Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Visualisering og kvantifisering av brunt og beige fettvev hos mus ved bruk av [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Published: July 1, 2021 doi: 10.3791/62460
Automatic Translation
*1,2, *3, 3, 3, 1,2,4
1State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, The University of Hong Kong, 2Department of Medicine, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 3Department of Diagnostic Radiology, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 4School of Biomedical Sciences, Institute of Vascular Medicine, Chinese University of Hong Kong
* These authors contributed equally

Summary

Funksjonell avbildning og kvantgering av termogene fettdepoter hos mus ved hjelp av en mikro-PET/MR-avbildningsbasert tilnærming.

Abstract

Brune og beige adipocytter er nå anerkjent som potensielle terapeutiske mål for fedme og metabolske syndromer. Ikke-invasive molekylære avbildningsmetoder er avgjørende for å gi kritisk innsikt i disse termogene fettdepotene. Her presenterer protokollen en PET / MR-bildebasert metode for å evaluere aktiviteten til brune og beige adipocytter i mus interscapular brun fettvev (iBAT) og inguinal subkutan hvitt fettvev (iWAT). Visualisering og kvantifisering av de termogene fettdepotene ble oppnådd ved hjelp av [18F]FDG, den ikke-metaboliserbare glukoseanalogen, som radiotracer, kombinert med den nøyaktige anatomiske informasjonen fra MR-avbildning. PET/MR-avbildningen ble utført 7 dager etter at kald akklimatisering og kvantifisering av [18F]FDG-signal i forskjellige fettdepoter ble utført for å vurdere den relative mobiliseringen av termogen fettvev. Fjerning av iBAT økte betydelig kaldoppkalt [18F]FDG-opptak i iWAT av musene.

Introduction

Som svar på endrede ernæringsmessige behov fungerer fettvev som en energibuffer for å vedta enten lipidlagring eller mobiliseringsmodus for å møte kroppens behov1. Videre spiller fettvev også en nøkkelfunksjon i termoregulering, via en prosess som kalles ikke-skjelvende termogenese, også kalt fakultetstermogenese. Dette oppnås vanligvis av det brune fettvevet (BAT), som uttrykker rikelig nivå av mitokondrier membranprotein uncoupling protein 1 (UCP1). Som protonbærer genererer UCP1 varme ved å frakople protontransporten og ATP-produksjonen2. Ved kald stimulering settes termogenese i BAT i bevegelse ved aktivering av det sympatiske nervesystemet (SNS), etterfulgt av frigjøring av noradrenalin (NE). NE binder seg til β3 adrenerge reseptorer og fører til forhøyelse av intracellulær syklisk AMP (cAMP). Som en konsekvens av dette stimulerer cAMP/PKA-avhengig engasjement av CREB (cAMP responselementbindende protein) Ucp1-transkripsjon via direkte binding på CREB-responselementer (CRE)2. I tillegg til BAT finnes brunlignende adipocytter også i hvitt fettvev og kalles derfor beige eller brite (brun-i-hvitt) celler1,3. Som svar på spesifikke stimuli (som kulde), blir disse ellers quiescent beige cellene ombygd for å vise flere brunlignende funksjoner, inkludert multilokulære lipiddråper, tettpakkede mitokondrier og forsterket UCP1-uttrykk3,4,5.

Dyrestudier har vist at brune og beige adipocytter har flere metabolske fordeler utover den fettreduserende effekten, inkludert insulin-sensibilisering, lipidsenkende, anti-betennelse og anti-aterosklerose6,7. Hos mennesker er mengden beige/brunt fett omvendt korrelert med alder, insulinresistensindeks og kardiometabolske lidelser8. Videre gir aktivering av beige/brune adipocytter hos mennesker enten kald akklimatisering eller β3 adrenerge reseptoragonist beskyttelse mot en rekke metabolske forstyrrelser4,9,10. Disse bevisene indikerer samlet at induksjon av brunt og beige fettvev er en potensiell terapeutisk strategi for håndtering av fedme og dens relaterte medisinske komplikasjoner8.

Interessant, selv om de deler lignende funksjon, er beige og klassiske brune adipocytter avledet fra forskjellige forløpere og aktivert av overlappende, men distinkte mekanismer1. Derfor er in vivo-avbildning og kvantifisering av brune og beige adipocytter avgjørende for å oppnå en bedre forståelse av molekylær kontroll av disse fettvevene. For tiden 18F-fluorodeoksyglucose ([18F]FDG) positron utslipp tomografi (PET) skanning kombinert med beregnet tomografi (CT) forblir gullstandarden for karakterisering av termogene brune og beige celler i kliniske studier8. Magnetisk resonansavbildning (MR) bruker kraftige magnetiske felt og radiofrekvenspulser for å produsere detaljerte anatomiske strukturer. Sammenlignet med CT-skanning genererer MR bilder av organer og bløtvev med høyere oppløsning. Gitt her er en protokoll for visualisering og kvantifisering av funksjonell brun og beige adiposes i musemodeller etter akklimatisering til kald eksponering, en vanlig og mest pålitelig måte å indusere fettbruning. Denne metoden kan brukes til å karakterisere de termogene fettdepotene i små dyremodeller med høy presisjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokollen beskrevet nedenfor følger retningslinjene for dyrepleie ved University of Hong Kong. Dyrene som ble brukt i studien var 8 uker gamle C57BL/6J mus.

1. Dyrekirurgiske prosedyrer og kald utfordring

  1. Utfør interscapular BAT (iBAT) disseksjon.
    1. Bedøv musene ved intraperitoneal injeksjon av ketamin/xylazin (100 mg/kg kroppsvekt ketamin og 10 mg/kg kroppsvekt xylazin). Etter anestesi, barber håret på musen fra nakken til like under scapulae.
    2. Plasser musene på varmeputen etter desinfeksjon og gjør et 2 cm snitt langs musenes dorsale midtlinje.
    3. Fjern iBAT-padsene (bilaterale). I den sham-opererte gruppen, gjør det samme snittet, men la iBAT-padsene være intakte.
    4. Lukk snittet med 7 mm sårklemmer i rustfritt stål etter at blødningen har stoppet.
    5. Etter operasjonen, gi meloksikam (5 mg / kg i drikkevann) til musene i 6 dager og hus dem på en intensivavdeling (intensivavdeling) i 14 dager. Fjern klipsene så snart såret er helbredet (7-10 dager).
  2. Musenes kalde utfordring: Hus musene ved termoneutralitet (30 °C) i 14 dager. På dag 13, forkjøl dyreburene i kulde (6 °C) over natten. På dag 14, sett musene ved 6 °C i miljøkammeret i 7 dager. Plasser to mus i hvert bur.

2. Micro-PET/MR-kalibreringer og arbeidsflytoppsett

MERK: Micro-PET/MR-avbildning utføres ved hjelp av et sekvensielt PET/MR-system (se Materialfortegnelser). Hver mus er plassert på bildesengen; første skanning med MR for en anatomisk referanse (speidervisning) før du går videre til midten av PET-synsfeltet (FOV) for et statisk [18F]FDG PET-oppkjøp, etterfulgt av MR-bildebehandling for anatomisk referanse. En bildearbeidsflyt opprettes i programvaren for skannerdrift (se Materialfortegnelse) for å aktivere automatiserte, sekvensielle PET/MR-skanninger før bildebehandlingsøkten.

  1. Opprett en bildearbeidsflyt i driftsprogramvaren som inkluderer statisk PET-anskaffelse, MR-anskaffelser for dempingskorrigering og anatomisk referanse ved hjelp av henholdsvis T1-weigthed 3D-avbildning og T2-vektet 2D-avbildning.
  2. For å skaffe PET, sett 400-600 keV nivå diskriminering, F-18 studie isotop, 1-5 tilfeldighetsmodus og 20 min skanninger.
  3. Hvis du vil anskaffe T1-vektet MR (for dempingskorrigering), angir du Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, antall eksitasjoner (NEX) = 3, 28 skiver med 0,9 mm tykkelse, voxelstørrelse = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
  4. For å skaffe T2-vektet MR (anatomisk referanse), sett Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 skiver med 0,9 mm tykkelse, voxelstørrelse = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).
  5. Hvis du vil rekonstruere PET, bruker du Tera-Tomo 3D-algoritmen (TT3D) (8 gjentakelser, 6 delsett) med 1-3 tilfeldighetsmodus, og med forfall, dødtid, tilfeldig, demping og spredningskorrigeringer for å lage bilder med en samlet 0,3 mm3 voxelstørrelse.
  6. Utfør en PET-aktivitetstest av micro-PET/MR-skanneren en dag før starten av bildestudien for å kontrollere nøyaktigheten av PET-kvantitet.
    1. Forbered en 5 ml sprøyte fylt med [18F]FDG som anbefalt av produsentens retningslinjer (140-220 μCi/5-8 MBq i vann eller saltvann).
    2. Registrer sprøytens aktivitet ved hjelp av en dosekalibrator (se Materialtabell) og noter deg måletiden.
    3. Velg Interpolert Ellipse ROI for å tegne et volum av interesse (VOI) på det rekonstruerte bildet for å sammenligne den gjenopprettede aktiviteten med verdien målt som beskrevet ovenfor. Den gjenvunne aktiviteten for en godt kalibrert skanner er nøyaktig innenfor ±5%.

3. Injeksjon av [18F]FDG

  1. Bestill en klinisk dose på [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) fra leverandøren for ankomst til bildelaboratoriet ca. 30 min før den første planlagte injeksjonen. Sørg for å bruke egnet personlig verneutstyr (PVU), for eksempel labfrakk, hansker, personlig strålingsdosimeter, for eksempel fingre, hele kroppen når du mottar pakken som inneholder radioaktive materialer. Bytt hansker regelmessig for å forhindre krysskontaminering av radioaktiviteten og øke avstanden fra den radioaktive kilden så mye som mulig.
  2. Bruk tangene til å overføre [18F]FDG-hetteglasset forsiktig bak et L-blokk bordoverskjold.
  3. Dispenser en aliquot av [18F]FDG og fortynn med sterilisert saltvann for å gi en total aktivitetskonsentrasjon ved 200-250 μCi/7-9 MBq) i 100-150 μL.
  4. Trekk [18F]FDG-oppløsningen inn i en 1 ml sprøyte med kanyle (se Materialfortegnelse), mål radioaktiviteten ved hjelp av en dosekalibrator satt til F-18, og registrer måletiden.
  5. Registrer musens vekt før injeksjon. Injiser den tilberedte [18F]FDG-oppløsningen via halevenen. Vær oppmerksom på injeksjonstiden og rester av sprøytens radioaktivitet for å muliggjøre forfallskorreksjon.
  6. Sett musen tilbake i buret og la [18F]FDG-opptak i 60 minutter før PET skanner.
  7. Beregn den innsatte [18F]FDG-aktiviteten ved hjelp av følgende formel11:
    Injisert aktivitet (μCi/MBq)
    = Aktivitet i sprøyten før injeksjon
    - aktivitet i sprøyten etter injeksjon

4. Micro-PET/MR oppkjøp

  1. Slå på luftvarmeren til musesengen slik at varm luft kan passere gjennom den.
  2. Bedøv musen ved hjelp av 5% isofluran (1 L / min medisinsk O2). Når den er indusert, overfør musen til den varme musesengen og oppretthold anestesi ved 2%-3% isofluran via en nesemaskekegle. Plasser musen hodeutsatt på bitebaren og sørg for at musen ikke stikker ut utenfor sengens diameter. Påfør øyesmøremiddel for å unngå tørking og dannelse av hornhinnensår.
  3. Overvåk kroppstemperaturen og åndedrettsfrekvensen med henholdsvis en termisk sonde og en åndedrettspute. Opprettholde kroppstemperaturen ved 36-37 °C, og luftveiene ved 70-80 pust per minutt (bpm) ved å justere isoflurannivået.
  4. Utfør en speidervisning for å bestemme museposisjonen. Juster musesengposisjonen for å inkludere hele musekroppen, og for å sikre at midten FOV av MR er i midten av musekroppen.
  5. Under PET-anskaffelsen i studielistevinduet velger du Skann område ved forrige anskaffelse for å bruke speidervisningsposisjonen som beskrevet ovenfor. Klikk på Forbered deg på å flytte dyresengen fra MR til PET. Velg OK for å starte PET-skanningen. Registrer injeksjonsdosen og tiden målt før og etter [18F]FDG-administrasjon i Radiopharmaceutical Editor. Angi vekten på musen under Emneinformasjon-menyen .
  6. Når PET-skanningen er fullført, velger du Forbered deg på å gå til MR og fullføre alle MR-anskaffelsene i studielistevinduet. Velg OK for å starte MR-skanningene.
  7. Når hele arbeidsflyten er fullført, kan du kort vurdere kvaliteten på de oppkjøpte MR-bildene ved hjelp av etterbehandlingsprogramvaren (se Tabell over materialer). Klikk på Hjem-knappen for å flytte musesengen fra MR til den opprinnelige posisjonen.
  8. Fjern musen forsiktig fra skanneren og returner den til et rent husbur med en oppvarmet pute under for å tillate gjenoppretting i varme omgivelser. Forsyne musen med mat og vann. Systemet er nå klart for neste museknapp i køen.
  9. Hvis du vil rekonstruere data, velger du PET-anskaffelse på Raw Scan-menyen for å laste inn den fullførte PET-skanningen. Velg T1-vektet MR-anskaffelse for opprettelse av materialkart. Rekonstruer dataene som beskrevet ovenfor (se trinn 2.5).
  10. Følg lokale og instituttforskrifter for pleie og håndtering av post-PET-bildemus. Vurder alle brukte sprøyter/kanyler, hansker, sengetøy og fekal materie som radioaktivt avfall som krever spesiell håndtering/avhending i henhold til lokale forskrifter.

5. Analyse etter avbildning

  1. Åpne bildeanalyseprogramvaren (se Materialfortegnelse) og klikk på Last inn DICOM-data for å hente de tilsvarende MR- og PET-bildene.
  2. Utfør samtidig registrering av MR- og PET-bilde ved å dra disse bildene til visningsvinduet. Klikk på funksjonen Automatisk registrering .
    1. Velg Stiv transformasjon på rullegardinmenyen Registreringsoppsett . Kontroller Skift og Rotasjon under Stiv/Affine-menyen .
    2. Velg T1-vektet MR-anskaffelse som referanse- og PET-anskaffelse som reslice under menyen Global rollevalg .
    3. Inspiser registreringen i alle tre dimensjonene for å sikre en perfekt justering mellom MR- og PET-bilder. Hvis du vil justere den manuelt, klikker du manuell registrering.
  3. Bruk Interpolert Ellipse ROI til å tegne VOI på vev av interesse, det vil si iBAT og inguinal hvitt fettvev (iWAT) ved hjelp av MR-bilde for referanse. Bruk penselverktøyet og viskelærverktøyet til å definere VOI-kantlinjen. derfor anatomien til vev. Pass på at det ikke er noe overlappingsopptak ved å bruke PET-bilde for å unngå oversvømmelse fra naboorganene. Gjenta prosessen lysbilde for lysbilde til hele VOI er avgrenset. Rediger om nødvendig VOI-ene for å opprettholde konsekvente VOI-volumer mellom hver mus.
  4. Bruk Ellipsoid VOI til å tegne en 3 mm3 VOI på lungen som referanseorgan. Unngå oversvømmelse fra nabohjertet og muskelen.
  5. Når du er ferdig, klikker du på Vis ROI-tabell for å gi nytt navn til hver VOI. Ta opp gjennomsnittlig radioaktivitet med VOI- og vevsvolumet i et regneark. Arkiver VOI-tegningene og bildedataene til en datalagringsenhet.
  6. Beregn den standardiserte opptaksverdien (SUV) for alle VOIer ved hjelp av følgende formel11:
    SUVmean = VOI-radioaktivitet i kBq / (Decay - korrigert injisert dose i kBq / mus kroppsvekt i kg), forutsatt en vevstetthet på 1 g / ml.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Tre grupper mus (n = 3 per gruppe) gjennomgikk mikro-PET/MR-avbildning i denne studien, hvor de ble plassert enten ved termoneutralitet (30 °C) eller kald (6 °C) i 7 dager. En gruppe mus (n = 3) fikk fjernet iBAT (iBATx) før kald behandling (figur 1A). Denne metoden førte til en endring i den hvite fettvevsaktiviteten hos alle tre musene. Spesielt ble det observert en bemerkelsesverdig økning i [18F]FDG-opptaket i iWAT ved hjelp av micro-PET/MR-avbildning (figur 1B-C). Disse medregistrerte bildedataene er demonstrert som maksimal intensitetsprojeksjon (MIP), der iWAT tydelig ble avgrenset for å tillate kvantifisering av [18F]FDG-opptaket. Konsekvent ble de flerlokære adipocyttene, som er karakteristisk morfologi for beige adipocytter, mer uttalt i iWAT fra iBATx-mus, sammenlignet med den sham-opererte gruppen (figur 1D).

For å verifisere om endringer i iBAT- og iWAT-aktiviteter ved denne langvarige kaldinduksjonen kan overvåkes ved mikro-PET/MR-avbildning, ble det utført bildestudier på musene utsatt for 30 °C og 6 °C, og resultatene mellom gruppene ble sammenlignet. PET/MR-avbildning viste også at mus utsatt for 6 °C har markert forhøyet [18F]FDG-opptak på iBAT i sham-opererte mus (figur 2A), som er i samsvar med den forrige rapporterte litteraturen11. Mus med iBAT fjernet (iBATx) før kald behandling viste det høyeste [18F]FDG-opptaket i iWAT blant gruppen 30 °C og 6 °C (figur 2B). PET-bilder ble ytterligere kvantifisert ved hjelp av en SUV-basert tilnærming. I iBAT forårsaket kald eksponering en 7 ganger økning i [18F]FDG-opptaket sammenlignet med 30 °C-gruppen. I iWAT var [18F]FDG-opptaket høyere hos kaldakklimatiserte iBATx-mus enn de resterende gruppene (figur 2C). Fjerning av iBAT i de kaldinduserte musene resulterte i en 8 ganger økning i opptaket av iWAT sammenlignet med termoneutralitetsmusene, mens bare en beskjeden økning (2 ganger) ble observert når iBAT var til stede hos mus.

Figure 1
Figur 1: Mikro-PET/MR-avbildning av inguinal hvitt fettvev (iWAT) hos mus. Interscapular brunt fettvev ble kirurgisk fjernet (iBATx). Etter utvinning ble musene plassert ved 6 °C i 7 dager før analyse. (A) Flytskjema for kirurgiske og etterfølgende prosedyrer. (B) Illustrasjon av plasseringen av musen og PET/MR-skanneren. (C) Maksimal intensitetsprojeksjon (MIP) av samtidig registrerte PET/MR-bilder. Hvite piler: Plassering av iWAT. A: Fremre L: Venstre. (D) Hematoksylin og Eosin (HE) farging av iWAT i sham- og iBATx-mus etter kald eksponering. Skalalinje = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Representativ in vivo [18F]FDG-opptak i brunt fettvev i interscapularområdet (iBAT) og inguinal subkutan hvitt fettvev (iWAT). Mus plassert ved termoneutralitet (30 °C), kaldakklimatisert (6 °C) og kaldakklimatisert + iBATx ble utsatt for [18F]FDG PET/MR-avbildning. (A) Sagittal del av PET/MR-bilder som viser iBAT hos mus. (B) Aksial del av PET/MR-bilder som viser bilateral iWAT. (C) Kvantitativ analyse av [18F]FDG-opptak i iBAT (venstre) og iWAT (høyre). Gule piler: Plassering av iBAT. Hvite piler: Plassering av iWAT. n = 3 for hver gruppe. Verdier av SUVratio presenteres som gjennomsnittlig ±SD. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denne studien ble det beskrevet et PET/MR-basert bildebehandlings- og kvantifisering av funksjonelt brunt og beige fettvev hos små dyr. Denne metoden bruker den ikke-metabolizable glukoseanalogen [18F]FDG som bildebiomarkør for å identifisere fettvevet med høy glukosebehov på en ikke-invasiv måte. MR tilbyr god bløtvevskontrast og kan bedre skille fettvev fra nærliggende bløtvev og muskler. Når det kombineres med PET, muliggjør dette avbildning og kvantifisering av aktiverte adipocytter som følge av høy glukoseutnyttelse på en nøyaktig måte. De eksperimentelle forholdene som er skissert her, fremhever muligheten for å bruke [18F]FDG PET til å studere oppregulering av iBAT og iWAT in vivo, og er potensielt nyttig for evaluering av den termogene effekten av nye legemiddelkandidater. I tillegg kan denne protokollen enkelt endres til høy gjennomstrømningsformat ved samtidig å avbilde flere mus ved hjelp av en spesialdesignet dyreseng, og dermed øke den statistiske kraften og tilliten til bildedataene til en redusert kostnad og tid12,13.

For tiden er [18F]FDG PET/CT fortsatt den vanligste tilnærmingen til visualisering av BAT hos mennesker og gnagere, og standardprotokoller er godt etablert8,11. De siste årene har det også vært flere studier som bruker [18F]FDG PET/MR-avbildning for å vurdere BAT hos mennesker14,15,16. I motsetning er det ikke tilgjengelig noen detaljert beskrivelse på [18F]FDG PET/MR for små dyr. Beskrevet her er en detaljert protokoll som er avhengig av bruk av et kombinert PET- og MR-bildebehandlingssystem hos mus. Denne metoden utnytter den høyere oppløsningen av MR, spesielt på påvisning av fettvev, noe som gjør dem enkle å identifisere og segmentere sammenlignet med den ofte brukte CT-metoden. Derfor muliggjør den nåværende tilnærmingen en forbedret nøyaktighet av PET-kvantifisering sammenlignet med PET / CT-metoden, som er av stor verdi for studier hos små dyr med mer delikate fettdepoter. Når du analyserer resultatene av vev av interesse ved basisopptaket, blir MR et viktig verktøy for å nøyaktig tegne VOI-ene for å sikre konsistens av volumene mellom mus og unngå inkludering av nærliggende organer. I tillegg er nøyaktig bildebehandling som bilderegistrering og VOI-avgrensning viktig for å tillate pålitelig kvantifisering. Den anatomiske plasseringen av den glukoseresponsive BAT er forskjellig mellom mennesker og mus. Mens den funksjonelle BAT lokaliserer i interscapular regionen, [18F]FDG PET / MR bildebehandling-basert analyse hovedsakelig identifisere funksjonell BAT i supraclavicular regionen i mennesker14,15,16.

Musenes faste- eller matetstatus bør også tas i betraktning når du utfører [18F]FDG-opptakseksperimentet. I noen studier er musene fastet i flere timer eller til og med over natten før opptakseksperimentet siden det antas at endogen glukose vil konkurrere med [18F]FDG. I protokollen ble [18F]FDG ved fed-status målt og sterkt opptakssignal ble fortsatt observert i både iBAT og iWAT. Dette viser dermed at det ikke er nødvendig å sette musene i fast status for robuste opptakssignaler, noe som er mindre fysiologisk relevant. Faktisk bør forsiktighet tas når du undersøker BAT og beige adipocytter hos fasted dyr siden et tidligere funn har rapportert at hypothalamid Y (NPY)-mediert sult signal virker på medullary motorsystemer for å hemme BAT termogenese ved å redusere sympatisk innervasjon17. Konsekvent, hos mennesker, foreslås det at de termogene adipocyttene ved høye kalori dietter forbrenner ekstra kalorier for å opprettholde energibalansen. I motsetning til næringsmangel aktiveres motregulerende mekanismer for å undertrykke energiavfall.

Et annet hensyn for [18F]FDG PET-avbildning innebærer rutene for radiotraceradministrasjon til mus. Intraperitoneale og intravenøse teknikker er to vanlige måter å injisere [18F]FDG i mus, og begge metodene resulterer i en relativt lik biodistribusjon av [18F]FDG hos mus 60 min etter injeksjon18. Mens intraperitonealmetoden er relativt enkel å utføre og injeksjonen kan gjøres raskt for å unngå uønsket stress pålagt musene, er direkte injeksjon ved et uhell i tarmen vanlig og identifiseres ikke umiddelbart, noe som fører til upålitelige PET-resultater19. Intravenøs metode er den foretrukne metoden og brukes i denne studien. Vellykket hale vene injeksjon kan bestemmes når et synlig blod flashback observeres før infusjon, noe som indikerer at nålen er riktig plassert inne i venen for infusjon. En begrensning i denne teknikken er vanskeligheten med å legge merke til et synlig blodblink, potensielt på grunn av lavt blodtrykk og tilstedeværelsen av mørkt hår på halene. Dette kan overvinnes ved å varme halen med en varm vaskeklut for å øke blodstrømmen, og dermed forbedre synligheten av venen for nålinnsetting.

En nøyaktig skanner og et relevant utstyr er andre viktige faktorer for pålitelig KVANTIFISERING AV PET-bilder. Det er viktig å utføre rutinemessige kvalitetskontrollundersøkelser på PET- og MR-komponenter i skanneren. MR-kvalitetskontroll innebærer signal-til-støy-forholdsvurdering på forskjellige T1- og T2-vektede sekvenser, som bør utføres ukentlig som anbefalt av skannerprodusenten. For PET må nøyaktigheten av aktiviteten bestemmes ved hjelp av en sprøyte som inneholder en kjent konsentrasjon av radioaktivitet på ukentlig basis eller før starten av en viktig studie. Denne kvalitetskontrolltesten tillater også bestemmelse av samtidig registrering av PET- og MR-bilder. Kalibrering må utføres hvis den gjenopprettede aktiviteten faller utenfor det anbefalte området eller feilregistrering mellom PET- og MR-bilder blir funnet. I tillegg bør dosekalibratoren regelmessig kalibreres i henhold til produsentens retningslinjer, da dette er et viktig verktøy for kvalitetskontroll av skanneren samt radioaktivitetsmåling for PET-avbildning.

Denne studien viser at aktivering av fettdepoter i både iBAT og iWAT hos mus kan visualiseres og kvantifiseres ved hjelp av [18F]FDG PET/MR-avbildning ved eksponering for kald temperatur. Den nåværende studien er imidlertid begrenset av det faktum at [18F]FDG-opptaket i iWAT var relativt lavt med mindre det ikke var iBAT. Dette indikerer at sammenlignet med iBAT som er lett aktivert av kald stimulus, er beige adipocytter relativt motvillige til å bli mobilisert og fungere mer som et backup thermogenic depot av iBAT hos mus. Mer effektive metoder for å indusere [18F]FDG-signalet i iWAT og/eller andre fettdepoter i normale mus, som bruk av beige-spesifikke aktivatorer eller sterkere kuldeutfordringstilstand, skal identifiseres, noe som er utenfor omfanget av den nåværende studien.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter å avsløre.

Acknowledgments

Vi takker støtten fra National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong og Macau) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 and 17123419) og Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) for små dyreavbildningsforsøk.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sterile saline BBraun 0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL
5 mL syringe Terumo SS05L 5 mL syringe Luer Lock
Dose Calibrator Biodex Atomlab 500
Eye lubricant Alcon Duratears Sterile ocular lubricant ointment, 3.5 g
Insulin syringe Terumo 10ME2913 1 mL insulin syringe with needle
InterView Fusion software Mediso Version 3.03 Post-processing and image analysis software
Isoflurane Chanelle Pharma Iso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL
Ketamine Alfasan International B.V. HK-37715 Ketamine 10% injection solution, 10 mL
Medical oxygen Linde HKO 101-HR compressed gas, 99.5% purity
Metacam Boehringer Ingelheim 5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL
nanoScan PET/MR Scanner Mediso 3 Tesla MR
Nucline nanoScan software Mediso Version 3.0 Scanner operating software
Wound clips Reflex 7 203-100 7mm Stainless steel wound clips, 20 clips
Xylazine Alfasan International B.V. HK-56179 Xylazine 2% injection solution, 30 mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
  15. Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Tags

Biologi utgave 173 brunt fettvev beige adipocytter termogenese glukoseopptak mikro-PET/MR-avbildning [18F]FDG
Visualisering og kvantifisering av brunt og beige fettvev hos mus ved bruk av [<sup>18F</sup>]FDG Micro-PET/MR Imaging
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C.,… More

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C., Khong, P. L., Hui, X. Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging. J. Vis. Exp. (173), e62460, doi:10.3791/62460 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter