Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Basofilaktiveringstest för allergidiagnos

Published: May 31, 2021 doi: 10.3791/62600
Automatic Translation
*1,2, *2, 2,3, 1,2,4,5
1Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, 2Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, 3Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, 4Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, 5Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND
* These authors contributed equally

Summary

Basofilaktiveringstestet är ett kompletterande in vitro-diagnostiskt test för utvärdering av IgE-medierade allergiska reaktioner baserat på detektion av basofilaktivering i närvaro av en specifik stimulans genom måttet av aktiveringsmarkörer genom flödescytometri.

Abstract

Basofilaktiveringstestet (BAT) är ett kompletterande in vitro-diagnostiskt test som kan användas utöver klinisk historia, hudtest (ST) och specifik IgE (sIgE) bestämning vid utvärdering av IgE-medierade allergiska reaktioner mot mat, insektsgift, läkemedel samt vissa former av kronisk urtikaria. Emellertid är denna tekniks roll i de diagnostiska algoritmerna mycket varierande och inte väl bestämd.

BAT baseras på bestämning av basofilsvaret på allergen/läkemedels tvärbindande IgE-aktivering genom mätning av aktiveringsmarkörer (såsom CD63, CD203c) genom flödescytometri. Detta test kan vara ett användbart och kompletterande verktyg för att undvika kontrollerade utmaningstester för att bekräfta allergidiagnos, särskilt hos personer som upplever allvarliga livshotande reaktioner. I allmänhet bör BAT:s prestanda övervägas om i) allergenet/läkemedlet ger falskt positiva resultat i ST; ii) det inte finns någon allergen/läkemedelskälla att använda för bestämning av ST eller sIgE; iii) det finns diskordans mellan patienthistoria och ST- eller sIgE-bestämning; iv) symtom tyder på att ST kan leda till systemiskt svar; v) innan man överväger en CCT för att bekräfta det skyldige allergenet / läkemedlet. Testets huvudsakliga begränsningar är relaterade till icke-optimal känslighet, särskilt vid läkemedelsallergi, behovet av att utföra testet inte längre än 24 timmar efter provutvinning och bristen på standardisering mellan laboratorier när det gäller procedurer, koncentrationer och cellmarkörer.

Introduction

IgE-medierad allergidiagnos baseras på klinisk historia, hudtester (STs), kvantifiering av serumspecifik IgE (sIgE) och, om det krävs och indikeras, kontrollerade utmaningstester (CCT)1,2,3,4,5,6. Klinisk historia kan dock vara opålitlig eftersom det kan saknas korrekt information, och STs och CCT är inte riskfria förfaranden som kan kontraindiceras hos patienter som upplever allvarliga livshotande reaktioner 1,2,3,4,5,6 . Dessa frågor, tillsammans med det faktum att bestämningen av sIgE genom validerade och kommersiella fluorenzymimmunanalyser endast är tillgänglig för få allergener och läkemedel, har belyst den viktiga rollen för andra in vitro-funktionella analyser såsom basofilaktiveringstest (BAT).

Basofiler är viktiga effektorceller som är involverade i IgE-medierade allergiska reaktioner som aktiveras vid tvärbindning av intilliggande sIgE bunden på receptorer med hög affinitet (FcεRI) på cellytan efter allergen / läkemedelsexponering. Basofilaktivering utlöser celldegranulering och frisättning av förformade och nya syntetiserade inflammatoriska mediatorer som ingår i intracytoplasmatiska sekretionsgranuler 7,8,9. BAT är en in vitro-metod som försöker efterlikna basofilaktiveringen i närvaro av en stimulans (allergen eller läkemedel) och bestämmer förändringar i uttrycket av basofilaktiveringsmarkörer genom flödescytometri 7,10. Det finns olika strategier för att identifiera basofiler (IgE+, CCR3+, CRTH2+, CD203c+) och för att mäta cellaktivering (främst uppreglering av CD63 och CD203c) med hjälp av kombinationer av fluorokrommärkta antikroppar 7,10. CD63, den bästa kliniskt validerade aktiveringsmarkören 11,12,13,14, är ett membranprotein förankrat vid sekretoriska granuler innehållande histamin som efter cellaktivering och fusion av granulerna med membranet uttrycks på basofilytan 15,16,17,18,19,20,21 . CD203c är en ytmarkör som är konstitutivt uttryckt på basofiler och uppreglerad efter FcεRI-stimulering, vilket också har visat tillförlitliga resultat i BAT 15,22,23,24,25. Dessutom verkar det samuttrycka med CD6326.

Under de senaste decennierna har BAT visat sig vara användbart vid diagnos av IgE-medierade allergiska reaktioner som induceras av olika utlösare som läkemedel, mat eller inhalationsmedel, liksom i vissa former av kronisk urtikaria, som beskrivs nedan. Positionen för denna teknik i de diagnostiska algoritmerna är emellertid mycket variabel och inte väl bestämd.

Läkemedelsöverkänslighet
BAT har visat sig vara användbart som ett kompletterande test för utvalda läkemedel och patienter, särskilt för dem som upplever allvarliga reaktioner på grund av att diagnostiskt värde för ST inte är väl etablerat för de flesta läkemedel, eftersom de är validerade och standardiserade för ett begränsat antal läkemedel27,28,29,30. Dessutom är kvantifiering av sIgE endast tillgänglig för ett begränsat antal läkemedel, med lägre känslighet än ST 27,28,29,30,31,32. Därför är diagnosen läkemedelsöverkänslighet vanligtvis beroende av drogprovokationstest, vilket kan kontraindiceras hos personer som upplever allvarliga livshotande reaktioner33.

Lovande resultat har rapporterats för användning av BAT hos utvalda patienter som rapporterar omedelbara överkänslighetsreaktioner mot olika läkemedel som betalactams (BLs)20,34,35,36,37,38,39, neuromuskulära blockerande medel (NMBA)19,22,40,41,42, 43,44,45, fluorokinoloner (FQ)46,47,48,49, pyrazoloner 50,51,52, radiokontrastmedel (RCM)53,54,55,56 och platinaföreningar 57,58,59 . BAT har rapporterats ha en känslighet och specificitet mellan 51,7–66,9 % respektive 89,2–97,8 %. och positiva och negativa prediktiva värden beskrivs ligga mellan 93,4% respektive 66,3%,27,31. Dessutom har BAT föreslagits som en prediktiv biomarkör för genombrottsreaktioner under desensibilisering med platinaföreningar, eftersom CD203c-uttrycket ökar jämfört med CD63 hos patienter med hög risk för biverkningar under läkemedelsdesensibilisering57.

Det är värt att notera att BAT endast är användbart vid överkänslighet mot läkemedel när reaktionen innefattar basofildegranulering. Därför är det inte användbart vid reaktioner som härrör från enzymatisk hämning av cyklooxygenas 142.

Födoämnesallergi
BAT har framstått som ett potentiellt diagnostiskt verktyg för födoämnesallergi eftersom bestämning av serum-sIgE till hela allergenextraktet eller enstaka allergener ofta är tvetydig, vilket kräver oral matutmaning för att bekräfta diagnosen, vilket, i likhet med läkemedelsöverkänslighet, är ett kostsamt och inte riskfritt förfarande60. Flera studier har visat relevanta resultat med komjölk 61,62, ägg 61,63, vete 64,65,66,67,68, jordnöt 63,69,70,71,72, hasselnöt 73,74,75,76 ,77, skaldjur78, persika 79,80,81, äpple21, selleri och morot 82,83.

Det främsta mervärdet av BAT vid diagnos av födoämnesallergi jämfört med STs och sIgE i serum är att det visar en högre specificitet och liknande känslighet. Således är BAT ett användbart verktyg för att skilja kliniskt allergiska patienter från sensibiliserade, men toleranta, patienter som har både hög specificitet (75-100%) och känslighet (77-98%)63,69,84. Känslighets- och specificitetsvärden beror på allergenet och andra faktorer som fenotyper (t.ex. oralt allergisyndrom kontra anafylaxi), ålder och geografirelaterade sensibiliseringsmönster63,85.

BAT med användning av enstaka allergenkomponenter kan potentiellt förbättra diagnostisk noggrannhet för vissa livsmedelsallergener61,80. Det finns studier med frölagringsproteiner (t.ex. Ara h 1, Ara h 2, Ara h 3 och Ara h 6 från jordnöt)86; lipidöverföringsproteiner (t.ex. Pru p 3 från persika och Ara h 9 från jordnötter)80,86; och Bet v 1 homologer (t.ex. Ara h 8 från jordnöt)87. Andra potentiella verktyg är relaterade till identifieringen av det skyldige allergenet i fall av pollen-matallergisyndrom 21,87,88, allergi mot rött kött 89 eller matberoende träningsinducerad anafylaxi66.

Intressant nog kan BAT ge information om svårighetsgraden och tröskeln för allergiska reaktioner eftersom patienter med allvarligare reaktioner uppvisar en större andel aktiverade basofiler, vilket observerats i studier av jordnöts- och komjölkallergiska patienter 84,90,91; och patienter som reagerar på spårmängder av allergenet visar en större basofilkänslighet 84,90,92. Dessa data tyder på att BAT kan vara användbart för att identifiera högriskallergiska patienter som kräver närmare uppföljning och mer intensifierad utbildning93. Dessutom har det rapporterats att BAT kan förutsäga svar på livsmedelsutmaningen 70,91,92,94 och tröskelvärden för reaktivitet90,95 för att avgöra när livsmedel säkert kan (åter)införas 84. Emellertid, dessa resultat är kontroversiella i vissa studier63,96 och mer forskning krävs.

Å andra sidan har BAT använts för att övervaka upplösningen av födoämnesallergi, antingen naturligt eller under immunmodulerande behandlingar, över tid, som hittills endast har bedömts genom oral livsmedelsutmaning, med tillhörande risker och kostnader 84,97,98,99,100,101,102,103,104,105,106 ,107,108. Dessutom har det också använts för att övervaka effekten av omalizumab vid födoämnesallergi eftersom basofilaktiveringen minskar under behandling med omalizumab, men det ökar efter avslutad behandling109.

Inhalationsallergi
BAT är sällan fördelaktigt vid inhalationsallergi eftersom diagnos rutinmässigt kan fastställas genom sIgE-kvantifiering och ST. I fall av lokal allergisk rinit (omätbara nivåer av sIgE och negativa ST med positiva näsprovokationstester) har BAT dock tillåtit diagnos i 50% av fallen110. Det har vidare rapporterats en korrelation mellan basofilkänslighet och svar på nasal/bronkial provokationstester, samt mellan astmans svårighetsgrad och effekt av behandling med omalizumab111,112.

BAT har också använts för att övervaka allergenimmunterapi för husdammkvalster och pollen, eftersom basofilkänsligheten minskar under immunterapi, sannolikt på grund av interferens av blockerande IgG-antikroppar 113,114,115,116,117.

Hymenopteragiftallergi
Diagnos av hymenoptera giftallergi baseras rutinmässigt på ST och serum sIgE. BAT har visat en hög känslighet (85-100%) och specificitet (83-100%) och det har rapporterats vara användbart i fall som ger tvetydiga resultat eller hos patienter med en suggestiv klinisk historia av giftallergi men omätbar sIgE och negativ ST118,119. BAT verkar dock inte förutsäga allvarlighetsgraden för dessa reaktioner 120 121.

Upp till 60% av patienterna uppvisar sIgE till både geting- och bigift, och identifieringen av dominerande allergen är avgörande för adekvat immunterapibehandling. I dessa fall har BAT rapporterats vara användbart vid identifiering av det dominerande allergenet 119,122,123,124. Även om sIgE till de viktigaste allergenerna hos bi- och getinggifter kan minska nyttan av BAT hos patienter med dubbel positivitet för båda gifterna, ger det användbar information främst hos patienter med negativa resultat i sIgE-bestämningar123.

Vissa studier tyder på att BAT kan vara användbart som en prediktiv biomarkör för biverkningar under uppbyggnadsfasen av giftimmunterapi eftersom detta behandlingsalternativ har rapporterats minska basofilkänsligheten. Reaktiviteten minskar dock inte och detta BAT-verktyg är numera kontroversiellt 13,120,125,126,127,128,129,130.

Urtikaria och angioödem
En delmängd av kroniska urtikariapatienter har en autoinmun patofysiologi på grund av IgE-autoantikroppar mot autoallergener och IgG-autoantikroppar som riktar sig mot FcεRI- eller IgE-FcεRI-komplex som finns på mastcellytan 131 132. I klinisk praxis har diagnos av denna typ av kronisk urtikaria förlitat sig på positivt autologt serum ST, vilket har risk för oavsiktlig infektion. BAT har föreslagits som ett in vitro-test för att diagnostisera och övervaka patienter med misstänkt kronisk urtikaria. Både CD63- och CD203c-uttryck på ytan av basofiler har rapporterats ökas efter stimulering med serum från kroniska urtikariapatienter, vilket visar detektion av aktiva autoantikroppar 133 134 135 136 137. Nyligen har det rapporterats att patienter med positiv BAT ofta upplever det mest aktiva sjukdomstillståndet, bedömt med urtikaria aktivitetspoäng, och kräver högre doser av antihistaminer tillsammans med tredje linjens behandlingar (ciklosporin A eller omalizumab), jämfört med dem med negativ BAT138.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokollutförandet genomfördes i enlighet med Helsingforsdeklarationens principer och godkändes av den lokala etikkommittén (Comité de Ética para la Investigación Provincial de Málaga, Spanien). Alla försökspersoner informerades muntligt om forskningsstudien och de undertecknade motsvarande formulär för informerat samtycke.

Det här protokollet beskriver BAT-proceduren som författarna använder dagligen. Detta är dock inte en standardiserad metod och skillnader med förfaranden som publicerats av andra författare finns. Huvudprotokollmodifieringarna är relaterade till användningen av IL-3 i stimuleringsbufferten, inkubationstid med stimulansen, metod för att stoppa basofildegranulering och flödescytometristrategier. Dessutom innehåller olika kommersiellt tillgängliga kit för BAT specifika protokoll som rekommenderas av tillverkaren.

1. Beredning av prover

  1. Samla perifert blod i 9 ml hepariniserade rör och håll provet vid rumstemperatur (RT) i en rotor tills det krävs för experimentprotokollet.
  2. Märk 5 ml cytometerrör för negativa kontroller (2 rör), positiva kontroller (2 rör) och olika koncentrationer av allergen / läkemedel (1 rör per varje allergen / läkemedelskoncentration testad). Placera rören i ett ställ där rören passar perfekt utan att glida.
  3. Förbered stimuleringsbuffert i dubbeldestillerat vatten innehållande 2% (v / v) HEPES, 78 mg / L NaCl, 3,7 mg / L KCl, 7,8 mg / L CaCl 2, 3,3 mg / L MgCl2, 1 g / L HSA. Justera pH till 7,4 och tillsätt IL-3 vid 2 ng/ml. Bered vanligtvis 100 ml och dela i 2,5 ml alikvoter som ska frysas vid -20 °C.
  4. Förbered positiva kontroller i PBS-Tween-20 0,05% (v / v) (PBS-T): Positiv kontroll 1, N-Formylmetionyl-leucyl-fenylalanin (fMLP) (4 μM), för att bekräfta kvaliteten på basofiler; Positiv kontroll 2, Anti-IgE (0,05 mg/ml) som en IgE-medierad positiv kontroll.
  5. Förbered allergenet / läkemedlet i PBS-T vid 2x önskad slutlig koncentration.
    OBS: Optimala allergen-/läkemedelskoncentrationer som ska användas måste tidigare bestämmas genom användning av ett brett spektrum av koncentrationer, genom dos-responskurvor och genom cytotoxicitetsstudier enligt samma protokollsteg139.

2. Beredning av färgningsblandning

  1. Tillsätt monoklonala antikroppar märkta med fluorokrom till stimuleringsbufferten efter tillverkarens rekommenderade antikroppskoncentration eller genom tidigare antikroppstitrering. I detta protokoll lägger vi till 1 μL av varje antikropp (CCR3-APC och CD203c-PE för basofilidentifiering; CD63-FITC för basofilaktivering)140 per 20 μL stimuleringsbuffert.
    OBS: Skydda färgningsblandningsberedningen från ljuset.
  2. Tillsätt 23 μl färgningsblandning till varje rör.

3. Blodstimulering

  1. Tillsätt 100 μL PBS-T till rör 1 och 2 (negativ kontroll), 100 μL fMLP till rör 3, 100 μL anti-IgE till rör 4 och 100 μL av de olika allergen- / läkemedelskoncentrationerna till följande rör. Inkubera i 10 minuter vid 37 °C i ett termostatbad med medelhög omrörning till förvärmda reagenser.
  2. Tillsätt försiktigt 100 μl blod till varje rör för att undvika hemolys. Virvelrör försiktigt och inkubera i 25 minuter vid 37 °C i ett termostatbad med medelhög omrörning.
  3. Stoppa degranuleringen och håll rören vid 4 °C i minst 5 minuter.
    OBS: Protokollet kan pausas här vid 4 °C i 30-45 min vid behov 141 142 143.

4. Erytrocyter lyserar

  1. Tillsätt 2 ml 1x lysbuffert till varje rör för att lysera erytrocyter. Vörda varje rör och inkubera i 5 min vid RT.
    OBS: I detta steg fixeras celler på grund av fixeringsmedel (formaldehyd) som finns i bufferten.
  2. Centrifugera vid 300 x g vid 4 °C i 5 minuter. Dekantera supernatanten och välta stället i ett handfat. Celler förblir i botten av rören.
  3. Tillsätt 3 ml PBS-T till varje rör för att tvätta celler. Vortex varje rör.
  4. Centrifugera vid 300 x g vid 4 °C i 5 minuter. Dekantera supernatanten och välta stället i ett handfat.
    OBS: Förvara proverna vid 4 °C, skyddade från ljuset tills flödescytometern anskaffas.

5. Förvärv av flödescytometri

  1. Skaffa prover med flödescytometer (t.ex. BD FACSCalibur Flow Cytometer). Anslut flödescytometern till datorprogramvaran och vänta tills cytometern är klar. Ladda mall- och instrumentinställningarna (tabell 1).
  2. Starta provförvärv.
  3. Använd följande cytometerstrategier för val av aktiverade basofiler139.
    1. Porta lymfocyterna från sidospridningsdiagrammet (SSC) - Forward Scatter (FSC).
    2. Porta basofilerna från lymfocytpopulationen som CCR3 + CD203c + -celler. Skaffa minst 500 basofiler per rör.
    3. Visa ett CCR3 - CD63-diagram för att analysera aktivering med CD63 som aktiveringsmarkör. Ställ in CD63-det negativa tröskelvärdet på cirka 2,5 % med hjälp av de negativa kontrollrören.
    4. Skaffa alla prover.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

BAT som utförs med allergener eller läkemedel möjliggör undersökning av IgE-beroende överkänslighetsreaktioner. Basofilreaktivitet bör mätas i minst två optimala koncentrationer för att uppnå bästa resultat34 och aktiveringen visualiseras genom uppreglering av CD63 på cellytan. När det gäller allergener, dessutom, för att bekräfta basofilreaktiviteten, bör basofilkänsligheten analyseras genom att mäta reaktiviteten vid flera minskande allergenkoncentrationer114. Denna åtgärd möjliggör bestämning av allergenkoncentrationen som inducerar svaret på 50% basofiler (EC50), vilket kan uttryckas som "CD-sens"141. Mätningen av området under doskurvan (AUC) har nyligen föreslagits för att bedöma både basofilreaktivitet och basofilkänslighet tillsammans58.

Flödescytometristrategin för att analysera BAT-resultat visas i figur 1 och figur 2 och inkluderar gating-lymfocyter från SSC-FSC-diagrammet (steg 1), gating-basofiler från lymfocytpopulationen som CCR3 + CD203c + -celler (steg 2), som visar ett CCR3 - CD63-diagram för att analysera aktivering med CD63 som aktiveringsmarkör (steg 3). Siffrorna visar representativa exempel på BAT-resultat som erhållits för läkemedel (figur 1) och allergener (figur 2).

Figure 1
Figur 1: Representativ analys av läkemedelsbasofilaktiveringstest med flödescytometri . (A) SSC-FSC-plot för att välja lymfocyt + basofilpopulation. (B) CCR3-CD203c plott för att porta basofiler från lymfocytpopulationen som CCR3 + CD203c-celler. (C) CCR3-CD63 plot för att analysera aktivering med CD63 som aktiveringsmarkör för negativ kontroll, positiv kontroll och läkemedel. Värden som visas på varje panel representerar procentandelen celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Representativ analys av allergenbasofilaktiveringstest genom flödescytometri. (A) SSC-FSC-plot för att välja lymfocyt + basofilpopulation. (B) CCR3-CD203c plott för att porta basofiler från lymfocytpopulationen som CCR3 + CD203c + -celler. (C) CCR3-CD63-plot för att analysera aktivering med CD63 som aktiveringsmarkör som visar resultat för negativ kontroll och minskande koncentrationer av allergener (Ara h 9). Värden som visas på varje panel representerar procentandelen celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Ljuskällor (lasrar) 488 nm Koherent SapphireTM luftkyld argonjonlaser; 20 mW; 633 nm JDS UniphaseTM HeNe luftkyld laser; 17 mW
Ljus excitatorisk våglängd Blå laser:488 nm; Röd laser: 633 nm
Ljuskällans effekt vid den excitatoriska våglängden Blå laser: 20 mW; Röd laser: 17 mW
Optiska filter SSC: 488/10; FAKTABLAD: 530/30, PE:585/42, APC: 660/20
Optiska detektorer FSC, SSC, FL1-H FITC, FL2-H PE, FL4-H APC
Optiska detektorer tye luftkyld argonjonlaser
Optiska banor BD-oktagon (488 nm laserlinje); BD Trigoner (633 nm laserlinje)

Tabell 1: Krav på flödescytometer

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

BAT är ett kompletterande in vitro-diagnostiskt test för utvärdering av IgE-medierade allergiska reaktioner som har visat sig vara användbart vid diagnos av reaktioner som induceras av olika utlösare såsom läkemedel, mat eller inhalationsmedel, liksom i vissa former av kronisk urtikaria. I allmänhet bör BAT-prestanda övervägas om i) allergenet/läkemedlet ger falskt positiva resultat vid ST; ii) allergenet/läkemedlet inte är tillgängligt för användning för ST- eller sIgE-kvantifiering; iii) det finns diskordens mellan klinisk historia och ST- eller sIgE-bestämning; iv) symtom tyder på att ST kan inducera en systemisk reaktion; v) före CCT för skyldig allergen / läkemedelsbekräftelse10.

När det gäller det experimentella protokollet finns det olika viktiga aspekter att tänka på för att få lämpliga blodprover för testet. Systemiska steroider 146 och immunsupressorer, inklusive orala kortikosteroider,147 bör undvikas före testning på grund av minskning av basofilsvaret 146 (antihistaminer och topikala steroider påverkar inte BAT-resultat)146. Testet ska inte utföras under infektion eller aktiva kroniska inflammatoriska tillstånd148. Intervalltiden mellan reaktionen och testet bör inte vara längre än 1 år på grund av rapporterad negativisering av sIgE-nivåer över tiden42,52,149. Testet utförs med färskt helblod och får utföras högst 24 timmar efter blodextraktion 150 151. Blod måste samlas i heparinstabiliserade rör eftersom basofiler inte degranulerar om EDTA eller syracitratdextros används som stabilisator, även om det kan användas efter tillsats av kalcium152. Å andra sidan bör stimulansen som används i testet inte innehålla några hjälpämnen; Av denna anledning rekommenderas standardiserade allergenextrakt, rekombinanta eller renade allergener, rena aktiva ingredienser eller intravenösa injicerbara läkemedelspreparat. Dessutom måste kemiska egenskaper hos läkemedlen beaktas. Till exempel är vissa läkemedel instabila i lösning och måste vara nyberedda före varje test, och andra är fotolabila och måste utföras samtidigt som analysen skyddas från ljuset48. Toxicitet och ospecifik aktivering bör utvärderas för varje testat allergen/läkemedel och ROC-kurvor med bekräftade patienter och toleranta kontroller måste analyseras för att bestämma cut-off. Slutligen bör vikten av båda de positiva kontrollerna betonas i analysen av BAT. fMLP är en bakteriell peptid som inducerar basofilaktivering genom den G-proteinkopplade fMLP-receptorn. Av denna anledning används den ofta som en positiv kontroll av icke-IgE-medierad aktivering16. Anti-IgE eller alternativt anti-FcεRI används som positiva kontroller av IgE-medierad basofilaktivering. Ingen basofilaktivering i närvaro av både icke-IgE- och IgE-medierade positiva kontroller tyder på otillräcklig kvalitet på basofiler eller misstag i experimentprotokollet. Däremot betecknas basofiler som aktiveras med fMLP men inte med anti-IgE eller anti-FcεRI som icke-svarande basofiler, vilket uppskattas att 6-17% av den allmänna befolkningen inte svarar på stimulering genom FcεRI i BAT 63,84,153, även om de uttrycker normala densiteter av cellytan IgE. Icke-responsivitet kan relateras till låga nivåer av Syk-fosfatas 154,155,156 tillsammans med ökade nivåer av CD45 157. Även om studier har visat att basofiler som inte svarar kan förvandlas till responders i närvaro av IL-3158 i in vitro-analyser, kan basofiler som inte svarar fortfarande detekteras i BAT och i dessa fall kan resultat inte övervägas för utvärdering.

När det gäller införandet av IL-3, ett basofilt primingcytokin, finns ingen allmän konsensus. Användningen av IL-3 har rapporterats förbättra basofilresponsen i CD63-baserad BAT utan att inducera CD63-uppreglering av sig själv efter en kort förbehandling 7,159,160. En annan studie tyder dock på att IL-3 uppreglerar CD63-uttryck vid baslinje161. När det däremot gäller CD203c-baserad BAT bekräftar studier att IL-3-priming förbättrar CD203c-uttrycket genom att vila basofiler, minska skillnaderna mellan ostimulerade och stimulerade basofiler och minska BAT-känsligheten 159 161.

Olika grindstrategier kan användas för att identifiera basofilpopulationen och analysera basofilaktivering med flödeskytometri. Basofiler är lågsidesspridningsceller som kan identifieras genom olika urvalsmarköralternativ 162,163,164, vilket är en nyckelpunkt som kan påverka den diagnostiska effektiviteten för BAT165,166. Cellmarkörval bör baseras på specificitet för att skilja basofiler från andra cellpopulationer samt på cellmarköruttryck på vilande och aktiverade celler. De mest kända och vanliga basofilvalsmarkörerna är: CD193 (CCR3) (även uttryckt på mastceller, Th2-lymfocyter162 och eosinofiler), CD123 (även uttryckt på HLA-DR + plasmacytoid dendritiska celler), CD203c (exklusivt uttryckt på basofiler och uppreglerad efter basofilaktivering) och FcεRI (även uttryckt på pluripotenta förfäder till mastceller)139. Baserat på dessa cellmarkörer och i kombination med SSC är vanligare urvalsstrategier SSC låg CCR3+, SSC låg CCR3+CD203c+ (tillämpas i detta protokoll), SSC låg CD123+HLA-DR−, SSC låg CD203c+CD123+HLA-DR−, SSClågFcεRI+HLA-DR− (för att utesluta antigenpresenterande celler och monocyter 146,161 ,162,163), SSC låg CD203c + CRTH2 + CD3- (för att utesluta T-celler)164, SSC låg CD203c + eller SSC låg CCR3 + CD123 + 10,162,166, SSC lågCD123 + (CD3-CD14-CD19-CD20-) 167,168, och SSClågIgE+169,170, även om det senare inte rekommenderas på grund av begränsningar hos patienter med låga IgE-nivåer. Efter noggrant urval av basofilpopulation detekteras aktivering vanligtvis genom detektion av CD63, belägen i membranet av sekretoriska granuler 16 171 vars uttryck på basofilytan är direkt korrelerat med basofildegranulering och histaminfrisättning 16 172 173. Ett annat alternativ är analysen av CD203c, även om känsligheten är lägre på grund av dess uppreglering av IL-3159,161, konstitutivt uttryckt på vilande basofiler och uppreglerad på aktiverade basofiler.

Basofilaktivering detekteras genom att mäta procentandelen CD63-positiva celler (CD63-baserad BAT) eller variationer i CD203c-genomsnittlig fluorescensintensitet (MFI) (CD203c-baserad BAT) jämfört med en negativ kontrolluppsättning som tröskelvärde för varje analys. Ett tröskelvärde på 2,5 % CD63-positiva celler i den negativa kontrollen (ostimulerade celler) rekommenderas för att fastställa de mest exakta BAT-resultaten jämfört med ett kontrollerat utmaningstest. Övervägande av positivitet beror på den testade stimulansen. Basofilaktivering anses vara positiv för en stimulans om andelen CD63-positiva basofiler i närvaro av stimulansen dividerat med procentandelen CD63-positiva basofiler i den negativa kontrollen är högre än den cut-off som beräknats genom ROC-kurvanalys av data som erhållits från bekräftade allergiska patienter och friska givare.

BAT-prestanda gör det möjligt att skilja mellan IgE-beroende och IgE-oberoende basofilaktivering genom att analysera den hämmande effekten av wortmannin (WTM)16,174,175, en potent och specifik hämmare av fosfoinositid 3-kinas involverad i IgE-medierad basofilaktivering. Hämningsanalysen utförs genom att inkubera blod med WTM (1 μM) vid 37 °C i 5 minuter före inkubationen med stimulansen. För att bekräfta att BAT-hämningen med WTM är korrekt måste hämning av positiv kontroll anti-IgE men inte av positiv kontroll fMLP observeras.

Tyvärr finns det ingen standardisering mellan olika laboratorier när det gäller procedurer, koncentrationer och markörer. Framtida multicenterstudier krävs för att standardisera metoden för att jämföra resultat mellan centra och för att kliniskt standardisera och validera testet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Vi tackar Claudia Corazza för hennes ovärderliga engelskspråkiga stöd. Detta arbete stöddes av hälsoinstitutet "Carlos III" (ISCIII) från MINECO (bidrag som medfinansieras av ERUF: "Una manera de hacer Europa"; Bidrag nr PI20/01715; PI18/00095; PI17/01410; PI17/01318; PI17/01237 och RETIC ARADYAL RD16/0006/0001; Andalusiens regionala hälsoministerium (bidrag nr PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018; PE-0039-2018; PC-0098-2017; PI-0075-2017; PI-0241-2016). ID är en klinisk prövare (B-0001-2017) och AA har ett Senior Postdoctoral Contract (RH-0099-2020), båda stöds av andalusiska regionala hälsoministeriet (samfinansierat av ESF: "Andalucía se mueve con Europa").

Materials

Name Company Catalog Number Comments
5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube, without Cap, Nonsterile Corning 352008
APC anti-human CD193 (CCR3) Antibody BioLegend 310708
BD FACSCalibur Flow Cytometer BD Biosciences
Calcium chloride Sigma-Aldrich C1016
FITC anti-human CD63 Antibody BioLegend 353006
HEPES (1 M) Thermo-Fisher 15630106
Lysing Solution 10x concentrated BD Biosciences 349202
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
N-Formyl-Met-Leu-Phe Sigma-Aldrich F3506
PE anti-human CD203c (E-NPP3) Antibody BioLegend 324606
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9541
Purified Mouse Anti-Human IgE BD Biosciences 555857
Recombinant Human IL-3 R&D Systems 203-IL
Sheath Fluid BD Biosciences 342003
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
TUBE 9 mL LH Lithium Heparin Greiner Bio-One 455084
Tween 20 Sigma-Aldrich P1379

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  2. Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
  3. Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
  4. Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
  5. Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080 (2020).
  6. Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
  7. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
  8. Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
  9. Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
  10. Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
  11. Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
  12. Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
  13. Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
  14. De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
  15. Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
  16. Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
  17. Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
  18. Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
  19. Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
  20. Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
  21. Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
  22. Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
  23. Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
  24. Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
  25. Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
  26. Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
  27. Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
  28. Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
  29. Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
  30. Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7 (2017).
  31. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  32. Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
  33. Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
  34. De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
  35. Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
  36. Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
  37. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  38. Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
  39. Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
  40. Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
  41. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
  42. Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
  43. Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42 (2013).
  44. Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
  45. Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
  46. Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
  47. Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679 (2016).
  48. Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
  49. Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
  50. Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
  51. Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
  52. Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
  53. Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
  54. Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
  55. Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
  56. Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437 (2020).
  57. Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
  58. Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
  59. Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
  60. Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
  61. Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
  62. Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
  63. Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
  64. Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
  65. Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
  66. Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
  67. Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
  68. Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
  69. Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
  70. Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
  71. Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
  72. Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465 (2013).
  73. Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
  74. Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
  75. Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
  76. Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
  77. Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45 (2016).
  78. Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
  79. Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
  80. Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
  81. Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
  82. Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
  83. Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
  84. Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
  85. Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
  86. Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
  87. Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5 (2015).
  88. Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
  89. Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
  90. Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
  91. Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
  92. Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
  93. Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
  94. Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
  95. Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
  96. Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
  97. Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
  98. Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
  99. Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
  100. Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
  101. Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
  102. Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
  103. Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
  104. Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
  105. Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
  106. Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
  107. Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
  108. Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
  109. Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
  110. Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
  111. Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
  112. Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
  113. Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
  114. Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
  115. Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
  116. Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6 (2018).
  117. Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30 (2020).
  118. Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
  119. Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
  120. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
  121. Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
  122. Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
  123. Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
  124. Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842 (2011).
  125. Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
  126. Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
  127. Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
  128. Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
  129. Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
  130. Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897 (2006).
  131. Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
  132. Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
  133. Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
  134. Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
  135. Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
  136. Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
  137. Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
  138. Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
  139. Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
  140. Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9 (2005).
  141. Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
  142. Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
  143. Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
  144. Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
  145. Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
  146. Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
  147. Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19 (2012).
  148. Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
  149. Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
  150. Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
  151. Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
  152. Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
  153. Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
  154. Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
  155. Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
  156. Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
  157. Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
  158. Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
  159. Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
  160. Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
  161. Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
  162. Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
  163. Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
  164. Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
  165. Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
  166. Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11 (2016).
  167. Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
  168. Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
  169. Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
  170. Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204 (2010).
  171. Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
  172. Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
  173. Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
  174. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  175. Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845 (2016).

Tags

Medicin Utgåva 171 Basofil allergen läkemedel allergi diagnos in vitro-metod CD63 CD203c
Basofilaktiveringstest för allergidiagnos
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Doña, I., Ariza, A.,… More

Doña, I., Ariza, A., Fernández, T. D., Torres, M. J. Basophil Activation Test for Allergy Diagnosis. J. Vis. Exp. (171), e62600, doi:10.3791/62600 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter