til at isolere vigtige fluemutanter med defekter i opfattelsen af madsmag og teksturer11,22,33.

Som det fremgår af disse resultater, petriskål-baserede assay producerer stort set de samme resultater som multiwell-baserede fodring assay for sød, bitter og salt smag svar, selv om Petri-parabol-baserede assay tendens til at have mindre variationer (Figur 3A-C). Et tidskrævende trin i den farvebaserede fodringsanalyse er udledningen af mad i fodringskammeret. Den multiwell plade, som indeholder 60 eller flere brønde, kan være besværligt at oprette på grund af kravet om præcist lastning smeltet agarose mad i 60 eller flere brønde pr plade. Det er meget hurtigere at tilberede og indlæse mad i petriskålen end i multiwellpladen, da petriskålen kun indeholder to separate rum (Figur 3D). Således opretholder denne Petri-dish-baserede metode ikke kun robustheden af den farvebaserede analyse, men reducerer også den tid og indsats, der bruges i analyseforberedelse, betydeligt opskalere kapaciteten og hastigheden af fodringsanalysen. Derfor kan det let bruges til at analysere et stort antal flyvelinjer, såsom i et genetisk skærmprojekt.

Mens farvestof-baserede assays give en høj-throughput undersøgelsesvej på grund af deres enkelhed og hastighed, kan de ikke fange oplysninger om mere detaljerede kvantitative aspekter af fodring såsom varighed eller volumen. For at løse dette problem kan der installeres et højhastighedskamera over skålen, hvilket afslører mere detaljerede oplysninger om fodringsprocessen, såsom fodringsvarigheden og frekvensen i hvert kammer. Desuden kan flere andre fodringsparadigmer bruges til at supplere data indsamlet fra de farvebaserede eksperimenter. Automatiske fodringsenheder, såsom FLIC27 og flue proboscis og aktivitetsdetektor (FlyPAD)34, kan registrere den tidsmæssige dynamik ved fodring. CAFE assay25 eller manuel fodring assays35 kan måle mængden af forbrugt mad. Ikke desto mindre har disse tilgange deres egne forbehold. For eksempel sammenlignet med Petri-skålen eller multiwellpladen er automatiske fodringsenheder meget dyre at sætte op i laboratoriet. Derudover assays hver enhed kun et par fluer ad gangen, hvilket gør det mere sårbart over for variabilitet hos individuelle dyr. Da CAFE-analysen er afhængig af fluernes evne til at manøvrere deres kroppe op til slutningen af kapillærrøret, der hænger inde i fodringskammeret, kan resultaterne forvirres af motoriske funktionsnedsættelser, der ikke er relateret til smagsoplevelse.

Selv om andre tilgange er stærke i sig selv, farvestof-baserede assays kan være et mere effektivt redskab til hurtigt at opdage og analysere mad præference i fluer. Desuden kan tovalgsopsætningen integreres med avancerede teknikker som optogenetics36 for selektivt og akut at manipulere fluens fodringsadfærd. Dette kan gøres ved hjælp af den ene halvdel af skålen til lysaktivering og den anden halvdel som en lysinaktiv kontrol. Direkte aktivering eller inaktivering af specifikke neuroner hjælper med at afgøre, om de har en rolle i reguleringen af fodringsadfærd. Sammenfattende viser disse resultater, at petriskålsbaseret tovalgsfodringsanalyse er en hurtig og robust fodringsmetode, der kan hjælpe forskere med at analysere fodringsadfærd under forskellige fysiologiske og metaboliske tilstande.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter eller konkurrerende finansielle interesser.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne takke Dr. Tingwei Mi for at hjælpe dem med at optimere to-valg fodring assay. De vil også gerne takke Samuel Chan og Wyatt Koolmees for deres kommentarer til manuskriptet. Dette projekt blev finansieret af National Institutes of Health grants R03 DC014787 (Y.V.Z.) og R01 DC018592 (Y.V.Z.) og af Ambrose Monell Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
35 mm Petri dish Fisher Scientific 08-772E
Agarose Thomas Scientific C756P56
Clear adhesive Fisher Scientific NC9884114
Conical centrifuge tubes Fisher Scientific 05-527-90
Dissection microscope Amscope SM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant Blue Wako Chemical 3844-45-9
Fly CO2 anesthesia setup Genesee Scientfic 59-114/54-104M
Fly incubator with programmable day/night cycle Powers Scientific Inc. IS33SD
Fly lines
Glass dish (microwave-safe)
Kimwipes Fisher Scientific 06-666A
Media storage bottle Fisher Scientific 50-192-9998
Plastic divider cut to fit the dish from a sheet no thicker than 5 mm
Plastic fly vials Genesee Scientific 32-116
Sucrose Millipore Sigma S9378
Sulforhodamine B Millipore Sigma S9012
Tastant compound of interest
Vortex mixer Benchmark Scientific BV1000
Water bath Fisher Scientific FSGPD05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  2. Dahanukar, A., Foster, K., van der Goes van Naters, W. M., Carlson, J. R. A Gr receptor is required for response to the sugar trehalose in taste neurons of Drosophila. Nature Neuroscience. 4 (12), 1182-1186 (2001).
  3. Ueno, K., et al. Trehalose sensitivity in Drosophila correlates with mutations in and expression of the gustatory receptor gene Gr5a. Current Biology. 11 (18), 1451-1455 (2001).
  4. Fujii, S., et al. Drosophila sugar receptors in sweet taste perception, olfaction, and internal nutrient sensing. Current Biology. 25 (5), 621-627 (2015).
  5. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).
  6. Thorne, N., Chromey, C., Bray, S., Amrein, H. Taste perception and coding in Drosophila. Current Biology. 14 (12), 1065-1079 (2004).
  7. Slone, J., Daniels, J., Amrein, H. Sugar receptors in Drosophila. Current Biology. 17 (20), 1809-1816 (2007).
  8. Dus, M., et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 87 (1), 139-151 (2015).
  9. Toshima, N., Tanimura, T. Taste preference for amino acids is dependent on internal nutritional state in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Biology. 215 (16), 2827-2832 (2012).
  10. Melcher, C., Bader, R., Pankratz, M. J. Amino acids, taste circuits, and feeding behavior in Drosophila: towards understanding the psychology of feeding in flies and man. Journal of Endocrinology. 192 (3), 467-472 (2007).
  11. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  12. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  13. Moon, S. J., Kottgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Current Biology. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Current Biology. 30 (1), 17-30 (2020).
  15. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. Journal of Neuroscience. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  16. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Current Opinion in Neurobiology. 19 (4), 345-353 (2009).
  17. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  18. Liman, E. R., Zhang, Y. V., Montell, C. Peripheral coding of taste. Neuron. 81 (5), 984-1000 (2014).
  19. Scott, K. Gustatory processing in Drosophila melanogaster. Annual Review of Entomology. 63, 15-30 (2018).
  20. Freeman, E. G., Dahanukar, A. Molecular neurobiology of Drosophila taste. Current Opinion in Neurobiology. 34, 140-148 (2015).
  21. Tanimura, T., Isono, K., Yamamoto, M. T. Taste sensitivity to trehalose and its alteration by gene dosage in Drosophila melanogaster. Genetics. 119 (2), 399-406 (1988).
  22. Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel. Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).
  23. Bantel, A. P., Tessier, C. R. Taste preference assay for adult Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e54403 (2016).
  24. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (3), e193 (2007).
  25. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  26. Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder assay measures food intake in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55024 (2017).
  27. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), 101107 (2014).
  28. Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3625 (2012).
  29. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  30. Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A taste circuit that regulates ingestion by integrating food and hunger signals. Cell. 165 (3), 715-729 (2016).
  31. Jiang, L., Zhan, Y., Zhu, Y. Combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e56900 (2018).
  32. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19 (19), 1623-1627 (2009).
  33. Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. The basis of food texture sensation in Drosophila. Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).
  34. Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nature Communications. 5, 4560 (2014).
  35. Qi, W., et al. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Molecular Brain. 8, 87 (2015).
  36. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. Genetics. 208 (4), 1291-1309 (2018).

Tags

Neurovidenskab udgave 168
En hurtig madpræferenceanalyse i <em>Drosophila</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid… More

Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila. J. Vis. Exp. (168), e62051, doi:10.3791/62051 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter