Summary
Este trabajo presenta un protocolo de trasplante de colgajo osteomiocutáneo heterotópico parcial en ratas y sus posibles resultados en el seguimiento a medio plazo.
Abstract
Los alotrasplantes compuestos vascularizados (ACV) representan la opción de reconstrucción más avanzada para pacientes sin posibilidades quirúrgicas autólogas después de un defecto tisular complejo. Los trasplantes de cara y mano han cambiado la vida de los pacientes, dándoles un nuevo órgano social estético y funcional. A pesar de los resultados prometedores, el ACV sigue teniendo un rendimiento inferior debido a las comorbilidades de inmunosupresión de por vida y las complicaciones infecciosas. La rata es un modelo animal ideal para estudios in vivo que investigan vías inmunológicas y mecanismos de rechazo del injerto. Las ratas también se utilizan ampliamente en nuevas técnicas de preservación de injertos de tejido compuesto, incluidos los estudios de perfusión y criopreservación. Los modelos utilizados para el ACV en ratas deben ser reproducibles, fiables y eficientes con baja morbilidad y mortalidad postoperatoria. Los procedimientos de trasplante de extremidades heterotópicas cumplen con estos criterios y son más fáciles de realizar que los trasplantes de extremidades ortotópicas. Dominar los modelos microquirúrgicos de roedores requiere una sólida experiencia en microcirugía y cuidado de animales. Aquí se informa un modelo confiable y reproducible de trasplante parcial de colgajo osteomiocutáneo heterotópico en ratas, los resultados postoperatorios y los medios de prevención de posibles complicaciones.
Introduction
En las últimas dos décadas, VCA ha evolucionado como un tratamiento revolucionario para pacientes que sufren desfiguración severa, incluyendo cara1,amputaciones de miembros superiores2,pene3y otros defectos tisulares complejos4,5. Sin embargo, las consecuencias de la inmunosupresión de por vida aún dificultan una aplicación más amplia de estas complejas cirugías reconstructivas. La investigación básica es crucial para mejorar las estrategias contra el rechazo. Aumentar el tiempo de preservación de VCA también es esencial para mejorar la logística de trasplante y aumentar el grupo de donantes (ya que los donantes de VCA deben cumplir con más criterios que los donantes de órganos sólidos, incluido el tono de piel, el tamaño anatómico y el género). En este contexto, los trasplantes de extremidades de rata son ampliamente utilizados en estudios sobre el rechazo inmune de los aloinjertos6,7,nuevos protocolos de inducción de tolerancia8y estudios de preservación9,10,11. Por lo tanto, estos modelos de VCA son un elemento clave para dominar la investigación traslacional de VCA.
Los colgajos osteomiocutáneos han sido descritos en la literatura como modelos fiables para estudiar el ACV enratas 8,12,13,14. Aunque los trasplantes ortotópicos de extremidades enteras permiten la evaluación a largo plazo de la función del injerto, es un procedimiento que consume mucho tiempo asociado con mayores tasas de morbilidad y mortalidad postoperatoria14. Por el contrario, los modelos heterotópicos de trasplante de extremidades no son funcionales, pero permiten estudios reproducibles sobre el ACV. Los resultados postoperatorios se pueden anticipar de manera confiable antes del inicio de un estudio de trasplante de ACV en rata. Este estudio informa un modelo de trasplante de colgajo osteomiocutáneo heterotópico parcial en la rata que incluye posibles resultados frecuentes y complicaciones que pueden surgir intraoperatoria y postoperatoriamente durante un período de seguimiento de tres semanas.
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Protocol
Todos los animales recibieron atención humana de acuerdo con la Guía de los NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (protocolo IACUC 2017N000184) y la Oficina de Revisión de Cuidado y Uso de Animales (ACURO) aprobaron todos los protocolos de animales. Se utilizaron ratas Lewis macho endogámicas (250-400 g) para todos los experimentos.
1. Cirugía
- Anestesiar a las ratas Lewis usando inhalación de isoflurano. Inducir anestesia con isoflurano al 5% en la cámara de inducción, y mantener la anestesia con inhalación de isoflurano al 1,5-3% a través de un cono respiratorio.
- Aplique lubricante para los ojos antes de la cirugía en los procedimientos de supervivencia. Afeitarse el sitio quirúrgico, tratar con crema depilatoria, exfoliar y cubrir con cortinas estériles.
- Confirme la anestesia total con una prueba de pellizco del dedo del pie antes de la incisión y regularmente durante el procedimiento. Controle las frecuencias cardíacas y respiratorias durante todo el procedimiento. Para todas las cirugías, mantenga condiciones estériles mediante el uso de instrumentos, suministros, cortinas y guantes estériles. Consulte la Tabla de materiales para la lista de instrumentos utilizados para los procedimientos.
2. Adquisición parcial de las extremidades posteriores del derecho del donante
- Haga una incisión circunferencial de la piel por encima del tobillo en el tercio distal de la pierna.
- Esqueletizar y cauterizar la arteria safena y la rama terminal de la arteria poplítea utilizando fórceps bipolares. Cauterizar y cortar los músculos gastrocnemio, sóleo, tibial anterior y bíceps femoral hasta que el hueso tibial quede expuesto.
- Haga una incisión de 2,5 cm en el pliegue inguinal derecho. Diseccionar la almohadilla de grasa inguinal y retraerla distalmente para exponer los vasos femorales. Use un retractor de anzuelo para agarrar el ligamento inguinal y pinzas de sujeción para sostener la almohadilla de grasa inguinal distalmente.
NOTA: La almohadilla de grasa inguinal se incluye en la cosecha de la extremidad parcial. - Diseccionar los vasos femorales, individualizar las ramas de Murphy (ramas colaterales musculares profundas generalmente ubicadas a medio camino entre el ligamento inguinal y la rama epigástrica) y ligar con 8-0 corbatas de nylon.
- Heparinizar la rata donante con 100 UI/kg de heparina, inyectada en la vena dorsal del pene con una aguja de 27,5 G.
- Complete la incisión en la piel alrededor de la cadera.
- Cauterizar los músculos bíceps femoral y glúteo superficial utilizando fórceps bipolares. Cauterizar y cortar el nervio ciático a la mitad de la longitud del fémur. Exponer el fémur proximalmente a nivel de la cresta femoral posterior.
NOTA: Los músculos aductores y cuádriceps se dejan fuera de la adquisición. Se conserva el pedículo innominado. - Ligar los vasos femorales con lazos de nylon 8/0 a nivel del ligamento inguinal. Realice una arteriotomía en la arteria femoral justo debajo de la ligadura y dilate para permitir la inserción de un angiocatéter de 24 G.
- Cauterizar y cortar el músculo restante debajo del pedículo, exponiendo el lado anterior del fémur.
- Corte la tibia y el fémur con un cortador de huesos lo más proximal y distalmente posible, respectivamente (longitud media).
- Enjuague la extremidad posterior parcial con 2 ml de solución salina de heparina (100 UI/ml) para obtener una salida venosa clara. Conservar en hielo en una gasa estéril hasta la transferencia microvascular (Figura 1).
- Mientras el animal esté bajo anestesia general, realice la eutanasia por exsanguinación hasta que el animal no muestre signos de vida (sin movimiento respiratorio y sin latidos cardíacos).
Figura 1: Rata parcial de las extremidades posteriores cosechadas. Se inserta un angiocato de 24 G en la arteria femoral, listo para la transferencia microvascular heterotópica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
3. Cirugía del receptor
- Antes de la incisión, afeitarse la parte posterior del cuello y administrar buprenorfina 0.01-0.05 mg/kg por vía subcutánea. Coloque la rata en posición supina sobre una almohadilla térmica.
- Haga una incisión de 2,5 cm en el pliegue inguinal derecho. Diseccionar la almohadilla de grasa inguinal y reclinarla distalmente para exponer los vasos femorales. Use un gancho para retraer el ligamento inguinal y pinzas de sujeción para sostener la almohadilla de grasa inguinal distalmente.
- Diseccionar los vasos femorales, individualizar las ramas de Murphy y ligar con lazos de nylon 8/0.
- Ligar ambos vasos por encima de los vasos epigástricos usando lazos de nylon 8/0. Coloque las abrazaderas del aproximador proximalmente y dilate los extremos de los vasos; enjuague con solución salina de heparina.
- Haga una incisión en el flanco izquierdo por encima de la cadera y cree una bolsa subcutánea con un túnel subcutáneo hasta el pliegue inguinal.
NOTA: La incisión insertada se realiza por encima del rango de movimiento de la cadera para garantizar que el animal mantenga un movimiento normal de las extremidades posteriores. Además, mantener un puente cutáneo entre el recuadro del injerto y el sitio de transferencia microvascular permite una mejor fijación del injerto (Figura 2). - Coloque la parte proximal de la extremidad parcial y la almohadilla de grasa inguinal a través del túnel subcutáneo para la transferencia microvascular. Realizar anastomosis venosas y arteriales utilizando suturas de nylon 10/0. Retire ambas pinzas de aproximación y observe la revascularización de la extremidad. Realizar una "prueba de ordeño" en ambos vasos para evaluar la permeabilidad de cada anastomosis.
NOTA: De ocho a nueve suturas suelen ser necesarias para la anastomosis venosa, 6 suturas en promedio para la anastomosis arterial. - Haga una incisión longitudinal en la piel en el lado medial de la extremidad trasplantada e inserte el injerto. Retire el exceso de piel del injerto y cierre la herida con suturas separadas y una sutura en ejecución con suturas absorbibles 4/0.
- Suturar juntos las almohadillas de grasa inguinal de la extremidad trasplantada y el receptor usando dos suturas absorbibles separadas, y cerrar el pliegue inguinal al final después de un último chequeo de las anastomosis microvasculares.
NOTA: Las almohadillas de grasa inguinal se suturan herméticamente para agregar una capa protectora de grasa sobre las anastomosis y garantizar una posición segura del injerto y su pedículo. Un cierre meticuloso es mejor para la cicatrización de heridas; también previene el sangrado residual de la herida y disminuye el riesgo de automutilación. - Compensar la pérdida de líquido por vía subcutánea con 1-3 ml de solución salina según la cantidad de sangrado perioperatorio.
- Coloque un collar isabelino alrededor del cuello del animal y aplique 2 suturas sueltas a la piel para mantenerla en la posición correcta.
- Detenga la inhalación de isoflurano y controle al animal continuamente en una almohadilla de calentamiento hasta que esté completamente consciente y ambulatorio.
Figura 2: Imagen perioperatoria antes del recuadro de la extremidad osteomiocutánea. Se conserva un puente cutáneo de aproximadamente 1 cm entre la incisión del pliegue inguinal y el recuadro del injerto por encima de la cadera. El injerto se coloca debajo del puente, manteniéndolo estable para la transferencia microvascular. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
4. Cuidados postoperatorios
- Monitoree al animal dos veces al día durante 72 horas, luego una vez al día hasta el día postoperatorio (POD) 7, y luego dos veces por semana.
NOTA: El monitoreo debe ajustarse a la condición del animal y del injerto (los ojos pálidos pueden requerir líquidos suplementarios, tinción de porfirina como indicador de dolor animal, color / temperatura anormal del injerto), y se debe discutir el cuidado adicional con el veterinario. Se requiere una vivienda única para las ratas receptoras durante todo el período de estudio para evitar cualquier daño al injerto. - Realizar analgesia con inyección subcutánea de buprenorfina y/o fármaco antiinflamatorio no esteroideo según las directrices de la IACUC.
- Evalúe el injerto y realice un examen físico diariamente con imágenes utilizando el mismo dispositivo.
NOTA: El uso de crema depilación en la piel del injerto es útil para evaluar mejor el color de la piel del trasplante.
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Representative Results
En este estudio de operador único, se realizaron 30 trasplantes parciales de extremidades heterotópicas singénicas. El éxito se definió en el día 21 postoperatorio como la ausencia de fracaso del ACV o complicaciones que requieren eutanasia. La evolución normal del injerto se representa en la Figura 3. La duración media de la obtención parcial de la extremidad y el recuadro del injerto en el receptor fue de 35 y 105 min, respectivamente; el tiempo medio de isquemia fue de 105 min. Durante el seguimiento, ocurrieron dos tipos de complicaciones(Tabla 1):temprano o tarde. Algunos requirieron eutanasia, otros fueron rescatados, todos fueron discutidos con veterinarios del personal(Tabla 2). Este estudio informa la experiencia de los autores y los consejos para principiantes en microcirugía con roedores(Tabla suplementaria 1).
Figura 3: Evolución normal del modelo heterotópico de las extremidades posteriores hasta el final del estudio. El crecimiento del cabello se observa durante la primera semana postoperatoria; la retracción cutánea aparece después de 2 semanas. Abreviatura: POD = día postoperatorio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Manejo de las complicaciones perioperatorias
La trombosis arterial o venosa es la complicación perioperatoria más común. El consejo más importante para superar esto y convertir la cirugía en un éxito es hacer un diagnóstico precoz, es decir, la monitorización continua del color/sangrado del colgajo y la prueba de permeabilidad recurrente son fundamentales antes de cerrar la obra quirúrgica de anastomosis. La prevención de esta complicación debe estar en la mente del cirujano tan pronto como se realiza una incisión. El donante debe ser heparinizado con inyección INTRAVENOSA de heparina 100 UI/kg 5 min antes de la isquemia arterial del injerto. Una vez cosechado, el injerto debe enjuagarse con solución salina de heparina (100 UI/ml) hasta que la salida venosa sea clara. En este estudio, la trombosis arterial perioperatoria ocurrió en el 10% de los casos.
El sangrado es una ocurrencia menos frecuente y se mitiga fácilmente con una cauterización cautelosa de los músculos del injerto y una disección completa del sitio receptor. La causa principal del sangrado es la fuga anastomótica en la arteria. Esto debería resolverse por sí solo dentro de los 3 minutos, o si no, es necesario volver a sujetar y revisar la anastomosis con fugas. Las complicaciones relacionadas con la anestesia, que ocurrieron en el 6,7% de los casos, son más frecuentes con microcirujanas no entrenadas. El uso de isoflurano es una forma confiable de anestesiar a las ratas, y la duración de la anestesia se puede ajustar en tiempo real. El cirujano debe estar capacitado para usar la máquina correctamente, seguir las pautas para el régimen de inducción y mantenimiento, y monitorear de cerca las frecuencias cardíacas y respiratorias durante toda la operación. Dependiendo de la especie, la edad o el peso del animal, la cantidad de isoflurano necesaria puede variar. La pérdida impredecible de animales es un evento raro y generalmente no se explica por un anestésico o errores quirúrgicos.
Complicaciones tempranas (
El fallo del ACV puede ocurrir durante la primera semana postoperatoria debido a trombosis microvascular (trombosis venosa más frecuente que arterial). El recuadro pectoricódculo perioperatorio a nivel de la ingle es un paso muy importante. Mover la extremidad posterior de la rata para imitar el efecto del movimiento en el pedículo es crucial; el pedículo nunca debe estar demasiado suelto ni demasiado apretado. El monitoreo intensivo es un requisito fundamental, ya que la necropsia debe realizarse tan pronto como se realiza un diagnóstico de falla de VCA. Durante la necropsia, un análisis de la posición del pedículo (torcedura o tensión) y la calidad de la anastomosis trombosada (sutura de la pared posterior, colgajo intraluminal) proporciona mucha información sobre lo que se puede mejorar durante el próximo procedimiento y, por lo tanto, debe ser realizado por el cirujano operante. La trombosis venosa fue una causa de eutanasia temprana en el 20% de los casos, todos los cuales ocurrieron antes de POD5(Figura 4).
Figura 4: Trombosis venosa postoperatoria. La piel aparece azul y se vuelve más oscura cada día. Abreviatura: POD = día postoperatorio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
La automutilación (o autofagia) es una preocupación seria en los injertos no sensibles; a menudo ocurre entre POD2 y POD7. Si se limita a menos de un tercio de la superficie del injerto y se refiere solo a la piel, el desbridamiento quirúrgico y la sutura con suturas no absorbibles se pueden discutir con el veterinario del personal(Figura 5A-C). La prevención se basa en el uso de un collar electrónico cosido en el cuello hasta POD7 y la limpieza de cualquier sangre o costra en las heridas quirúrgicas del animal. La autofagia repetida o la mutilación profunda requieren eutanasia(Figura 5D).
Figura 5: Automutilación postoperatoria del injerto no sensible. (A-C) La superficie limitada de la automutilación en (A) POD2. (B) Desbridado quirúrgicamente y re-suturado; (C) aspecto en POD21. (D)Autofagia severa de múltiples capas del injerto que conduce a la eutanasia del animal. Abreviatura: POD = día postoperatorio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Complicaciones tardías (>POD7)
Menos frecuentes y menos letales, estas complicaciones exigen la consulta veterinaria para proporcionar un tratamiento adecuado. En primer lugar, la exposición ósea se puede observar en este modelo, generalmente después de la curación inicial en la tercera semana después de la operación. La prevención se basa en un corte cuidadoso de los huesos (uso de un cortador de huesos que crea bordes lisos); cubrir los bordes óseos con los músculos circundantes mientras se tiene en cuenta la atrofia muscular posterior es útil. Si se detecta a tiempo y el animal está en buenas condiciones, la revisión quirúrgica se puede discutir con el veterinario. En segundo lugar, los quistes dérmicos pueden ocurrir alrededor del sitio quirúrgico después de dos semanas(Figura 6). Por lo general, no interfieren con la condición de la rata o del injerto, pero pueden fistulizarse a la piel e infectarse. Lavar el sitio quirúrgico del incuadro del injerto para evitar cualquier vello residual en la herida evita la creación del quiste. La indicación para el drenaje quirúrgico se puede evaluar con el veterinario.
Figura 6: Quistes dérmicos. Quistes dérmicos que aparecen(A) después de POD14, (B) a veces con un centro necrótico cutáneo antes de la fístula. Abreviatura: POD = día postoperatorio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Complicación | Solución | Prevención | |
| Perioperatorio | Trombosis microvascular | Vuelva a hacer la anastomosis rápidamente después de enjuagar los extremos del vaso con solución salina de heparina y atestiguando un buen flujo. | Heparinizar al donante, enjuagar el colgajo, dominar la técnica de anastomosis y utilizar instrumentos y sutura adecuados. |
| Hemorragia | Cauterizar si es de los músculos, reclamp si de la anastomosis y no parar espontáneamente en 3 min. | Cauterización completa durante la cosecha del injerto | |
| Muerte relacionada con la anestesia | Discuta el problema encontrado con el personal veterinario. | Capacitación en el uso de la máquina de anestesia y monitoreo perioperatorio de ratas | |
| Temprano ( |
Trombosis microvascular | Eutanasia temprana y necropsia para revelar la causa de la trombosis | Depende de la causa |
| Automutilación | Discuta la reparación quirúrgica con el veterinario si el primer evento y el daño superficial al injerto. | Collar electrónico de POD-2 a POD7 | |
| Tarde (>POD7) | Exposición ósea | Discuta la revisión quirúrgica con el veterinario. | Corte el hueso con un cortador de huesos, asegúrese de que el borde esté liso, recupérrese con los músculos circundantes, ten en cuenta la atrofia muscular posterior (corte). |
| Quiste dérmico | Discutir el drenaje quirúrgico y el tratamiento con antibióticos con el veterinario | Lave el sitio insertado con agua; evite dejar el vello en el sitio quirúrgico. |
Tabla 1: Resultados potenciales. Prevención y soluciones.
Fin del estudio
El final del estudio en este modelo se estableció en POD21; los animales fueron sacrificados usando asfixia de CO2 o por exsanguinación. Como injerto no funcional, se observó atrofia muscular y degeneración grasa como consecuencias de la falta de reinervación. Las biopsias de la piel y el músculo se guardan para el análisis histológico. El pliegue inguinal se reabre para la evaluación del pedículo vascular (colocación, permeabilidad) si la eutanasia se realiza antes del final del estudio.
| Cinco razones para consultar al veterinario del personal |
| 1) Antes del inicio del estudio para informarle de la naturaleza de su estudio, la analgesia planificada y las estrategias de seguimiento y los resultados esperados |
| 2) Dieta especial o nutrientes suplementarios que pueden ayudar a mejorar la condición animal durante el estudio |
| 3) Muerte inesperada relacionada con la anestesia |
| 4) Empeoramiento inexplicable de la condición animal |
| 5) Complicación quirúrgica para evaluar las posibilidades de rescate o las indicaciones de la eutanasia |
Tabla 2: Cuándo llamar al veterinario. La comunicación con el personal es esencial para la realización de un estudio in vivo.
Tabla suplementaria 1: "Qué hacer y qué no hacer". Asesoramiento para jóvenes aprendices de microcirugía. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
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Discussion
En la literatura se han descrito modelos de trasplante ortotópico de extremidades en roedores15,16,17; sin embargo, requieren una reparación nerviosa, reinserción muscular y una osteosíntesis perfecta del fémur, lo que puede ser un paso muy difícil. Estos modelos también se asocian con una mayor tasa de morbilidad y mortalidad en roedores14,especialmente en el seguimiento a corto plazo ya que la recuperación de una función normal de una extremidad posterior trasplantada puede tardar variosmeses 18. Sin embargo, permiten una evaluación a más largo plazo de la función del injerto en caso de éxito. La principal limitación en el trasplante heterotópico de extremidades es la atrofia muscular inducida por la falta de reinervación del injerto. Como se publicó anteriormente en la literatura, las lesiones de las fibras musculares pueden ocurrir tan pronto como cinco días después de la denervación19. Esto provoca una importante atrofia muscular y degeneración grasa al pasado un mes, impidiendo el uso de este modelo para estudios in vivo que duran más de tres semanas. Desde este punto de vista, los modelos de colgajo osteomiocutáneo heterotópico parcial son los mejores para estudios a corto plazo sobre preservación de tejidos10,bioingeniería tisular y estrategias de inmunosupresión20.
En el modelo propuesto, tanto las complicaciones quirúrgicas como las postoperatorias son limitadas y pueden ser abordadas fácil y rápidamente por un investigador microquirúrgico. Estimamos que se puede lograr el éxito en este modelo después de 3-6 trasplantes para un cirujano joven, dado que han recibido cursos básicos de microcirugía. También es un procedimiento que puede ser realizado por un solo operador en menos de 3 horas con un tiempo de isquemia inferior a 2 horas. Este modelo también puede ser realizado por dos operadores, acortando el tiempo de isquemia al tiempo de anastomosis microvascular solamente. El paso crítico en este modelo es el recuadro del injerto y asegurar una buena colocación del pedículo para evitar cualquier torcedura o tensión que pueda causar trombosis microvascular. Por esta razón, la disección de los vasos femorales debe proceder de la manera más proximal y distal posible en el donante y el receptor, respectivamente. La vascularización cutánea debe preservarse a fondo manteniendo la piel envuelta alrededor de la extremidad hasta la revascularización del injerto para evitar cualquier efecto de cizallamiento en los perforadores de la piel arterial, lo que puede causar baja perfusión cutánea y posterior necrosis cutánea.
En la literatura, las complicaciones en los modelos de ACV en roedores no están bien informadas. El conocimiento de todos los resultados posibles es esencial para poder prevenir y anticipar complicaciones. Este estudio enfatiza la necesidad de una buena comunicación con el veterinario del personal. Adquirir habilidades en el manejo de ratas y el examen físico es crucial para el bienestar del animal y la realización adecuada del estudio. Una vez dominada esta técnica, este modelo puede ser utilizado para la investigación de VCA con una tasa de éxito cercana al 100%. Aunque los modelos no funcionales no son adecuados para evaluaciones a largo plazo, son de gran interés para la evaluación temprana del injerto en la investigación inmunológica sobre el trasplante de ACV de desajuste completo o la evaluación de lesiones por isquemia-reperfusión. El modelo descrito ofrece un gran componente cutánte y volumen muscular que puede ser muestreado repetidamente mediante biopsias punzantes, generando varios ensayos histológicos e inmunológicos, así como técnicas de evaluación por imagen13. Este protocolo preciso ofrece un modelo VCA reproducible y fiable en ratas con morbilidad reducida una vez previstas y prevenidas activamente las posibles complicaciones.
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Disclosures
Los autores no tienen revelaciones.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Oficina del Subsecretario de Defensa para Asuntos de Salud a través del Programa de Investigación Médica Dirigida por el Congreso bajo el Premio No. W81XWH-17-1-0680. Las opiniones, interpretaciones, conclusiones y recomendaciones son las de los autores y no están necesariamente respaldadas por el Departamento de Defensa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 24 GA angiocatheter | BD Insyte Autoguard | 381412 | |
| 4-0 suture Black monofilament non absorbable suture | Ethicon | 1667 | Used to suture the E-collar to the back of the neck |
| 4-0 suture Coated Vicryl Plus Antibacterial | Ethicon | VCP496 | |
| Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Teeth with Tying Platform | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Bipolar cords | ASSI | 228000C | |
| Black Polyamide Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c | AROSurgical | T04A10N07-13 | Used to perform the microvascular anastomoses |
| Buprenorphine HCl | Pharmaceutical, Inc | 42023-179-01 | |
| Dilating Forceps | Fine science tools (FST) | 18131-12 | |
| Dissecting Scissors 15 cm, Round Handle 8 mm diameter, Straight Slender Tapered Blade 7 mm, Lipshultz Pattern | ASSI | ASSI.SAS15RVL | |
| Double Micro Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 18040-22 | |
| Elizabethan collar | Braintree Scientific | EC-R1 | |
| Forceps 13.5 cm long, Flat Handle, 9 mm wide Straight Tips 0.1 mm diameter (x2) | ASSI | ASSI.JFL31 | |
| Halsey Micro Needle Holder | Fine science tools (FST) | 12500-12 | |
| Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 units/mL | BD PosiFlush | 306424 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star Elastic Stays | CooperSurgical | 3314-8G | Used to retract the inguinal ligament for femoral vessels dissection |
| Lone Star Self-Retaining Retractors | CooperSurgical | 3301G | |
| Micro-Mosquito Hemostats | Fine science tools (FST) | 13010-12 | Used to retract the inguinal fat pad distally |
| Needle Holder, 15 cm Round Handle, 8 mm diameter, Superfine Curved Jaw 0.2 mm tip diameter, without lock | ASSI | ASSI.B1582 | |
| Nylon Suture Black Monolfilament 8-0, 6.5 mm 3/8c | Ethilon | 2808G | Used to ligate collateral branches on the femoral vessels |
| Offset Bone Nippers | Fine science tools (FST) | 16101-10 | |
| S&T Vascular Clamps 5.5 x 1.5 mm | Fine science tools (FST) | 00398-02 | |
| Walton scissors | Fine science tools (FST) | 14077-09 |
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