Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

التصور والقياس الكمي للأنسجة الدهنية البنية والبيج في الفئران باستخدام [18F] FDG Micro-PET / MR التصوير

Published: July 1, 2021 doi: 10.3791/62460
Automatic Translation
*1,2, *3, 3, 3, 1,2,4
1State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, The University of Hong Kong, 2Department of Medicine, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 3Department of Diagnostic Radiology, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 4School of Biomedical Sciences, Institute of Vascular Medicine, Chinese University of Hong Kong
* These authors contributed equally

Summary

التصوير الوظيفي والقياس الكمي لمستودعات الدهون الحرارية في الفئران باستخدام نهج قائم على التصوير المصغر PET / MR.

Abstract

يتم التعرف الآن على الخلايا الشحمية البنية والبيج كأهداف علاجية محتملة للسمنة ومتلازمات التمثيل الغذائي. تعد طرق التصوير الجزيئي غير الغازية ضرورية لتوفير رؤى مهمة حول مستودعات الدهون الحرارية هذه. هنا ، يقدم البروتوكول طريقة قائمة على التصوير بالأشعة فوق البنفسجية / التصوير بالرنين المغناطيسي لتقييم نشاط الخلايا الشحمية البنية البنية والبيج في الأنسجة الدهنية البنية بين الكتفين (iBAT) والأنسجة الدهنية البيضاء الإربية تحت الجلد (iWAT). تم تحقيق التصور والقياس الكمي لمستودعات الدهون الحرارية باستخدام [18F] FDG ، وهو تناظري الجلوكوز غير القابل للاستقلاب ، باعتباره المقتفي الإشعاعي ، عند دمجه مع المعلومات التشريحية الدقيقة التي يوفرها التصوير بالرنين المغناطيسي. تم إجراء التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني / التصوير بالرنين المغناطيسي بعد 7 أيام من التأقلم البارد وتم إجراء قياس كمية لإشارة [18F] FDG في مستودعات دهنية مختلفة لتقييم التعبئة النسبية للأنسجة الدهنية الحرارية. إزالة iBAT زادت بشكل كبير من امتصاص [18F] FDG في iWAT من الفئران.

Introduction

استجابة للاحتياجات الغذائية المتغيرة، تعمل الأنسجة الدهنية كمخزن مؤقت للطاقة لاعتماد إما تخزين الدهون أو وضع التعبئة لتلبية احتياجات الجسم1. علاوة على ذلك ، تلعب الأنسجة الدهنية أيضا وظيفة رئيسية في التنظيم الحراري ، من خلال عملية تسمى توليد الحرارة غير المرتعشة ، وتسمى أيضا التوليد الحراري الاختياري. ويتحقق ذلك عادة عن طريق النسيج الدهني البني (BAT) ، الذي يعبر عن مستوى وفير من بروتين غشاء الميتوكوندريا غير المقترن 1 (UCP1). كحامل بروتون ، يولد UCP1 الحرارة عن طريق فصل نقل البروتون وإنتاج ATP 2. عند التحفيز البارد ، يتم تشغيل توليد الحرارة في BAT عن طريق تنشيط الجهاز العصبي الودي (SNS) ، يليه إطلاق النورادرينالين (NE). يرتبط NE بالمستقبلات الأدرينالية β3 ويؤدي إلى ارتفاع AMP الدوري داخل الخلايا (cAMP). ونتيجة لذلك، فإن المشاركة المعتمدة على cAMP/PKA ل CREB (بروتين ربط عنصر استجابة cAMP) تحفز نسخ Ucp1 عن طريق الربط المباشر على عناصر استجابة CREB (CRE)2. بالإضافة إلى BAT ، توجد الخلايا الشحمية الشبيهة باللون البني أيضا داخل الأنسجة الدهنية البيضاء وبالتالي تسمى الخلايا البيج أو البني في الأبيض1,3. استجابة لمحفزات محددة (مثل البرد) ، يتم إعادة تشكيل هذه الخلايا البيج الهادئة لإظهار ميزات متعددة تشبه اللون البني ، بما في ذلك قطرات الدهون متعددة المواقع ، والميتوكوندريا المعبأة بكثافة ، وتعبير UCP1 المعزز 3,4,5.

أظهرت الدراسات التي أجريت على الحيوانات أن الخلايا الشحمية البنية والبيج تمتلك فوائد استقلابية متعددة تتجاوز تأثيرها في تقليل الدهون ، بما في ذلك تحسس الأنسولين ، وخفض الدهون ، ومكافحة الالتهاب ، ومكافحة تصلب الشرايين6,7. في البشر ، ترتبط كمية الدهون البيج / البني عكسيا بالعمر ومؤشر مقاومة الأنسولين واضطرابات القلب والتمثيل الغذائي 8. علاوة على ذلك ، فإن تنشيط الخلايا الشحمية البيج / البني في البشر إما عن طريق التأقلم البارد أو ناهض مستقبلات الأدرينالية β3 يمنح الحماية ضد سلسلة من الاضطرابات الأيضية4،9،10. تشير هذه الأدلة مجتمعة إلى أن تحريض الأنسجة الدهنية البنية والبيج هو استراتيجية علاجية محتملة لإدارة السمنة ومضاعفاتها الطبية ذات الصلة8.

ومن المثير للاهتمام أنه على الرغم من أنها تشترك في وظيفة مماثلة، فإن الخلايا الشحمية البيج والبني الكلاسيكي مشتقة من سلائف مختلفة ويتم تنشيطها بواسطة آليات متداخلة ولكنها متميزة1. لذلك ، في الجسم الحي التصوير والقياس الكمي للخلايا الشحمية البنية والبيج ضرورية لتحقيق فهم أفضل للتحكم الجزيئي لهذه الأنسجة الدهنية. في الوقت الحالي، لا يزال التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET) 18F-fluorodeoxyglucose ([18F]FDG) جنبا إلى جنب مع التصوير المقطعي المحوسب (CT) هو المعيار الذهبي لتوصيف الخلايا البنية والبيج المولدة للحرارة في الدراسات السريرية8. يستخدم التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) مجالات مغناطيسية قوية ونبضات ترددات الراديو لإنتاج هياكل تشريحية مفصلة. بالمقارنة مع التصوير المقطعي المحوسب ، يولد التصوير بالرنين المغناطيسي صورا للأعضاء والأنسجة الرخوة بدقة أعلى. يتم توفير بروتوكول هنا للتصور والقياس الكمي للدهون البنية والبيج الوظيفية في نماذج الفئران بعد التأقلم مع التعرض للبرد ، وهي طريقة شائعة وأكثر موثوقية للحث على التحمير الدهني. يمكن تطبيق هذه الطريقة لتوصيف مستودعات الدهون الحرارية في نماذج حيوانية صغيرة بدقة عالية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

يتبع البروتوكول الموضح أدناه إرشادات رعاية الحيوان لجامعة هونغ كونغ. كانت الحيوانات المستخدمة في الدراسة من الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 8 أسابيع.

1. العمليات الجراحية للحيوانات والتحدي البارد

  1. إجراء تشريح BAT (iBAT) بين الكتفات.
    1. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من الكيتامين / زيلازين (100 ملغ / كغ من الكيتامين من وزن الجسم و 10 ملغ / كغم من وزن الجسم زيلازين). بعد التخدير ، حلق شعر الفأر من الرقبة إلى أسفل الكتف مباشرة.
    2. ضع الفئران على وسادة التدفئة بعد التطهير وقم بعمل شق 2 سم على طول خط الوسط الظهري للفئران.
    3. قم بإزالة وسادات iBAT (ثنائية). في المجموعة التي تعمل بشكل صوري ، قم بإجراء نفس الشق ولكن اترك وسادات iBAT سليمة.
    4. أغلق الشق باستخدام مشابك جرح من الفولاذ المقاوم للصدأ مقاس 7 مم بعد توقف النزيف.
    5. بعد الجراحة ، أعط ميلوكسيكام (5 ملغ / كغ في مياه الشرب) للفئران لمدة 6 أيام ووضعها في وحدة العناية المركزة (ICU) لمدة 14 يوما. قم بإزالة المشابك بمجرد التئام الجرح (7-10 أيام).
  2. التحدي البارد للفئران: قم بإيواء الفئران عند الحياد الحراري (30 درجة مئوية) لمدة 14 يوما. في اليوم 13 ، قم بتبريد أقفاص الحيوانات مسبقا في البرد (6 درجات مئوية) بين عشية وضحاها. في اليوم 14 ، ضع الفئران عند 6 درجات مئوية في الغرفة البيئية لمدة 7 أيام. ضع اثنين من الفئران في كل قفص.

2. معايرات Micro-PET / MR وإعداد سير العمل

ملاحظة: يتم إجراء التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني الدقيق/التصوير بالرنين المغناطيسي باستخدام نظام PET/MR متسلسل (انظر جدول المواد). يتم وضع كل ماوس على سرير التصوير ؛ المسح الضوئي الأول باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي بحثا عن مرجع تشريحي (عرض كشفي) قبل التقدم إلى مركز مجال رؤية PET (FOV) للحصول على صورة ثابتة [18F] FDG PET ، تليها تصوير MR كمرجع تشريحي. يتم إنشاء سير عمل تصوير في برنامج تشغيل الماسحة الضوئية (انظر جدول المواد) لتمكين عمليات المسح الضوئي التلقائية والمتسلسلة PET/MR قبل جلسة التصوير.

  1. قم بإنشاء سير عمل تصوير في برنامج التشغيل يتضمن اكتساب PET ثابت ، وعمليات الاستحواذ على التصوير بالرنين المغناطيسي لتصحيح التوهين ، والمرجع التشريحي باستخدام التصوير ثلاثي الأبعاد T1 الموزون والتصوير ثنائي الأبعاد الموزون T2 ، على التوالي.
  2. للحصول على PET ، اضبط التمييز على مستوى 400-600 keV ، ونظائر دراسة F-18 ، ووضع الصدفة 1-5 ، والمسح الضوئي لمدة 20 دقيقة.
  3. للحصول على MR الموزون T1 (لتصحيح التوهين) ، قم بتعيين Gradient Echo-3D (TE = 4.3 مللي ثانية ، TR = 16 مللي ثانية ، FOV = 90 × 60 مم ، عدد الإثارة (NEX) = 3 ، 28 شريحة بسماكة 0.9 مم ، حجم voxel = 0.375 × 0.375 × 0.9 مم).
  4. للحصول على MR الموزون T2 (مرجع تشريحي) ، اضبط Fast-spin Echo 2D (TE = 71.8 مللي ثانية ، TR = 3000 مللي ثانية ، FOV = 90 × 60 مم ، NEX = 5 ، 32 شريحة بسماكة 0.9 مم ، حجم voxel = 0.265 × 0.268 × 0.9 مم 3).
  5. لإعادة بناء PET ، استخدم خوارزمية Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 تكرارات ، 6 مجموعات فرعية) مع وضع الصدفة 1-3 ، ومع تصحيحات الاضمحلال والوقت الميت والعشوائية والتوهين والتشتت لإنشاء صور بحجم إجمالي 0.3 مم 3 فوكسل.
  6. قم بإجراء اختبار نشاط التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني للماسح الضوئي PET/MR الصغير قبل يوم واحد من بدء دراسة التصوير للتحقق من دقة كمية التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET).
    1. قم بإعداد حقنة سعة 5 مل مملوءة ب [18F] FDG على النحو الموصى به في إرشادات الشركة المصنعة (140-220 μCi / 5-8 MBq في الماء أو المالحة).
    2. سجل نشاط المحقنة باستخدام معايرة الجرعة (انظر جدول المواد) ولاحظ وقت القياس.
    3. حدد عائد استثمار القطع الناقص المحرف لرسم حجم الاهتمام (VOI) على الصورة المعاد إنشاؤها لمقارنة النشاط المسترد بالقيمة المقاسة كما هو موضح أعلاه. النشاط المسترد للماسح الضوئي المعاير جيدا دقيق في حدود ±5٪.

3. حقن [18F] FDG

  1. اطلب جرعة سريرية من [18F] FDG (10 mCi/370 MBq) من المورد لوصولها إلى مختبر التصوير قبل حوالي 30 دقيقة من الحقن الأول المقرر. تأكد من ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) ، مثل معطف المختبر والقفازات ومقياس جرعات الإشعاع الشخصي مثل الأصابع والجسم كله عند تلقي العبوة التي تحتوي على مواد مشعة. تغيير القفازات بانتظام لمنع التلوث المتبادل للنشاط الإشعاعي وزيادة المسافة من المصدر المشع قدر الإمكان.
  2. استخدم الملقط لنقل قارورة مخزون [18F] FDG بعناية خلف درع سطح الطاولة L-block.
  3. استغني عن أليكوت [18F] FDG وخفف بمحلول ملحي معقم لإعطاء تركيز نشاط إجمالي عند 200-250 μCi / 7-9 MBq) في 100-150 ميكرولتر.
  4. اسحب محلول FDG [18F] إلى حقنة سعة 1 مل بإبرة (انظر جدول المواد) ، وقم بقياس النشاط الإشعاعي باستخدام معايرة جرعة مضبوطة على F-18 ، وسجل وقت القياس.
  5. سجل وزن الماوس قبل الحقن. حقن محلول FDG المحضر [18F] عبر الوريد الذيلي. لاحظ وقت الحقن وبقايا النشاط الإشعاعي للمحقنة لتمكين تصحيح الاضمحلال.
  6. ضع الماوس مرة أخرى في القفص واسمح بامتصاص [18F] FDG لمدة 60 دقيقة قبل فحص PET.
  7. احسب نشاط FDG المحقون [18F] باستخدام الصيغة التالية11:
    نشاط الحقن (μCi/MBq)
    = النشاط في المحقنة قبل الحقن
    - النشاط في المحقنة بعد الحقن

4. اقتناء Micro-PET / MR

  1. قم بتشغيل سخان الهواء على سرير الماوس للسماح للهواء الدافئ بالمرور عبره.
  2. تخدير الفأر باستخدام 5٪ أيسوفلوران (1 لتر / دقيقة طبية O2). بمجرد الحث ، انقل الماوس إلى سرير الماوس الدافئ وحافظ على التخدير بنسبة 2٪ -3٪ من الأيزوفلوران عبر مخروط قناع الأنف. ضع رأس الماوس على شريط العضة وتأكد من أن الماوس لا يبرز خارج قطر السرير. ضع مواد تشحيم العين لتجنب تجفيف وتكوين قرحة القرنية.
  3. راقب درجة حرارة الجسم ومعدل التنفس بواسطة مسبار حراري ووسادة تنفسية ، على التوالي. الحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 36-37 درجة مئوية ، ومعدل التنفس عند 70-80 نفسا في الدقيقة (bpm) عن طريق ضبط مستوى الايزوفلوران.
  4. قم بإجراء طريقة عرض كشفية لتحديد موضع الماوس. اضبط موضع سرير الماوس ليشمل جسم الماوس بالكامل ، وللتأكد من أن مركز FOV للتصوير بالرنين المغناطيسي في وسط جسم الماوس.
  5. ضمن اكتساب PET في نافذة قائمة الدراسة، حدد نطاق المسح الضوئي في الاستحواذ السابق لاستخدام موضع العرض الكشفي كما هو موضح أعلاه. انقر فوق إعداد لنقل سرير الحيوان من التصوير بالرنين المغناطيسي إلى PET. حدد موافق لبدء فحص PET. سجل جرعة الحقن والوقت الذي تم قياسه قبل وبعد [18F] إدارة FDG في محرر المستحضرات الصيدلانية الإشعاعية. أدخل وزن الماوس ضمن قائمة معلومات الموضوع .
  6. بمجرد اكتمال فحص PET ، حدد الاستعداد للانتقال إلى MR وإكمال جميع عمليات الاستحواذ على MR في نافذة قائمة الدراسة. حدد موافق لبدء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي.
  7. بعد اكتمال سير العمل بأكمله، قم بتقييم جودة صور التصوير بالرنين المغناطيسي التي تم الحصول عليها بإيجاز باستخدام برنامج ما بعد المعالجة (انظر جدول المواد). انقر على زر الصفحة الرئيسية لنقل سرير الماوس من MR إلى الموضع الأصلي.
  8. قم بإزالة الماوس بعناية من الماسح الضوئي وأعده إلى قفص سكني نظيف مع وسادة ساخنة تحته للسماح بالاسترداد في بيئة دافئة. تزويد الماوس بالطعام والماء. النظام جاهز الآن للماوس التالي في قائمة الانتظار.
  9. لإعادة إنشاء البيانات، حدد اكتساب PET ضمن قائمة الفحص الأولي لتحميل فحص PET المكتمل. حدد الحصول على MR المرجح T1 لإنشاء خريطة المواد. أعد إنشاء البيانات كما هو موضح أعلاه (راجع الخطوة 2.5).
  10. اتبع اللوائح المحلية ولوائح المعهد فيما يتعلق برعاية والتعامل مع ماوس التصوير بعد التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET). النظر في جميع المحاقن / الإبر المستخدمة والقفازات والفراش والبراز كنفايات مشعة تتطلب مناولة / التخلص منها بشكل خاص وفقا للوائح المحلية.

5. تحليل ما بعد التصوير

  1. افتح برنامج تحليل الصور (انظر جدول المواد) وانقر على تحميل بيانات DICOM لاسترداد صور MR و PET المقابلة.
  2. قم بإجراء تسجيل مشترك لصورة MR و PET عن طريق سحب هذه الصور إلى نافذة العرض. انقر على وظيفة التسجيل التلقائي .
    1. حدد تحويل جامد ضمن القائمة المنسدلة إعداد التسجيل. تحقق من التحول والدوران ضمن القائمة Rigid/Affine.
    2. حدد الحصول على MR المرجحة T1 كمرجع واكتساب PET كشريحة ضمن قائمة تحديد الدور العالمي.
    3. افحص التسجيل في جميع الأبعاد الثلاثة للتأكد من التوافق المثالي بين صور MR و PET. لضبطه يدويا ، انقر فوق التسجيل اليدوي.
  3. استخدم عائد الاستثمار الإهليلجي المستوفى لرسم VOI على الأنسجة ذات الاهتمام ، أي iBAT والأنسجة الدهنية البيضاء الإربية (iWAT) باستخدام صورة MR كمرجع. استخدم أداة الفرشاة وأداة الممحاة لتحديد حدود VOI ؛ وبالتالي ، تشريح الأنسجة. تأكد من عدم وجود امتصاص متداخل باستخدام صورة PET لتجنب الامتداد من الأعضاء المجاورة. كرر العملية شريحة تلو الأخرى حتى يتم تحديد VOI بأكمله. إذا لزم الأمر، قم بتحرير VOIs للحفاظ على وحدات تخزين VOI متسقة بين كل ماوس.
  4. استخدم VOI الإهليلجي لرسم 3 مم 3 VOI على الرئة كعضو مرجعي. تجنب أي امتداد من القلب والعضلات المجاورة.
  5. عند الانتهاء ، انقر فوق إظهار جدول عائد الاستثمار لإعادة تسمية كل VOI. سجل متوسط النشاط الإشعاعي باستخدام VOI وحجم الأنسجة في جدول بيانات. أرشفة رسومات VOI وبيانات التصوير إلى جهاز تخزين بيانات.
  6. احسب قيمة الامتصاص الموحدة (SUV) لجميع VOIs باستخدام المعادلة التالية11:
    SUVmean = النشاط الإشعاعي VOI في kBq / (الاضمحلال - الجرعة المحقونة المصححة في kBq / وزن جسم الفأر بالكيلوغرام) ، بافتراض كثافة الأنسجة من 1 جم / مل.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

خضعت ثلاث مجموعات من الفئران (n = 3 لكل مجموعة) لتصوير micro-PET / MR في هذه الدراسة ، حيث تم إيواؤها إما في الحياد الحراري (30 درجة مئوية) أو الباردة (6 درجات مئوية) لمدة 7 أيام. قامت مجموعة واحدة من الفئران (n = 3) بإزالة iBAT (iBATx) قبل العلاج البارد (الشكل 1A). أدت هذه الطريقة إلى تغيير نشاط الأنسجة الدهنية البيضاء في جميع الفئران الثلاثة. على وجه الخصوص ، لوحظت زيادة ملحوظة في امتصاص [18F] FDG في iWAT باستخدام التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني الدقيق / التصوير بالرنين المغناطيسي (الشكل 1B-C). تظهر بيانات التصوير المسجلة بشكل مشترك على أنها إسقاط أقصى كثافة (MIP) ، حيث تم تحديد iWAT بوضوح للسماح بتحديد كمية امتصاص [18F] FDG. وباستمرار، كانت الخلايا الشحمية متعددة المواقع، التي هي مورفولوجيا مميزة للخلايا الشحمية البيج، أكثر وضوحا في iWAT من فئران iBATx، مقارنة بالمجموعة التي تعمل بشكل صوري (الشكل 1D).

للتحقق مما إذا كان يمكن مراقبة التغييرات في أنشطة iBAT و iWAT على هذا الحث البارد المطول عن طريق التصوير المصغر PET / MR ، تم إجراء دراسات التصوير على الفئران المعرضة ل 30 درجة مئوية و 6 درجات مئوية وتمت مقارنة النتائج بين المجموعات. أظهر التصوير بالتصوير بالرنين المغناطيسي PET/MR أيضا أن الفئران المعرضة ل 6 درجات مئوية قد ارتفعت بشكل ملحوظ [18F] امتصاص FDG على iBAT في الفئران التي تعمل بشكل صوري (الشكل 2A) ، وهو ما يتفق مع الأدبيات السابقة المبلغ عنها 11. أظهرت الفئران التي تمت إزالة iBAT (iBATx) قبل العلاج البارد أعلى امتصاص [18F] FDG في iWAT بين مجموعة 30 درجة مئوية و 6 درجات مئوية (الشكل 2B). تم تحديد صور PET كميا باستخدام نهج قائم على سيارات الدفع الرباعي. في iBAT، تسبب التعرض للبرد في زيادة قدرها 7 أضعاف في امتصاص [18F] FDG بالمقارنة مع مجموعة 30 درجة مئوية. في iWAT ، كان امتصاص FDG [18F] أعلى في فئران iBATx المتأقلمة مع البرد من المجموعات المتبقية (الشكل 2C). أدت إزالة iBAT في الفئران التي يسببها البرد إلى زيادة قدرها 8 أضعاف في امتصاص iWAT مقارنة بالفئران المحايدة حراريا ، في حين لوحظ فقط زيادة متواضعة (2 ضعف) عندما كان iBAT موجودا في الفئران.

Figure 1
الشكل 1: التصوير المصغر PET/MR للأنسجة الدهنية البيضاء الإربية (iWAT) في الفئران. تمت إزالة الأنسجة الدهنية البنية بين الكتف جراحيا (iBATx). بعد الشفاء ، تم إيواء الفئران في 6 درجات مئوية لمدة 7 أيام قبل التحليل. (أ) مخطط انسيابي للإجراءات الجراحية والإجراءات اللاحقة. (ب) رسم توضيحي لموضع الماوس والماسح الضوئي PET/MR. (ج) الإسقاط الأقصى للكثافة (MIP) لصور PET/MR المسجلة بصورة مشتركة. الأسهم البيضاء: موقع iWAT. ج: L: اليسار. (د) تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين (HE) ل iWAT في الفئران الصورية و iBATx بعد التعرض للبرد. شريط المقياس = 100 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: الامتصاص التمثيلي في الجسم الحي [18F] FDG في الأنسجة الدهنية البنية في المنطقة بين الكتفين (iBAT) والأنسجة الدهنية البيضاء الأربية تحت الجلد (iWAT). تعرضت الفئران الموجودة في الحياد الحراري (30 درجة مئوية) ، والتأقلم البارد (6 درجات مئوية) والتأقلم البارد + iBATx للتصوير [18F] FDG PET / MR. (أ) قسم القوس من صور PET/MR التي تظهر iBAT في الفئران. (ب) القسم المحوري من صور PET/MR التي تظهر iWAT الثنائية. (ج) التحليل الكمي لاستيعاب [18F] FDG في iBAT (يسار) و iWAT (يمين). الأسهم الصفراء: موقع iBAT. الأسهم البيضاء: موقع iWAT. n = 3 لكل مجموعة. يتم عرض قيم SUVratio كمتوسط ±SD. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

في هذه الدراسة ، تم وصف التصوير القائم على PET / MR وتحديد كمية الأنسجة الدهنية الوظيفية البنية والبيج في الحيوانات الصغيرة. تستخدم هذه الطريقة نظير الجلوكوز غير القابل للاستقلاب [18F] FDG كعلامة حيوية للتصوير لتحديد الأنسجة الدهنية ذات الطلب العالي على الجلوكوز بطريقة غير جراحية. يوفر التصوير بالرنين المغناطيسي تباينا جيدا في الأنسجة الرخوة ويمكن أن يميز الأنسجة الدهنية الدهنية بشكل أفضل عن الأنسجة الرخوة والعضلات المجاورة. عندما يقترن ذلك ب PET ، فإن هذا يتيح التصوير وتحديد كمية الخلايا الدهنية المنشطة نتيجة لاستخدام الجلوكوز العالي بطريقة دقيقة. تسلط الظروف التجريبية الموضحة هنا الضوء على جدوى استخدام [18F] FDG PET لدراسة التنظيم المرتفع ل iBAT و iWAT في الجسم الحي ، ومن المحتمل أن تكون مفيدة لتقييم التأثير الحراري للأدوية المرشحة الجديدة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن تعديل هذا البروتوكول بسهولة إلى تنسيق عالي الإنتاجية عن طريق تصوير العديد من الفئران في وقت واحد باستخدام سرير حيواني مصمم خصيصا، وبالتالي زيادة القوة الإحصائية والثقة في بيانات التصوير بتكلفة ووقت مخفضين12,13.

حاليا ، لا يزال [18F] FDG PET / CT هو النهج الأكثر شيوعا لتصور BAT في البشر والقوارض وقد تم تأسيس البروتوكولات القياسية بشكل جيد8,11. في السنوات الأخيرة ، هناك أيضا العديد من الدراسات التي تستخدم [18F] FDG PET / MR التصوير لتقييم BAT في البشر14،15،16. في المقابل ، لا يتوفر وصف مفصل عن [18F] FDG PET / MRI للحيوانات الصغيرة. فيما يلي بروتوكول مفصل يعتمد على استخدام نظام تصوير PET و MR مدمج في الفئران. تستفيد هذه الطريقة من الدقة العالية للتصوير بالرنين المغناطيسي ، خاصة عند اكتشاف الأنسجة الدهنية ، مما يجعلها سهلة التعرف عليها وتجزئتها مقارنة بطريقة التصوير المقطعي المحوسب شائعة الاستخدام. لذلك ، فإن النهج الحالي يتيح دقة محسنة للقياس الكمي PET مقارنة بطريقة PET / CT ، والتي لها قيمة كبيرة للدراسات في الحيوانات الصغيرة ذات المستودعات الدهنية الأكثر حساسية. عند تحليل نتائج الأنسجة ذات الأهمية عند امتصاصها الأساسي ، يصبح التصوير بالرنين المغناطيسي أداة أساسية لرسم VOIs بدقة لضمان اتساق أحجامها بين الفئران وتجنب تضمين الأعضاء المجاورة. بالإضافة إلى ذلك ، تعد معالجة الصور الدقيقة مثل تسجيل الصور وتحديد VOI مهمة للسماح بتحديد كمي موثوق. الموقع التشريحي ل BAT المستجيب للجلوكوز متميز بين البشر والفأر. في حين أن BAT الوظيفي يقع في المنطقة بين الكتفين ، [18F] FDG PET / MR التحليل القائم على التصوير يحدد بشكل أساسي BAT الوظيفي في المنطقة فوق الترقوة في البشر14،15،16.

يجب أيضا مراعاة حالة الصيام أو التغذية للفئران عند إجراء تجربة امتصاص [18F] FDG. في بعض الدراسات ، يتم صيام الفئران لعدة ساعات أو حتى بين عشية وضحاها قبل تجربة الامتصاص لأنه من المفترض أن الجلوكوز الداخلي سيتنافس مع [18F] FDG. في البروتوكول ، تم قياس [18F] FDG في حالة التغذية ولا تزال إشارة امتصاص قوية تلاحظ في كل من iBAT و iWAT. هذا ، وبالتالي ، يدل على أنه ليس من الضروري وضع الفئران في حالة الصيام للحصول على إشارات امتصاص قوية ، وهي أقل أهمية من الناحية الفسيولوجية. في الواقع ، يجب توخي الحذر عند فحص الخلايا الشحمية BAT والبيج في الحيوانات الصائمة لأن اكتشافا سابقا قد أفاد بأن إشارة الجوع تحت المهاد neuropeptide Y (NPY) بوساطة تعمل على الأنظمة الحركية النخاعية لتثبيط توليد الحرارة BAT عن طريق الحد من التعصيب الودي 17. باستمرار ، في البشر ، يقترح أنه في الوجبات الغذائية عالية السعرات الحرارية ، تحرق الخلايا الشحمية الحرارية سعرات حرارية إضافية للحفاظ على توازن الطاقة. وعلى النقيض من ذلك، عند الحرمان من المغذيات، يتم تفعيل آليات مضادة للتنظيم لقمع هدر الطاقة.

هناك اعتبار آخر لتصوير الحيوانات الأليفة [18F] FDG يتضمن طرق إعطاء التتبع الإشعاعي للفئران. التقنيات داخل الصفاق والوريد هما طريقتان شائعتان لحقن [18F] FDG في الفئران ، وكلتا الطريقتين تؤديان إلى توزيع حيوي مماثل نسبيا ل [18F] FDG في الفئران بعد 60 دقيقة من الحقن 18. في حين أن الطريقة داخل الصفاق سهلة الأداء نسبيا ويمكن إجراء الحقن بسرعة لتجنب الإجهاد غير المرغوب فيه المفروض على الفئران ، فإن الحقن المباشر عن طريق الخطأ في الأمعاء أمر شائع ولا يتم تحديده على الفور ، مما يؤدي إلى نتائج PET غير موثوق بها19. الطريقة الوريدية هي الطريقة المفضلة والمستخدمة في هذه الدراسة. يمكن تحديد حقن الوريد الذيل الناجح عند ملاحظة فلاش باك الدم المرئي قبل التسريب ، مما يشير إلى أن الإبرة موضوعة بشكل صحيح داخل الوريد للتسريب. أحد القيود على هذه التقنية هو صعوبة ملاحظة فلاش باك الدم المرئي ، وربما يرجع ذلك إلى انخفاض ضغط الدم ووجود شعر داكن على ذيول. يمكن التغلب على ذلك عن طريق تسخين الذيل بمنشفة دافئة لزيادة تدفق الدم ، وبالتالي تحسين رؤية الوريد لإدخال الإبرة.

يعد الماسح الضوئي الدقيق والمعدات ذات الصلة من العوامل المهمة الأخرى لتحديد كمية صورة PET الموثوقة. من الضروري إجراء فحوصات روتينية لمراقبة الجودة على مكونات PET و MR في الماسح الضوئي. تتضمن مراقبة جودة التصوير بالرنين المغناطيسي تقييم نسبة الإشارة إلى الضوضاء على تسلسلات مختلفة مرجحة T1 و T2 ، والتي يجب إجراؤها على أساس أسبوعي على النحو الموصى به من قبل الشركة المصنعة للماسح الضوئي. بالنسبة ل PET ، يجب تحديد دقة النشاط باستخدام حقنة تحتوي على تركيز معروف للنشاط الإشعاعي على أساس أسبوعي أو قبل بدء دراسة مهمة. يسمح اختبار مراقبة الجودة هذا أيضا بتحديد التسجيل المشترك لصور PET و MR. يجب إجراء المعايرة إذا كان النشاط المسترد يقع خارج النطاق الموصى به أو تم العثور على تسجيل خاطئ بين صور PET و MR. بالإضافة إلى ذلك ، يجب معايرة معايرة الجرعة بانتظام وفقا لإرشادات الشركة المصنعة لأن هذه أداة مهمة لمراقبة جودة الماسح الضوئي وكذلك قياس النشاط الإشعاعي لتصوير PET.

تظهر هذه الدراسة أن تنشيط المستودعات الدهنية في كل من iBAT و iWAT في الفئران يمكن تصوره وتحديده كميا باستخدام [18F] FDG PET / MR التصوير عند التعرض لدرجة حرارة باردة. ومع ذلك ، فإن الدراسة الحالية محدودة بحقيقة أن [18F] استيعاب FDG في iWAT كان منخفضا نسبيا إلا في غياب iBAT. هذا يشير إلى أنه بالمقارنة مع iBAT الذي يتم تنشيطه بسهولة بواسطة التحفيز البارد ، فإن الخلايا الشحمية البيج مترددة نسبيا في التعبئة وتعمل بشكل أشبه بمستودع حراري احتياطي ل iBAT في الفئران. يجب تحديد طرق أكثر كفاءة لتحفيز إشارة [18F] FDG في iWAT و / أو مستودعات دهنية أخرى في الفئران العادية ، مثل استخدام منشطات خاصة بالبيج أو حالة تحدي باردة أقوى ، وهو أمر خارج نطاق الدراسة الحالية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgments

نشكر دعم المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (NSFC) - صندوق العلماء الشباب الممتاز (هونغ كونغ وماكاو) (81922079) ، وصندوق البحوث العام لمجلس هونغ كونغ للمنح البحثية (GRF 17121520 و 17123419) ، وصندوق البحوث التعاوني لمجلس هونغ كونغ للمنح البحثية (CRF C7018-14E) لتجارب التصوير على الحيوانات الصغيرة.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sterile saline BBraun 0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL
5 mL syringe Terumo SS05L 5 mL syringe Luer Lock
Dose Calibrator Biodex Atomlab 500
Eye lubricant Alcon Duratears Sterile ocular lubricant ointment, 3.5 g
Insulin syringe Terumo 10ME2913 1 mL insulin syringe with needle
InterView Fusion software Mediso Version 3.03 Post-processing and image analysis software
Isoflurane Chanelle Pharma Iso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL
Ketamine Alfasan International B.V. HK-37715 Ketamine 10% injection solution, 10 mL
Medical oxygen Linde HKO 101-HR compressed gas, 99.5% purity
Metacam Boehringer Ingelheim 5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL
nanoScan PET/MR Scanner Mediso 3 Tesla MR
Nucline nanoScan software Mediso Version 3.0 Scanner operating software
Wound clips Reflex 7 203-100 7mm Stainless steel wound clips, 20 clips
Xylazine Alfasan International B.V. HK-56179 Xylazine 2% injection solution, 30 mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
  15. Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Tags

علم الأحياء ، العدد 173 ، الأنسجة الدهنية البنية ، الخلايا الشحمية البيج ، توليد الحرارة ، امتصاص الجلوكوز ، التصوير الدقيق PET / MR ، [18F] FDG
التصور والقياس الكمي للأنسجة الدهنية البنية والبيج في الفئران باستخدام [<sup>18F</sup>] FDG Micro-PET / MR التصوير
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C.,… More

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C., Khong, P. L., Hui, X. Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging. J. Vis. Exp. (173), e62460, doi:10.3791/62460 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter