JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Bioengineering

Samling af cell mimicking Understøttet og suspenderet Lipid Bilayer Modeller for studiet af molekylære interaktioner

Published: August 03, 2021
doi:
10.3791/62599
, ,
1Department of Chemical Engineering,Worcester Polytechnic Institute, 2Center for Biomedical Engineering, School of Engineering,Brown University

Summary

Denne protokol beskriver dannelsen af celle efterligne uni-lipid og multi-lipid vesikler, støttede lipid bilayers, og suspenderet lipid bilayers. Disse in vitro-modeller kan tilpasses til at inkorporere en række lipidtyper og kan bruges til at undersøge forskellige molekyle- og makromolekyleinteraktioner.

Abstract

Modelcellemembraner er et nyttigt screeningsværktøj med applikationer lige fra tidlig lægemiddelopdagelse til toksicitetsundersøgelser. Cellemembranen er en afgørende beskyttende barriere for alle celletyper, der adskiller de interne cellulære komponenter fra det ekstracellulære miljø. Disse membraner består i vid udstrækning af en lipid bilayer, som indeholder ydre hydrofile hovedgrupper og indre hydrofobiske halegrupper sammen med forskellige proteiner og kolesterol. Sammensætningen og strukturen af lipiderne selv spiller en afgørende rolle i reguleringen af biologisk funktion, herunder interaktioner mellem celler og det cellulære mikromiljø, som kan indeholde lægemidler, biologiske toksiner og miljømæssige toksiksmidler. I denne undersøgelse, metoder til at formulere uni-lipid og multi-lipid understøttet og suspenderet celle efterligne lipid bilayers er beskrevet. Tidligere, uni-lipid fosfatylcholin (PC) lipid bilayers samt multi-lipid placental trofoblast-inspirerede lipid bilayers blev udviklet til brug i forståelsen af molekylære interaktioner. Her vil metoder til at opnå begge typer bilayer modeller blive præsenteret. For celle efterligne multi-lipid bilayers bestemmes den ønskede lipidsammensætning først via lipidudvinding fra primære celler eller cellelinjer efterfulgt af flydende kromatografi-massespektrometri (LC-MS). Ved hjælp af denne sammensætning fremstilles lipid vesikler ved hjælp af en tyndfilmshydrering og ekstruderingsmetode, og deres hydrodynamiske diameter og zetapotentiale er karakteriseret. Understøttede og suspenderede lipid bilayers kan derefter dannes ved hjælp af kvartskrystal mikrobalance med spredning overvågning (QCM-D) og på en porøs membran til brug i en parallel kunstig membran permeabilitet assay (PAMPA), henholdsvis. De repræsentative resultater fremhæver reproducerbarhed og alsidighed af in vitro celle membran lipid bilayer modeller. De præsenterede metoder kan støtte i hurtig, let vurdering af interaktionsmekanismerne, såsom permeation, adsorption og indlejring, af forskellige molekyler og makromolekyler med en cellemembran, der hjælper med screening af lægemiddelkandidater og forudsigelse af potentiel cellulær toksicitet.

Introduction

Cellemembranen, der primært består af fosfolipider, kolesterol og proteiner, er en afgørende komponent i alle levende celler1. Med organisation drevet af lipid amfifilitet fungerer cellemembranen som en beskyttende barriere og regulerer, hvordan cellen interagerer med det omgivende miljø2. Flere cellulære processer er afhængige af lipid- og proteinsammensætningen af membranen1,2. For eksempel er cellemembraninteraktioner vigtige for effektiv lægemiddellevering3. Lægemidler, biologics, nanomaterialer, biologiske toksiner og miljømæssige toksiksmidler kan påvirke integriteten af en cellemembran og derved påvirke cellulær funktion4. Konstruktionen af in vitro-celle efterligne membran modeller baseret på lipid sammensætning af cellemembraner har potentiale til at give letkøbte værktøjer til i høj grad at forbedre undersøgelsen af den potentielle indvirkning af disse materialer på celler.

Model lipid bilayers omfatter lipid vesikler, støttede lipid bilayers, og suspenderet lipid bilayers. Understøttede lipid-bilayere er en model af den fosfolipidcellemembran , der almindeligvis anvendes i bioteknologiske applikationer , hvor lipid vesikler er bristet på et understøttet substratmateriale5,6,7,8,9. En almindelig teknik, der anvendes til at overvåge bilayer dannelse er kvarts krystal mikrobalance med spredning overvågning (QCM-D), som undersøger adsorption af vesikler i forhold til bulk flydende egenskaber in situ8,10,11,12,13,14 . Tidligere har QCM-D været brugt til at påvise, at under flowforhold, når en kritisk vesikel dækning af fosphatidylcholin (PC) lipid vesikler er opnået på overfladen, de spontant brister i stive lipid bilayers15. Tidligere arbejde har også undersøgt understøttet lipid bilayer dannelse med varierende lipid kompositioner16, inkorporering af lipid proteiner17,18,19, og udnytte polymer puder20, giver understøttede lipid bilayers i stand til at efterligne forskellige aspekter af cellemembran funktion.

Lipid bilayers er blevet brugt til at efterligne forskellige biologiske barrierer fra sub-cellulære til organniveauer, herunder mitokondrie, røde blodlegemer, og levercellemembraner ved at ændre fosfolipid, kolesterol, og glycolipid komponenter21. Disse mere komplekse multi-lipid vesikler kan kræve yderligere metoder til at opnå vesikel brud, afhængigt af lipid sammensætning. For eksempel har tidligere undersøgelser udnyttet en α-spiralformet (AH) peptid stammer fra hepatitis C virus’s nonstructural protein 5A at fremkalde bilayer dannelse ved at destabilisere adsorber lipid vesikler22,23. Ved hjælp af denne AH peptid, støttede lipid bilayers efterligne placenta celler er tidligere blevet dannet24. Det store potentiale af understøttede lipid-bilayers til biomedicinske anvendelser er blevet påvist medundersøgelser,der spænder over molekylær og nanopartikler transport25,26, miljømæssige toksikantinteraktioner27, proteinsamling og funktion17,18,19, peptidarrangement og indsættelse28,29, lægemiddelscreening30og mikrofluidiske platforme31.

Suspenderet lipid bilayers er blevet brugt til farmaceutiske screening undersøgelser via en parallel kunstig membran permeabilitet assay (PAMPA), hvor en lipid bilayer er suspenderet på tværs af en porøs hydrofob skær32,33,34,35. PAMPA lipid modeller er blevet udviklet til forskellige biologiske grænseflader, herunder blod-hjerne, buccal, tarm, og depotgrænseflader36. Ved at kombinere både de understøttede lipid bilayer og PAMPA teknikker, adsorption, permeabilitet, og indlejring af forbindelser i lipid komponenter af en ønsket væv eller celletype kan grundigt studeres.

Denne protokol beskriver fremstilling og anvendelse af in vitro celle membran lipid bilayer modeller til at undersøge flere molekylære interaktioner. Forberedelse af både uni-lipid og multi-lipid understøttet og suspenderet lipid bilayers er detaljeret. For at danne en understøttet lipid bilayer, lipid vesikler er først udviklet ved hjælp af tyndfilm hydrering og ekstrudering metoder efterfulgt af fysisk-kemisk karakterisering. Dannelse af en understøttet lipid bilayer ved hjælp af QCM-D overvågning og fremstilling af suspenderede lipid membraner til brug i PAMPA diskuteres. Endelig undersøges multi-lipid vesikler til udvikling af mere komplekse cellemitkende membraner. Ved hjælp af begge typer af fabrikerede lipidmembraner viser denne protokol, hvordan dette værktøj kan bruges til at studere molekylære interaktioner. Samlet set denne teknik konstruerer celle efterligne lipid bilayers med høj reproducerbarhed og alsidighed.

Protocol

1. Udvikling af uni-lipid vesikler Tyndfilmshydreringsmetode Forberedelse og opbevaring af lipid lagerløsningerBEMÆRK: Alle trin ved hjælp af kloroform skal udføres i en kemisk røghætte. Kloroform bør altid pipetteres ved hjælp af opløsningsmiddelsikre kulfiberpipettespidser. Opløsninger, der indeholder kloroform, bør altid opbevares i glasglas. Forbered en 10 mg/mL lipid lageropløsning ved at tilføje den passende mængde kloroform i hætteglasset indeholder lipid pulver og blan…

Representative Results

Denne protokol beskriver metoder til dannelse af understøttede og suspenderede lipid-bilayere (figur 1). Det første skridt til at danne en understøttet lipid bilayer er at udvikle lipid vesikler. Mini ekstruder giver mulighed for små mængder lipid vesikler, der skal fremstilles (1 mL eller mindre), mens den store ekstruder giver mulighed for 5-50 mL lipid vesikler, der skal fremstilles i et parti. Størrelsesfordelinger af uni-lipid vesikler dannet af enten mini eller stor ekstruder er …

Discussion

Denne protokol giver mulighed for dannelse af lipid vesikler, støttede lipid bilayers, og suspenderet lipid bilayers. Her præsenteres kritiske trin for at danne hver af disse strukturer. Når der dannes lipid vesikler, er det vigtigt at ekstrudere over overgangstemperaturen på lipid39. Når under overgangstemperaturen, lipid er fysisk til stede i sin bestilte gel fase39. I denne bestilte fase kulbrinte lipid haler er fuldt udvidet giver mulighed for tæt pakning, hvilket…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette materiale er baseret på arbejde, der støttes af National Science Foundation under Grant No. 1942418 tildelt A.S., og en National Science Foundation Graduate Research Fellowship tildelt C.M.B.H., under Grant No. 1644760. Eventuelle udtalelser, resultater og konklusioner eller anbefalinger udtrykt i dette materiale er forfatternes og afspejler ikke nødvendigvis National Science Foundation’s synspunkter. Forfatterne takker Dr. Noel Vera-González for lipid vesicle karakterisering dataindsamling. Forfatterne takker professor Robert Hurt (Brown University) for brugen af hans Zetasizer. Forfatterne takker Brown University Mass Spectrometry Facility, især Dr. Tun-Li Shen for hjælp til kvantificering lipid sammensætning.

Materials

1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine  (POPC, 16:0-18:1 PC) Avanti Polar Lipids 850457
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840034
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) Avanti Polar Lipids 850757
1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840035
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) Avanti Polar Lipids 850375
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) Avanti Polar Lipids 850725
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) Avanti Polar Lipids 890703
3 mL Luer-Loc syringes BD 309657
40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner Duran Wheaton Kimble W224605
Acetonitrile Sigma-Aldrich 271004
Alconox Fisher Scientific 50-821-781
Ammonium formate Millipore Sigma LSAC70221
C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire Waters  186002551
Chloroform Millipore Sigma LSAC288306
Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK Sarstedt 67.758.001
Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) Millipore Sigma 36735
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Millipore Sigma LSAC472301
Ethanol Pharmco 111000200
Filter supports, 10 mm Avanti Polar Lipids 610014 Size for mini extruder
Folded capillary zeta cell Malvern Panalytical DTS1070
Isopropanol Sigma-Aldrich 190764-4L
Kimwipes Kimberly Clark 34256
L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) Avanti Polar Lipids 840044
L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 840051
LiposoFast ® LF-50 Avestin, Inc.
Methanol Sigma-Aldrich 179337 – 4L
Mini-extruder set with holder/heating block Avanti Polar Lipids 610000
MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile Millipore Sigma MAIPS4510 for PAMPA studies
Nitrogen gas, ultrapure TechAir NI T5.0
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um Whatman 800309 Size for mini extruder
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um Whatman 110605 Size for large extruder
Parafilm Bemis PM999
Phosphate buffer saline (PBS), 10x Genesee Scienfitic 25-507X Dilute to 1x
Qsoft 401 software Biolin Scientific
Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer Biolin Scientific
Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL Duran Wheaton Kimble 986561
Silicon Dioxide, thin QSensors Biolin Scientific QSX 303
Sodium chloride (NaCl) Millipore Sigma LSACS5886
Sodium dodecyl sulfate (SDS) Fisher Scientific BP166-100
Solvent Safe pipette tips Sigma-Aldrich S8064
Sphingomyelin (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 860061
Trizma base Millipore Sigma LSACT1503
Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid Caisson Labs TRL01-6X100ML
Whatman drain disc, 25 mm Whatman 230600 Size for large extruder
Zetasizer ZS90 Malvern Panalytical
Zetasizer 7.01 software Malvern Panalytical
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
  2. Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
  3. Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
  4. Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
  5. Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
  6. Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
  7. Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
  8. Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
  9. Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
  10. Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
  11. Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
  12. Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
  13. Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
  14. Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
  15. Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
  16. van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
  17. Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
  18. Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
  19. Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
  20. Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
  21. Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
  22. Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
  23. Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
  24. Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
  25. Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
  26. Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
  27. Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
  28. Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
  29. Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
  30. Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
  31. Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
  32. Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
  33. Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
  34. Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
  35. Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
  36. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  37. Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
  38. Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
  39. Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
  40. Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
  41. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  42. Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
  43. Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
  44. Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
  45. Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
  46. Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochemistry. 16 (1), 2806-2810 (1977).
  47. El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
  48. Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
  49. Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
  50. Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
  51. Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
  52. Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).

Tags

Lipid BilayerMembrane InteractionsPharmaceutical AgentsEnvironmental ToxicantsBiological CompoundsVesicle SuspensionExtrusionPolycarbonate MembraneSupported Lipid BilayerSuspended Lipid Bilayer

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bailey-Hytholt, C. M., LaMastro, V., Shukla, A. Assembly of Cell Mimicking Supported and Suspended Lipid Bilayer Models for the Study of Molecular Interactions. J. Vis. Exp. (174), e62599, doi:10.3791/62599 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image