Summary
Functionele beeldvorming en kwantificering van thermogene vetdepots bij muizen met behulp van een micro-PET / MR-beeldvormingsgebaseerde benadering.
Abstract
Bruine en beige adipocyten worden nu erkend als potentiële therapeutische doelen voor obesitas en metabool syndroom. Niet-invasieve moleculaire beeldvormingsmethoden zijn essentieel om kritische inzichten te verschaffen in deze thermogene vetdepots. Hier presenteert het protocol een op PET /MR-beeldvorming gebaseerde methode om de activiteit van bruine en beige adipocyten in interscapulair bruin vetweefsel (iBAT) en inguinaal onderhuids wit vetweefsel (iWAT) van muizen te evalueren. Visualisatie en kwantificering van de thermogene vetdepots werden bereikt met behulp van [18F] FDG, het niet-metaboliseerbare glucose-analoog, als de radiotracer, in combinatie met de precieze anatomische informatie die wordt geleverd door MR-beeldvorming. De PET/MR-beeldvorming werd uitgevoerd 7 dagen nadat koude acclimatisatie en kwantificering van [18F]FDG-signaal in verschillende vetdepots werd uitgevoerd om de relatieve mobilisatie van thermogene vetweefsels te beoordelen. Verwijdering van iBAT verhoogde aanzienlijk de koude-opgeroepen [18F] FDG-opname in iWAT van de muizen.
Introduction
Als reactie op veranderende voedingsbehoeften dient vetweefsel als een energiecache om lipidenopslag of mobilisatiemodus aan te nemen om aan de behoeften van het lichaam te voldoen1. Bovendien speelt vetweefsel ook een belangrijke rol in de thermoregulatie, via een proces dat niet-rillende thermogenese wordt genoemd, ook wel facultatieve thermogenese genoemd. Dit wordt meestal bereikt door het bruine vetweefsel (BAT), dat een overvloedig niveau van mitochondriaal membraaneiwit ontkoppelend eiwit 1 (UCP1) tot expressie brengt. Als protondrager genereert UCP1 warmte door het protontransport en de ATP-productie los te koppelen2. Bij koude stimulatie wordt thermogenese in BAT in gang gezet door activering van het sympathische zenuwstelsel (SNS), gevolgd door afgifte van noradrenaline (NE). NE bindt aan de β3 adrenerge receptoren en leidt tot verhoging van intracellulair cyclisch AMP (cAMP). Als gevolg hiervan stimuleert cAMP/PKA-afhankelijke betrokkenheid van CREB (cAMP response element-binding protein) Ucp1 transcriptie via directe binding op CREB-response elementen (CRE)2. Naast BAT worden bruinachtige adipocyten ook aangetroffen in wit vetweefsel en worden daarom beige of brite (bruin-in-wit) cellen genoemd1,3. Als reactie op specifieke stimuli (zoals kou) worden deze anders rustige beige cellen geremodelleerd om meerdere bruinachtige kenmerken te vertonen, waaronder multiloculaire lipidedruppels, dicht opeengepakte mitochondriën en verhoogde UCP1-expressie3,4,5.
Dierstudies hebben aangetoond dat bruine en beige adipocyten meerdere metabole voordelen hebben die verder gaan dan het vetverlagende effect, waaronder insulinesensibilisatie, lipidenverlagende, anti-ontsteking en anti-atherosclerose6,7. Bij mensen is de hoeveelheid beige/bruin vet omgekeerd gecorreleerd met leeftijd, insulineresistentie-index en cardiometabole aandoeningen8. Bovendien biedt activering van beige/bruine adipocyten bij de mens door koude acclimatisatie of β3 adrenerge receptoragonist bescherming tegen een reeks metabole stoornissen4,9,10. Deze bewijzen geven gezamenlijk aan dat inductie van bruin en beige vetweefsel een potentiële therapeutische strategie is voor het beheer van obesitas en de bijbehorende medische complicaties8.
Interessant is dat, hoewel ze een vergelijkbare functie delen, beige en klassieke bruine adipocyten zijn afgeleid van verschillende voorlopers en worden geactiveerd door overlappende maar verschillende mechanismen1. Daarom zijn in vivo beeldvorming en kwantificering van bruine en beige adipocyten essentieel om een beter begrip te krijgen van de moleculaire controle van deze vetweefsels. Momenteel blijft 18F-fluorodeoxyglucose ([18F]FDG) positronemissietomografie (PET) scan in combinatie met computertomografie (CT) de gouden standaard voor de karakterisering van thermogene bruine en beige cellen in klinische studies8. Magnetische resonantie beeldvorming (MRI) maakt gebruik van krachtige magnetische velden en radiofrequentiepulsen om gedetailleerde anatomische structuren te produceren. In vergelijking met CT-scan genereert MRI beelden van organen en zachte weefsels met een hogere resolutie. Hier wordt een protocol verstrekt voor visualisatie en kwantificering van functionele bruine en beige adiposes in muismodellen na acclimatisatie aan blootstelling aan koude, een veel voorkomende en meest betrouwbare manier om vetbruining te induceren. Deze methode kan worden toegepast om de thermogene vetdepots in kleine diermodellen met hoge precisie te karakteriseren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Het hieronder beschreven protocol volgt de richtlijnen voor dierenverzorging van de Universiteit van Hong Kong. De dieren die in de studie werden gebruikt, waren 8 weken oude C57BL / 6J-muizen.
1. Chirurgische ingrepen bij dieren en koude-uitdaging
- Voer interscapulaire BAT (iBAT) dissectie uit.
- Verdoof de muizen door intraperitoneale injectie van ketamine/xylazine (100 mg/kg lichaamsgewicht ketamine en 10 mg/kg lichaamsgewicht xylazine). Scheer na anesthesie het haar van de muis van de nek tot net onder het schouderblad.
- Plaats de muizen na desinfectie op het verwarmingskussen en maak een incisie van 2 cm langs de dorsale middellijn van de muizen.
- Verwijder de iBAT pads (bilateraal). Maak in de schijnoperatorgroep dezelfde incisie, maar laat de iBAT-pads intact.
- Sluit de incisie met 7 mm roestvrijstalen wondclips nadat het bloeden is gestopt.
- Geef na de operatie meloxicam (5 mg/kg drinkwater) gedurende 6 dagen aan de muizen en breng ze 14 dagen onder in een intensive care (ICU). Verwijder de clips zodra de wond is genezen (7-10 dagen).
- Koude uitdaging van de muizen: Huisvest de muizen op thermoneutraliteit (30 °C) gedurende 14 dagen. Op dag 13 kunt u de dierenkooien een nacht voorkoelen in koude (6 °C). Zet de muizen op dag 14 gedurende 7 dagen op 6 °C in de milieukamer. Plaats twee muizen in elke kooi.
2. Micro-PET/MR kalibraties en workflow setup
OPMERKING: Micro-PET/MR-beeldvorming wordt uitgevoerd met behulp van een sequentieel PET/MR-systeem (zie Materiaaltabel). Elke muis wordt op het beeldbed geplaatst; eerste scan met de MR voor een anatomische referentie (scout view) voordat hij doorging naar het midden van het PET field-of-view (FOV) voor een statische [18F] FDG PET-acquisitie, gevolgd door MR-beeldvorming voor anatomische referentie. Er wordt een beeldverwerkingsworkflow gemaakt in de scannerbesturingssysteemsoftware (zie Tabel met materialen) om geautomatiseerde, sequentiële PET/MR-scans voorafgaand aan de beeldvormingssessie mogelijk te maken.
- Maak een beeldverwerkingsworkflow in de besturingssoftware die statische PET-acquisitie, MRI-acquisities voor dempingscorrectie en anatomische referentie omvat met behulp van respectievelijk T1-weigthed 3D-beeldvorming en T2-gewogen 2D-beeldvorming.
- Om PET te verkrijgen, stelt u 400-600 keV-niveaudiscriminatie, F-18-studie-isotoop, 1-5 toevalsmodus en 20 min-scans in.
- Om T1-gewogen MR (voor dempingscorrectie) te verkrijgen, stelt u Gradient Echo-3D in (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, aantal excitaties (NEX) = 3, 28 plakjes met een dikte van 0,9 mm, voxelgrootte = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
- Om T2-gewogen MR (anatomische referentie) te verkrijgen, stelt u Fast-spin Echo 2D in (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 plakjes met een dikte van 0,9 mm, voxelgrootte = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).
- Om PET te reconstrueren, gebruikt u het Tera-Tomo 3D (TT3D) algoritme (8 iteraties, 6 subsets) met 1-3 toevalsmodus en met verval-, dode-tijd-, random-, dempings- en scattercorrecties om afbeeldingen te maken met een totale voxelgrootte van 0,3 mm3 .
- Voer een DAG voor de start van het beeldvormend onderzoek een PET-activiteitstest uit van de micro-PET/MR-scanner om de nauwkeurigheid van de PET-kwantificering te controleren.
- Bereid een spuit van 5 ml gevuld met [18F]FDG zoals aanbevolen door de richtlijnen van de fabrikant (140-220 μCi/5-8 MBq in water of zoutoplossing).
- Noteer de activiteit van de spuit met behulp van een dosiskalibrator (zie Tabel met materialen) en noteer het tijdstip van meting.
- Selecteer Geïnterpoleerde Ellipse ROI om een volume-of-interest (VOI) op de gereconstrueerde afbeelding te tekenen om de herstelde activiteit te vergelijken met de gemeten waarde zoals hierboven beschreven. De herstelde activiteit voor een goed gekalibreerde scanner is nauwkeurig binnen ±5%.
3. Injectie van [18F]FDG
- Bestel een klinische dosis van [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) bij de leverancier voor aankomst in het beeldvormingslaboratorium ongeveer 30 minuten voor de eerste geplande injectie. Zorg ervoor dat u de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM's) draagt, zoals een laboratoriumjas, handschoenen, persoonlijke stralingsdosimeter, bijvoorbeeld vingers, het hele lichaam bij ontvangst van het pakket met radioactieve materialen. Vervang regelmatig de handschoenen om kruisbesmetting van de radioactiviteit te voorkomen en de afstand tot de radioactieve bron zoveel mogelijk te vergroten.
- Gebruik de tang om de [18F]FDG-voorraadflacon voorzichtig over te brengen achter een L-blok tafelbladschild.
- Doseer een aliquot van [18F]FDG en verdun met gesteriliseerde zoutoplossing om een totale activiteitsconcentratie te geven bij 200-250 μCi/7-9 MBq) in 100-150 μL.
- Trek de [18F]FDG-oplossing in een spuit van 1 ml met naald (zie materiaaltabel), meet de radioactiviteit met een dosiskalibrator die is ingesteld op F-18 en noteer het tijdstip van meting.
- Noteer het gewicht van de muis voorafgaand aan de injectie. Injecteer de bereide [18F]FDG-oplossing via de staartader. Let op de injectietijd en het residu van de radioactiviteit van de spuit om vervalcorrectie mogelijk te maken.
- Plaats de muis terug in de kooi en laat [18F]FDG opname gedurende 60 minuten voordat PET scant.
- Bereken de geïnjecteerde [18F]FDG-activiteit met behulp van de volgende formule11:
Geïnjecteerde activiteit (μCi/MBq)
= Activiteit in de spuit vóór injectie
- activiteit in de spuit na injectie
4. Micro-PET/MR acquisitie
- Zet de luchtverwarmer aan op het muisbed om er warme lucht doorheen te laten.
- Verdoof de muis met 5% isofluraan (1 l/min medisch O2). Eenmaal geïnduceerd, breng de muis over naar het warme muisbed en handhaaf de anesthesie op 2% -3% isofluraan via een neusmaskerkegel. Plaats de muis hoofdgevoelig op de bijtbalk en zorg ervoor dat de muis niet buiten de diameter van het bed steekt. Breng oogglijmiddel aan om uitdroging en vorming van hoornvlieszweren te voorkomen.
- Controleer de lichaamstemperatuur en de ademhalingsfrequentie met respectievelijk een thermische sonde en een ademhalingspad. Houd de lichaamstemperatuur op 36-37 °C en de ademhalingsfrequentie op 70-80 ademhalingen per minuut (bpm) door het isofluraanniveau aan te passen.
- Voer een verkenningsweergave uit om de muispositie te bepalen. Pas de positie van het muisbed aan om het hele muislichaam te omvatten en om ervoor te zorgen dat de centrale FOV van MR zich in het midden van het muislichaam bevindt.
- Selecteer onder pet-acquisitie in het venster van de studielijst de optie Bereik scannen bij eerdere acquisitie om de scoutweergavepositie te gebruiken zoals hierboven beschreven. Klik op Voorbereiden om het dierenbed van MR naar PET te verplaatsen. Selecteer OK om de PET-scan te starten. Noteer de injectiedosis en de tijd gemeten voor en na [18F]FDG-toediening in de radiofarmaceutische editor. Voer het gewicht van de muis in onder het menu Onderwerpinformatie .
- Zodra de PET-scan is voltooid, selecteert u Voorbereiden om naar MR te gaan en alle MR-acquisities in het venster met de studielijst te voltooien. Selecteer OK om de MR-scans te starten.
- Nadat de hele workflow is voltooid, evalueert u kort de kwaliteit van de verkregen MR-afbeeldingen met behulp van de nabewerkingssoftware (zie Tabel met materialen). Klik op de thuisknop om het muisbed van MR naar de oorspronkelijke positie te verplaatsen.
- Verwijder de muis voorzichtig uit de scanner en breng hem terug naar een schone behuizing met een verwarmde pad eronder om herstel in een warme omgeving mogelijk te maken. Voorzie de muis van voedsel en water. Het systeem is nu klaar voor de volgende muis in de wachtrij.
- Als u gegevens wilt reconstrueren, selecteert u PET-acquisitie in het menu Onbewerkte scan om de voltooide PET-scan te laden. Selecteer T1-gewogen MR Acquisition voor het maken van materiaalkaarten. Reconstrueer de gegevens zoals hierboven beschreven (zie stap 2.5).
- Volg de lokale en institutionele voorschriften met betrekking tot de verzorging en behandeling van post-PET-beeldvormingsmuizen. Beschouw alle gebruikte spuiten/naalden, handschoenen, beddengoed en ontlasting als radioactief afval dat speciale behandeling/verwijdering vereist in overeenstemming met de lokale regelgeving.
5. Post-imaging analyse
- Open de beeldanalysesoftware (zie tabel met materialen) en klik op DICOM-gegevens laden om de bijbehorende MR- en PET-afbeeldingen op te halen.
- Voer co-registratie van MR- en PET-afbeeldingen uit door deze afbeeldingen naar het weergavevenster te slepen. Klik op de automatische registratiefunctie .
- Selecteer Rigid transformation (Rigid transformation) in het vervolgkeuzemenu Registratie-instellingen (Registratie-instellingen ). Controleer Shift en Rotatie onder het menu Rigid/Affine .
- Selecteer T1-gewogen MR-acquisitie als referentie en PET-acquisitie als reslice in het menu Globale rolselectie .
- Inspecteer de registratie in alle drie de dimensies om te zorgen voor een perfecte afstemming tussen MR- en PET-beelden. Om het handmatig aan te passen, klikt u op Handmatige registratie.
- Gebruik geïnterpoleerde Ellipse ROI om VOI te tekenen op het weefsel van belang, d.w.z. iBAT en inguinaal wit vetweefsel (iWAT) met behulp van MR-afbeelding ter referentie. Gebruik het penseel en het gummetje om de VOI-rand te definiëren; vandaar de anatomie van weefsels. Zorg ervoor dat er geen overlapopname is door PET-afbeelding te gebruiken om overloop van de naburige organen te voorkomen. Herhaal het proces dia voor dia totdat de hele VOI is afgebakend. Bewerk indien nodig de VOI's om consistente VOI-volumes tussen elke muis te behouden.
- Gebruik Ellipsoid VOI om een 3 mm3 VOI op de long te tekenen als referentieorgaan. Vermijd morsen van het naburige hart en de spier.
- Klik na voltooiing op Roi-tabel weergeven om elke VOI te hernoemen. Noteer de gemiddelde radioactiviteit met de VOI en het weefselvolume in een spreadsheet. Archiveer de VOI-tekeningen en de beeldgegevens naar een gegevensopslagapparaat.
- Bereken de gestandaardiseerde opnamewaarde (SUV) voor alle VOI's met behulp van de volgende vergelijking11:
SUVmean = VOI-radioactiviteit in kBq / (Verval - gecorrigeerde geïnjecteerde dosis in kBq / muis lichaamsgewicht in kg), uitgaande van een weefseldichtheid van 1 g / ml.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Drie groepen muizen (n = 3 per groep) ondergingen micro-PET/MR-beeldvorming in deze studie, waarbij ze gedurende 7 dagen werden gehuisvest bij thermoneutraliteit (30 °C) of koud (6 °C). Bij één groep muizen (n = 3) werd hun iBAT verwijderd (iBATx) voorafgaand aan de koudebehandeling (figuur 1A). Deze methode leidde tot een verandering in de activiteit van het witte vetweefsel bij alle drie de muizen. In het bijzonder werd een opmerkelijke toename van [18F]FDG-opname waargenomen in iWAT met behulp van micro-PET/MR-beeldvorming (figuur 1B-C). Deze co-geregistreerde beeldvormingsgegevens worden gedemonstreerd als maximale intensiteitsprojectie (MIP), waarbij iWAT duidelijk werd afgebakend om kwantificering van de [18F] FDG-opname mogelijk te maken. Consequent waren de multiloculaire adipocyten, die kenmerkend zijn voor beige adipocyten, meer uitgesproken in iWAT van iBATx-muizen, vergeleken met de sham-geopereerde groep (figuur 1D).
Om te controleren of veranderingen in iBAT- en iWAT-activiteiten na deze langdurige koude-inductie kunnen worden gevolgd door micro-PET /MR-beeldvorming, werden beeldvormingsstudies uitgevoerd op de muizen die werden blootgesteld aan 30 ° C en 6 ° C en werden de resultaten tussen groepen vergeleken. PET/MR-beeldvorming toonde ook aan dat muizen die werden blootgesteld aan 6 °C een duidelijk verhoogde [18F] FDG-opname op iBAT bij sham-geopereerde muizen hebben (figuur 2A), wat consistent is met de eerder gerapporteerde literatuur11. Muizen met hun iBAT verwijderd (iBATx) voorafgaand aan koude behandeling vertoonden de hoogste [18F] FDG-opname in de iWAT van de groep van 30 °C en 6 °C (figuur 2B). PET-beelden werden verder gekwantificeerd met behulp van een SUV-gebaseerde benadering. In iBAT veroorzaakte blootstelling aan koude een 7-voudige toename van [18F] FDG-opname in vergelijking met de 30 °C-groep. In iWAT was [18F]FDG-opname hoger in koud geacclimatiseerde iBATx-muizen dan in de resterende groepen (figuur 2C). Verwijdering van iBAT in de koude-geïnduceerde muizen resulteerde in een 8-voudige toename van de opname van iWAT in vergelijking met de thermoneutraliteitsmuizen, terwijl slechts een bescheiden toename (2-voudig) werd waargenomen wanneer iBAT aanwezig was in muizen.
Figuur 1: Micro-PET/MR Beeldvorming van inguinaal wit vetweefsel (iWAT) bij muizen. Interscapulair bruin vetweefsel werd operatief verwijderd (iBATx). Na herstel werden de muizen gedurende 7 dagen vóór de analyse bij 6 °C gehuisvest. (A) Stroomschema voor de chirurgische en de daaropvolgende procedures. B) Illustratie van de positie van de muis en de PET/MR-scanner. (C) Maximale intensiteitsprojectie (MIP) van medegeregistreerde PET/MR-beelden. Witte pijlen: Locatie van iWAT. A: Voorste L: Links. (D) Hematoxyline en Eosine (HE) kleuring van iWAT in sham en iBATx muizen na koude blootstelling. Schaalbalk = 100 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Representatieve in vivo [18F]FDG-opname in bruin vetweefsel in het interscapulaire gebied (iBAT) en inguinaal subcutaan wit vetweefsel (iWAT). Muizen gehuisvest bij thermoneutraliteit (30 °C), koud geacclimatiseerd (6 °C) en koud geacclimatiseerd + iBATx werden onderworpen aan [18F]FDG PET/MR-beeldvorming. (A) Sagittale sectie van PET/MR-afbeeldingen met iBAT bij muizen. (B) Axiale sectie van PET/MR-afbeeldingen met bilaterale iWAT. (C) Kwantitatieve analyse van [18F]FDG-opname in iBAT (links) en iWAT (rechts). Gele pijlen: Locatie van iBAT. Witte pijlen: Locatie van iWAT. n = 3 voor elke groep. Waarden van SUVratio worden weergegeven als gemiddelde ±SD. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
In deze studie werd een op PET/MR gebaseerde beeldvorming en kwantificering van functioneel bruin en beige vetweefsel bij kleine dieren beschreven. Deze methode maakt gebruik van het niet-metaboliseerbare glucose-analoog [18F] FDG als een beeldvormende biomarker om de vetweefsels met een hoge glucosevraag op een niet-invasieve manier te identificeren. MR biedt een goed contrast tussen zacht weefsel en kan vetweefsels beter onderscheiden van de naburige zachte weefsels en spieren. In combinatie met PET maakt dit beeldvorming en kwantificering van de geactiveerde adipocyten als gevolg van een hoog glucosegebruik op een nauwkeurige manier mogelijk. De hier geschetste experimentele omstandigheden benadrukken de haalbaarheid van het gebruik van [18F]FDG PET om up-regulatie van iBAT en iWAT in vivo te bestuderen, en is potentieel nuttig voor de evaluatie van de thermogene impact van nieuwe kandidaat-geneesmiddelen. Bovendien kan dit protocol eenvoudig worden gewijzigd in high throughput-formaat door tegelijkertijd meerdere muizen in beeld te brengen met behulp van een speciaal ontworpen dierenbed, waardoor de statistische kracht en het vertrouwen in de beeldvormingsgegevens worden verhoogd tegen lagere kosten en tijd12,13.
Momenteel blijft [18F]FDG PET/CT de meest gebruikelijke benadering om VLEERMUIS bij mensen en knaagdieren te visualiseren en standaardprotocollen zijn goed ingeburgerd8,11. In de afgelopen jaren zijn er ook verschillende studies met [18F]FDG PET/MR-beeldvorming om BAT bij mensen te beoordelen14,15,16. Daarentegen is er geen gedetailleerde beschrijving van [18F]FDG PET/MRI voor kleine dieren beschikbaar. Hier wordt een gedetailleerd protocol beschreven dat afhankelijk is van het gebruik van een gecombineerd PET- en MR-beeldvormingssysteem bij muizen. Deze methode maakt gebruik van de hogere resolutie van MRI, vooral bij de detectie van vetweefsels, waardoor ze gemakkelijk te identificeren en te segmenteren zijn in vergelijking met de veelgebruikte CT-methode. Daarom maakt de huidige aanpak een verbeterde nauwkeurigheid van PET-kwantificering mogelijk in vergelijking met de PET / CT-methode, die van grote waarde is voor studies bij kleine dieren met delicatere vetdepots. Bij het analyseren van de resultaten van weefsels van belang bij hun basisopname, wordt MRI een essentieel hulpmiddel om de VOI's nauwkeurig te tekenen om consistentie van hun volumes tussen muizen te garanderen en opname van naburige organen te voorkomen. Daarnaast zijn nauwkeurige beeldverwerking zoals beeldregistratie en VOI-afbakening belangrijk om betrouwbare kwantificering mogelijk te maken. De anatomische locatie van de glucose-responsieve BAT is verschillend tussen mens en muis. Terwijl de functionele BBT zich in het interscapulaire gebied bevindt, identificeert [18F]FDG PET/MR-beeldvormingsanalyse voornamelijk functionele BBT in het supraclaviculaire gebied bij mensen14,15,16.
De nuchtere of gevoede status van de muizen moet ook in aanmerking worden genomen bij het uitvoeren van het [18F] FDG-opname-experiment. In sommige studies worden de muizen enkele uren of zelfs 's nachts vast voor het opname-experiment, omdat wordt verondersteld dat endogene glucose zal concurreren met [18F] FDG. In het protocol werd de [18F]FDG bij fed-status gemeten en werd nog steeds een sterk opnamesignaal waargenomen in zowel iBAT als iWAT. Dit toont dus aan dat het niet nodig is om de muizen in een nuchtere status te zetten voor robuuste opnamesignalen, wat fysiologisch minder relevant is. Eigenlijk moet voorzichtigheid worden betracht bij het onderzoeken van BAT en beige adipocyten bij nuchtere dieren, aangezien een eerdere bevinding heeft gemeld dat het hypothalamische neuropeptide Y (NPY)-gemedieerde hongersignaal inwerkt op de medullaire motorische systemen om de thermogenese van BAT te remmen door de sympathische innervatie te verminderen17. Consequent, bij mensen, wordt gesuggereerd dat bij hoge calorigene diëten, de thermogene adipocyten extra calorieën verbranden om de energiebalans te behouden. Bij het depriveren van voedingsstoffen daarentegen worden tegenregulerende mechanismen geactiveerd om energieverspilling te onderdrukken.
Een andere overweging voor [18F] FDG PET-beeldvorming betreft de routes voor radiotracertoediening bij muizen. Intraperitoneale en intraveneuze technieken zijn twee veel voorkomende manieren om [18F] FDG in muizen te injecteren, en beide methoden resulteren in een relatief vergelijkbare biodistributie van [18F] FDG bij muizen 60 minuten na injectie18. Hoewel de intraperitoneale methode relatief eenvoudig uit te voeren is en de injectie snel kan worden uitgevoerd om ongewenste stress op de muizen te voorkomen, is directe injectie per ongeluk in de darm gebruikelijk en wordt deze niet onmiddellijk geïdentificeerd, wat leidt tot onbetrouwbare PET-resultaten19. Intraveneuze methode is de voorkeursmethode en wordt gebruikt in deze studie. Succesvolle injectie met staartaders kan worden bepaald wanneer voorafgaand aan de infusie een zichtbare bloedflits wordt waargenomen, wat aangeeft dat de naald op de juiste manier in de ader is geplaatst voor infusie. Een beperking van deze techniek is de moeilijkheid om een zichtbare bloedflits op te merken, mogelijk als gevolg van lage bloeddruk en de aanwezigheid van donker haar op de staarten. Dit kan worden ondervangen door de staart te verwarmen met een warm washandje om de bloedstroom te verhogen, waardoor de zichtbaarheid van de ader voor het inbrengen van de naald wordt verbeterd.
Een nauwkeurige scanner en relevante apparatuur zijn andere belangrijke factoren voor betrouwbare KWANTIFICERING VAN PET-beelden. Het is absoluut noodzakelijk om routinematige kwaliteitscontroletests uit te voeren op PET- en MR-componenten van de scanner. Mr-kwaliteitscontrole omvat de beoordeling van de signaal-ruisverhouding op verschillende T1- en T2-gewogen sequenties, die wekelijks moeten worden uitgevoerd zoals aanbevolen door de fabrikant van de scanner. Voor PET moet de nauwkeurigheid van de activiteit worden bepaald met behulp van een spuit met een bekende concentratie radioactiviteit op wekelijkse basis of vóór het begin van een belangrijk onderzoek. Deze kwaliteitscontroletest maakt het ook mogelijk om de co-registratie van PET- en MR-beelden te bepalen. Kalibratie moet worden uitgevoerd als de herstelde activiteit buiten het aanbevolen bereik valt of als er een verkeerde registratie tussen PET- en MR-beelden wordt gevonden. Bovendien moet de dosiskalibrator regelmatig worden gekalibreerd volgens de richtlijnen van de fabrikant, omdat dit een belangrijk hulpmiddel is voor kwaliteitscontrole van de scanner en radioactiviteitsmeting voor PET-beeldvorming.
Deze studie toont aan dat de activering van vetdepots in zowel iBAT als iWAT bij muizen kan worden gevisualiseerd en gekwantificeerd met behulp van [18F] FDG PET / MR-beeldvorming bij blootstelling aan koude temperaturen. De huidige studie wordt echter beperkt door het feit dat [18F]FDG-opname in iWAT relatief laag was, tenzij iBAT niet. Dit geeft aan dat in vergelijking met de iBAT die gemakkelijk wordt geactiveerd door koude stimulus, beige adipocyten relatief terughoudend zijn om te worden gemobiliseerd en meer fungeren als een back-up thermogeen depot van iBAT bij muizen. Er moeten efficiëntere methoden worden geïdentificeerd om het [18F]FDG-signaal in de iWAT- en/of andere vetdepots bij normale muizen te induceren, zoals het gebruik van beige-specifieke activatoren of een sterkere koude-uitdagingsconditie, wat buiten het bestek van de huidige studie valt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Acknowledgments
We danken de steun van de National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong en Macau) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 en 17123419) en Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) voor beeldvormingsexperimenten met kleine dieren.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sterile saline | BBraun | 0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL | |
| 5 mL syringe | Terumo | SS05L | 5 mL syringe Luer Lock |
| Dose Calibrator | Biodex | Atomlab 500 | |
| Eye lubricant | Alcon Duratears | Sterile ocular lubricant ointment, 3.5 g | |
| Insulin syringe | Terumo | 10ME2913 | 1 mL insulin syringe with needle |
| InterView Fusion software | Mediso | Version 3.03 | Post-processing and image analysis software |
| Isoflurane | Chanelle Pharma | Iso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL | |
| Ketamine | Alfasan International B.V. | HK-37715 | Ketamine 10% injection solution, 10 mL |
| Medical oxygen | Linde HKO | 101-HR | compressed gas, 99.5% purity |
| Metacam | Boehringer Ingelheim | 5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL | |
| nanoScan PET/MR Scanner | Mediso | 3 Tesla MR | |
| Nucline nanoScan software | Mediso | Version 3.0 | Scanner operating software |
| Wound clips | Reflex 7 | 203-100 | 7mm Stainless steel wound clips, 20 clips |
| Xylazine | Alfasan International B.V. | HK-56179 | Xylazine 2% injection solution, 30 mL |
References
- Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
- Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
- Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
- Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
- Ishibashi, J., Seale, P.
- Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
- Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
- Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
- Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
- Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
- Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
- Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
- Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
- Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
- Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
- Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
- Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
- Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
- Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).
![Visualisatie en kwantificering van bruine en beige vetweefsels bij muizen met behulp van [<sup>18F</sup>] FDG Micro-PET / MR Imaging](https://cloudfront.jove.com/CDNSource/teasers/62460.jpg)
