التحصين داخل النعوس وجمع الحليب في دراسات تحصين الأمهات في نيوزيلندا الأرانب البيضاء (Oryctolagus cuniculus)
Summary
توضح هذه المقالة وتثبت إدارة اللقاحات داخل الجهاز المناعي وجمع الحليب من الأرانب المرضعة(Oryctolagus cuniculus)كوسيلة لتقييم المناعة المخاطية في نموذج مناسب ترجمة للتحصين الأمومي.
Abstract
نظرا لأوجه التشابه في المشيمة ونقل الأجسام المضادة مع البشر ، تعد الأرانب نموذجا ممتازا لتحصين الأمهات. المزايا الإضافية لهذا النموذج البحثي هي سهولة تربية وجمع العينات، وفترة الحمل قصيرة نسبيا، وأحجام القمامة الكبيرة. طرق التمنيع التي يتم تقييمها عادة تشمل تحت الجلد، والعضلي، وداخل الرحم، وداخل الجلد. جمع العينات غير المحددة للكشف الزمني للاستجابات المناعية لهذه التحصينات تشمل جمع الدم، من كل من السدود ومجموعات، والحليب من الرضاعة لا. في هذه المقالة، سوف نبين التقنيات التي استخدمها مختبرنا في دراسات تحصين الأمهات في الأرانب البيضاءالنيوزيلندية (Oryctolagus cuniculus)،بما في ذلك التحصين داخل الرحم وجمع الحليب.
Introduction
إن دراسات تحصين الأمهات ونقل الأجسام المضادة لا تقدر بثمن لأسباب عديدة، لأن هذا هو الطريق الأولي لنقل المناعة والحماية اللاحقة من مسببات الأمراض والأمراض لدى المواليد الجدد والرضع. 66 – يمكن للتحصين النفاسي أن يؤثر تأثيرا إيجابيا على صحة الأم والطفل على الصعيد العالمي عن طريق الحد من المراضة والوفيات المرتبطة ببعض مسببات الأمراض خلال هذه الفترة الضعيفة1. والهدف الرئيسي لهذه الاستراتيجية هو زيادة مستويات الأجسام المضادة الأمومية المحددة طوال فترة الحمل. ويمكن بعد ذلك نقل هذه الأجسام المضادة إلى الوليد والرضيع عند مستويات كافية للحماية من العدوى حتى ينضج جهاز المناعة لديهم بما يكفي للاستجابة بشكل كاف للتحديات1و2و3. وقد أظهرت الأعمال السابقة أن ارتفاع الثدي الأجسام المضادة عند الولادة ترتبط إما مع الحماية الكاملة أو تأخر بداية وانخفاض شدة العديد من الأمراض المعدية المختلفة في حديثي الولادة، بما في ذلك الكزاز والسعال الديكي وفيروس التزامن التنفسي (RSV)، والأنفلونزا، والتهابات المكورات العقدية المجموعة B1،2،3.
في البشر ، يتم نقل الأجسام المضادة للأمهات بشكل سلبي عبر المشيمة ويتم نقلها أيضا من خلال حليب الثدي عن طريق التمريض. وقد أظهرت الأعمال السابقة أن مستويات الإيغا الخاصة بفيروس نقص المناعة البشرية في حليب الثدي البشري من الأمهات المصابات بالفيروس ارتبطت بانخفاض انتقال الفيروس بعد الولادة، مما يشير إلى دور وقائي لحليب الثدي المضاد لفيروس نقص المناعة البشرية IgA4. وقد أظهرت الدراسات في الرئيسيات غير البشرية أن التحصين ضد فيروس نقص المناعة البشرية يمكن أن يؤدي إلى استجابة كبيرة للأجسام المضادة في حليب الثدي، وعلى الرغم من أن استجابات IgG المصلية المماثلة تم تحريضها بعد التحصين الجهازي مقابل التحصين المخاطي، إلا أن التحصين المخاطي أدى إلى استجابة أعلى بكثير من IgA داخل الحليب5،6.
تحديد نموذج حيواني مناسب لهذه الدراسات يجب أن يأخذ في الاعتبار نوع المشيمة وآليات نقل الأجسام المضادة السلبية ، وكذلك نقل الأجسام المضادة عن طريق حليب الثدي. هناك ثلاثة أنواع رئيسية من المشيمة في الثدييات على أساس أنواع الأنسجة والطبقات في واجهة materno-fetal ، بما في ذلك الهيموشوريال (الرئيسيات والقوارض والأرانب) ، و endotheliochorial (الحيوانات آكلة اللحوم) ، وظهارية (الخيول والخنازير والحيوانات المجترة). المشيمة المشيمية هي النوع الأكثر غزوا ، مما يسمح بالاتصال المباشر بين إمدادات دم الأم وchorion ، أو الغشاء الجنيني الأبعد. استنادا إلى عدد طبقات الأرومة التروفوسومية ، هناك العديد من الاختلافات في المشيمة المشيمية ، بما في ذلك المشيمة المشيمية الموجودة في الرئيسيات ، والمشيمة الدموية في الأرانب ، والمشيمة الدموية التي لوحظت في الفئران والجرذان7. يسمح هذا الاتصال المباشر بين إمدادات دم الأم والكوريون بالانتقال السلبي للأجسام المضادة عبر المشيمة أثناء الحمل. IgG هو فئة الأجسام المضادة الوحيدة التي تعبر بشكل كبير المشيمة البشرية8، في حين أن IgA هي الفئة السائدة من Ig الموجودة في حليب الثدي البشري9. من النماذج ذات الصلة علميا، فقط الرئيسيات (بما في ذلك البشر)، والأرانب، والخنازير غينيا نقل IgG في الرحم وIgA في الحليب10،11. لذلك ، يتضمن نموذج الأرنب عوامل مماثلة لتلك الموجودة في البشر التي تتحكم في النقل عبر المحيط من IgG ونقل الرضاعة من IgA.
بالإضافة إلى أنها نموذج استثنائي لمناعة الأم وتطور اللقاح، فإن أوجه التشابه بين الأرنب وتجاويف الأنف البشرية تجعلها نموذجا مناسبا للتحصين داخل الأنف. حجم تجويف الأنف أرنب هو أكثر مماثلة للبشر من نماذج القوارض على أساس كتلة الجسم النسبي12. بالإضافة إلى ذلك، أظهر كاستيلين وآخرون 12 أن الأنسجة اللمفاوية المرتبطة بالأنف (NALT) أكثر ضخامة في الأرنب مقارنة بالقوارض. يقع NALT في المقام الأول في الجانب البطني والبطيني للحم الأنف البطني وفي الجانب الجانبي والدرسلي للحم الأنفي الأنفي في الأرانب ، في حين أن الأنسجة اللمفاوية موجودة فقط على طول الجانب البطني للحم الأنفيالأنفي 12. في الأرانب ، وهيكل وموقع الخلايا الليمفاوية داخل الإبطين والصفائح البربريا ، وكذلك بصيلات اللمفاوية المعزولة ، تشبه البشر12.
وتشمل المزايا الإضافية لاستخدام الأرنب كنموذج لمناعة الأم والمخاطية برازها العالي وفترة الحمل القصيرة نسبيا. الأوعية الدموية الكبيرة على ارتفاع عدد الشرايين تسمح بسهولة الوصول نسبيا إلى كميات كبيرة من الدم لمجموعات المسلسل. يمكن جمع مجموعة متنوعة من العينات المخاطية لإجراء فحوصات استجابة الأجسام المضادة الخاصة بمضادات معينة، بما في ذلك حليب الثدي13 (عند الرضاعة)، إفرازات المخاطية أو يغسل (على سبيل المثال، عن طريق الفم14،15،16،رغوة القصباتالهوائية 13،17،18،19،المهبل20،21،22)،والبراز20،23،24،25. يمكن جمع عينات الحليب بسهولة أثناء الرضاعة لتقييم وجود استجابات الأجسام المضادة الخاصة بالمستضد. على الرغم من أنها ليست وفيرة كما هو الحال بالنسبة للبشر والفئران ، إلا أن مجموعة واسعة من الكواشف التجريبية متاحة للدراسات والمقاسات الخاصة بالأرانب. في هذه المقالة، سوف نقوم بوصف وإظهار التحصين داخل النعور وجمع الحليب في نيوزيلندا الأرانب البيضاء(Oryctolagus cuniculus).
Protocol
Representative Results
Discussion
على الرغم من عدم وصفها في البروتوكول المذكور أعلاه ، فإن التكاثر الناجح للأرانب ضروري لهذا النموذج الأمومي وللسماح بجمع الحليب. يتم تربية الأرانب بسهولة عن طريق الغطاء الحي في إعداد البحوث. فمن المستحسن أن لا يتم نقلها إلى قفص باك للتربية، كما لا يمكن أن تكون إقليمية وعدوانية إذا أبقى في ق…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ويود المؤلفون أن يعترفوا بقسم الموارد الحيوانية المختبرية في جامعة ديوك وفريق تربية الحيوانات لمساعدتهم ورعايتهم الكبيرة المقدمة للحيوانات. بالإضافة إلى ذلك ، يود المؤلفون التعرف على فريق PhotoPath داخل قسم علم الأمراض لمساعدتهم في الأجزاء الصوتية والفيديوية من المخطوطة. وقد دعم هذا العمل من أموال البحوث التقديرية من مختبر ستاتس.
Materials
| Intranasal Immunization | |||
| Anesthesia Machine/Vaporizer | Vet Equip | 901807 | |
| Hypodermic Needle (25 g) | Terumo | 07-806-7584 | |
| Isoflurane (250 mL Bottle) | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | 2-4% |
| Luer Lock Syringe (1 mL) | Air-Tite | 07-892-7410 | |
| Mucosal Vaccine | N/A | N/A | Experimental Vaccine |
| Nose Cone | McCulloch Medical | 07891-1097 | |
| Pipette Tips | VWR | 53503-290 | |
| Pipettor | VWR | 89079-962 | |
| PromAce (Acepromazine maleate) | Boehringer Ingelheim | 07-893-5734 | 1mg/kg IM |
| Puralube Sterile Ophthalmic Ointment | Dechra | 07-888-2572 | |
| Milk Collection | |||
| Alcohol Prep 2-ply | Covidien | 07-839-8871 | |
| Anesthesia Machine/Vaporizer | Vet Equip | 901807 | |
| Hypodermic Needles (25 g) | Terumo | 07-806-7584 | |
| Isoflurane (250 mL Bottle) | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | 2-4% |
| Luer Lock Syringe (1 mL) | Air-Tite | 07-892-7410 | |
| Non-Woven Sponge (4×4) | Covidien | 07-891-5815 | |
| Nose Cone | McCulloch Medical | 07891-1097 | |
| PromAce (Acepromazine Maleate) | Boehringer Ingelheim | 07-893-5734 | 1mg/kg IM |
| Puralube Sterile Ophthalmic Ointment | Dechra | 07-888-2572 | |
| Sterile Conical Vial (15 mL) | Falcon | 14-959-49B |
References
- Munoz, F. M. Current Challenges and Achievements in Maternal Immunization Research. Frontiers in Immunology. 9, 436 (2018).
- Kachikis, A., Englund, J. A. Maternal immunization: Optimizing protection for the mother and infant. The Journal of Infection. 72, 83-90 (2016).
- Omer, S. B. Maternal Immunization. The New England Journal of Medicine. 376 (13), 1256-1267 (2017).
- Pollara, J., et al. Association of HIV-1 Envelope-Specific Breast Milk IgA Responses with Reduced Risk of Postnatal Mother-to-Child Transmission of HIV-1. Journal of Virology. , 01560 (2015).
- Fouda, G. G. A., et al. Mucosal Immunization of Lactating Female Rhesus Monkeys with a Transmitted/Founder HIV-1 Envelope Induces Strong Env-Specific IgA Antibody Responses in Breast Milk. Journal of Virology. 87 (12), 6986-6999 (2013).
- Nelson, C. S., et al. Combined HIV-1 Envelope Systemic and Mucosal Immunization of Lactating Rhesus Monkeys Induces Robust IgA-Isotype B Cell Response in Breast Milk. Journal of Virology. 90 (10), 4951-4965 (2016).
- Furukawa, S., Kuroda, Y., Sugiyama, A. A comparison of the histological structure of the placenta in experimental animals. Journal of Toxicologic Pathology. 27 (1), 11-18 (2014).
- Palmeira, P., Quinello, C., Silveira-Lessa, A. L., Zago, C. A., Carneiro-Sampaio, M. IgG placental transfer in healthy and pathological pregnancies. Clinical & Developmental Immunology. 2012, 985646 (2012).
- Macchiaverni, P., et al. Mother to child transfer of IgG and IgA antibodies against Dermatophagoides pteronyssinus. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (6), 619-627 (2011).
- Pentsuk, N., vander Laan, J. W. An interspecies comparison of placental antibody transfer: new insights into developmental toxicity testing of monoclonal antibodies. Birth Defects Research Part B Developmental and Reproductive Toxicology. 86 (4), 328-344 (2009).
- Butler, J. E., Rainard, P., Lippolis, J., Salmon, H., Kacskovics, I., Mestecky, J. . Mucosal Immunology. , 2269-2306 (2015).
- Casteleyn, C., Broos, A. M., Simoens, P., Vanden Broeck, W. NALT (nasal cavity-associated lymphoid tissue) in the rabbit. Veterinary Immunology Immunopathology. 133 (2-4), 212-218 (2010).
- Peri, B. A., et al. Antibody content of rabbit milk and serum following inhalation or ingestion of respiratory syncytial virus and bovine serum albumin. Clinical and Experimental Immunology. 48 (1), 91-101 (1982).
- Fukuizumi, T., Inoue, H., Tsujisawa, T., Uchiyama, C. Tonsillar application of killed Streptococcus mutans induces specific antibodies in rabbit saliva and blood plasma without inducing a cross-reacting antibody to human cardiac muscle. Infection and Immunity. 65 (11), 4558-4563 (1997).
- Saeed, M. I., Omar, A. R., Hussein, M. Z., Elkhidir, I. M., Sekawi, Z. Development of enhanced antibody response toward dual delivery of nano-adjuvant adsorbed human Enterovirus-71 vaccine encapsulated carrier. Human Vaccines & Immunotherapeutics. 11 (10), 2414-2424 (2015).
- Ma, Y., et al. Vaccine delivery to the oral cavity using coated microneedles induces systemic and mucosal immunity. Pharmaceutical Research. 31 (9), 2393-2403 (2014).
- Jarvinen, L. Z., Hogenesch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Induction of protective immunity in rabbits by coadministration of inactivated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Infection and Immunity. 66 (8), 3788-3795 (1998).
- Suckow, M. A., Bowersock, T. L., Nielsen, K., Grigdesby, C. F. Enhancement of respiratory immunity to Pasteurella multocida by cholera toxin in rabbits. Laboratory Animals. 30 (2), 120-126 (1996).
- Jarvinen, L. Z., HogenEsch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Intranasal vaccination of New Zealand white rabbits against pasteurellosis, using alginate-encapsulated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Comparative Medicine. 50 (3), 263-269 (2000).
- Winchell, J. M., Routray, S., Betts, P. W., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal and systemic antibody responses to a C4/V3 construct following DNA vaccination of rabbits via the Peyer’s patch. The Journal of Infectious Diseases. 178 (3), 850-853 (1998).
- Wegmann, F., et al. A novel strategy for inducing enhanced mucosal HIV-1 antibody responses in an anti-inflammatory environment. PLoS One. 6 (1), 15861 (2011).
- Winchell, J. M., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal immune response to an HIV C4/V3 peptide following nasal or intestinal immunization of rabbits. AIDS Research and Human Retroviruses. 13 (10), 881-889 (1997).
- Knudsen, C., et al. Quantitative feed restriction rather than caloric restriction modulates the immune response of growing rabbits. The Journal of Nutrition. 145 (3), 483-489 (2015).
- Ciarlet, M., et al. Subunit rotavirus vaccine administered parenterally to rabbits induces active protective immunity. Journal of Virology. 72 (11), 9233-9246 (1998).
- Denchev, V., Mitov, I., Marinova, S., Linde, K. Local and systemic immune response in rabbits after intraintestinal immunization with a double-marker attenuated strain of Salmonella typhimurium. Journal of Hygiene, Epidemiology, Microbiology, and Immunology. 32 (4), 457-465 (1988).
- Watson, D. L. Immunological functions of the mammary gland and its secretion–comparative review. Australian Journal of Biological Sciences. 33 (4), 403-422 (1980).
- Lascelles, A. K., McDowell, G. H. Localized humoral immunity with particular reference to ruminants. Transplantation Reviews. 19, 170-208 (1974).
- Jones, D. I., et al. Optimized Mucosal Modified Vaccinia Virus Ankara Prime/Soluble gp120 Boost HIV Vaccination Regimen Induces Antibody Responses Similar to Those of an Intramuscular Regimen. Journal of Virology. 93 (14), (2019).
- Rabbit Tracks: Breeding Techniques and Management. Michigan State University Available from: https://www.canr.msu.edu/resources/rabit (2020)
- Patton, N. M., Manning, P. J., Ringler, D. H., Newcomer, C. E. . The Biology of the Laboratory Rabbit. , 27-45 (1994).
- Nowland, M. H., Brammer, D. W., Garcia, A., Rush, H. G., Fox, J. G., et al. . Laboratory Animal Medicine. , 411-461 (2015).
- Attia, Y. A., Al-Hanoun, A., El-Din, A. E., Bovera, F., Shewika, Y. E. Effect of bee pollen levels on productive, reproductive and blood traits of NZW rabbits. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition. 95 (3), 294-303 (2011).
- Feussner, E. L., Lightkep, G. E., Hennesy, R. A., Hoberman, A. M., Christian, M. S. A decade of rabbit fertility data: study of historical control animals. Teratology. 46 (4), 349-365 (1992).
- Manal, A. F., Tony, M. A., Ezzo, O. H. Feed restriction of pregnant nulliparous rabbit does: consequences on reproductive performance and maternal behaviour. Animal Reproduction Science. 120 (1-4), 179-186 (2010).
- Marai, I. F., Ayyat, M. S., Abd el-Monem, U. M. Growth performance and reproductive traits at first parity of New Zealand white female rabbits as affected by heat stress and its alleviation under Egyptian conditions. Tropical Animal Health and Production. 33 (6), 451-462 (2001).
- Rodríguez, M., et al. A diet supplemented with n-3 polyunsaturated fatty acids influences the metabomscic and endocrine response of rabbit does and their offspring. Journal of Animal Science. 95 (6), 2690-2700 (2017).
- Salem, A. A., El-Shahawy, N. A., Shabaan, H. M., Kobeisy, M. Effect of punicalagin and human chorionic gonadotropin on body weight and reproductive traits in maiden rabbit does. Veterinary and Animal Science. 10, 100140 (2020).
- Sirotkin, A. V., Parkanyi, V., Pivko, J. High temperature impairs rabbit viability, feed consumption, growth and fecundity: examination of endocrine mechanisms. Domestic Animal Endocrinology. 74, 106478 (2020).
- Sun, L., et al. Effect of light intensity on ovarian gene expression, reproductive performance and body weight of rabbit does. Animal Reproduction Science. 183, 118-125 (2017).
- El-Gayar, M., et al. Pregnancy detectuib ub rabbits by ultrasonography as compared to manual palpation. Egyptian Journal of Animal Production. 51 (3), 196-199 (2014).
- Nason, K. S., Binder, N. D., Labarta, J. I., Rosenfeld, R. G., Gargosky, S. E. IGF-II and IGF-binding proteins increase dramatically during rabbit pregnancy. The Journal of Endocrinology. 148 (1), 121-130 (1996).
- Haneda, R., et al. Changes in blood parameters in pregnant Japanese White rabbits. The Journal Toxicological Sciences. 35 (5), 773-778 (2010).
- Mizoguchi, Y., et al. Changes in blood parameters in New Zealand White rabbits during pregnancy. Laboratory Animals. 44 (1), 33-39 (2010).
- Salem, A. A., Gomaa, Y. A. Effect of combination vitamin E and single long-acting progesterone dose on enhancing pregnancy outcomes in the first two parities of young rabbit does. Animal Reproduction Science. 150 (1-2), 35-43 (2014).
- Maertens, L., Lebas, F., Szendro, Z. Rabbit milk: A review of quantity, quality and non-dietary affecting factors. World Rabbit Science. 14 (4), 205-230 (2006).
- Pekow, C. A., Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. . The Laboratory Rabbit, Guinea Pig, Hamster, and Other Rodents. , 243-258 (2012).
- Jenness, R. Lactational Performance of Various Mammalian-Species. Journal of Dairy Science. 69 (3), 869-885 (1986).
- Yoshiyama, Y., Brown, W. R. Specific antibodies to cholera toxin in rabbit milk are protective against Vibrio cholerae-induced intestinal secretion. Immunology. 61 (4), 543-547 (1987).
- Gwinn, W. M., et al. Effective induction of protective systemic immunity with nasally administered vaccines adjuvanted with IL-1. Vaccine. 28 (42), 6901-6914 (2010).
- Sloat, B. R., Cui, Z. Evaluation of the immune response induced by a nasal anthrax vaccine based on the protective antigen protein in anaesthetized and non-anaesthetized mice. Journal of Pharmcy and Pharmacology. 58 (4), 439-447 (2006).
- Janakova, L., et al. Influence of intravenous anesthesia on mucosal and systemic antibody responses to nasal vaccines. Infection and Immunity. 70 (10), 5479-5484 (2002).
- Fuentes, J. M., et al. General anesthesia delays the inflammatory response and increases survival for mice with endotoxic shock. Clinical and Vaccine Immunology. 13 (2), 281-288 (2006).
- Lee, Y. -. M., Song, B. C., Yeum, K. -. J. Impact of Volatile Anesthetics on Oxidative Stress and Inflammation. BioMed Research International. 2015, 242709 (2015).
