Summary
我々は、心房筋症および心房細動(AF)を研究するために、ミニブタにおける滅菌心膜炎モデルを記述する。我々は、外科的および麻酔的技術、血管アクセスのための戦略、およびAFの誘導性を研究するためのプロトコルを提示する。
Abstract
心房細動(AF)は、心房の構造リモデリングによって引き起こされる最も一般的な不整脈であり、心房ミオパチーとも呼ばれる。現在の治療法は、電気的異常のみを標的とし、根底にある心房ミオパチーは標的としない。新規治療法の開発のためには、心房ミオパチーの再現性のある大型動物モデルが必要である。本稿では、アーチェナーミニブタにおける無菌心膜炎誘発性心房筋症のモデルを提示する。滅菌心膜炎は、滅菌タルカムを噴霧し、心房心外膜表面上に滅菌ガーゼの層を残すことによって誘導された。これは、心房ミオパチーの病態生理学の2つの重要な要素である炎症および線維症をもたらし、心房をAFの誘導を受けやすくした。2つのペースメーカー電極を各心房に心外膜に配置し、異なるメーカーの2つのペースメーカーに接続した。この戦略により、手術後の特定の時点でのAFの誘導性を決定するために、非侵襲的な心房プログラム刺激を繰り返すことが可能になった。AF誘導性を試験するために異なるプロトコールが用いられた。このモデルの利点は、AF誘導性および炎症および線維症の迅速な誘導(どちらも心房ミオパチーに存在する)およびその再現性を有する、その臨床的関連性である。このモデルは、心房ミオパチーおよびAFを標的とする新規治療法の開発に有用であろう。
Introduction
心房細動(AF)は、最も一般的な心臓不整脈であり、有意な罹患率、死亡率、および医療費につながる1。多くの場合、AFは、心房の構造的、電気的、自律的、および収縮性リモデリングによって定義される、根底にある心房ミオパチーの電気的症状にすぎない。この心房ミオパチーは、AFおよび脳卒中2,3をもたらし得る。ほとんどの治療法は電気的リモデリングのみを標的とし、心房の根底にある構造変化(炎症および線維症)を標的としていない4,5,6,7。これはおそらく、現在の治療法が、特により進行した心房ミオパチー8において、わずかにしか効果がない理由の1つです。
再現性のある動物モデルは、心房ミオパチーに存在する炎症および線維症を標的とするために極めて重要である。心房頻脈モデルは、いくつかの大型動物種9、10、11、12で開発されている。これらのモデルでは、心房組織は、電気的、そして最終的には構造的変化を誘発するために、長期間にわたって連続的にペースを合わせられる。頻脈モデルの主な欠点は、心房ミオパチーの構造的徴候が現れるまでの長い期間と、心房ミオパチーの前に電気的異常が発症する臨床症候群にのみ関連することである。理論上のリスクは、長期追跡期間中の線維症によるペーシングリード障害である9。
滅菌心膜炎のモデルにおいて、滅菌タルカムが心房の心外膜表面上に噴霧され、急性炎症および線維化反応を誘発し、心房ミオパチー13、14をもたらす。ブタはヒトの心臓解剖学的および生理学的類似性を有し、したがってブタモデルは高い翻訳的関連性を有する。ミニブタを使用する利点は、従来のブタ株よりもサイズが小さいため取り扱いが容易であり、体重の大幅な増加なしに長期間維持できることです10。これらすべての理由により、ミニブタの滅菌心膜炎は、心房ミオパチーおよび細動の調査のための優れたモデルとなる。このプロトコルとビデオは、異なる研究施設でのこのモデルのセットアップを容易にし、AFの誘導性を研究するためのプロトコルを標準化することを目的としています。
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Protocol
このプロトコルは、アントワープ大学動物実験倫理委員会(ケース番号2019-29)によって承認されており、アントワープ大学の動物ケアガイドラインに準拠しています。体重約20kgの生後6ヶ月のAachenerミニブタ17頭(雄、去勢)がこの研究のために選択された。
1.薬と麻酔
- 前投薬
- 豚が12時間絶食しているが、水への無制限のアクセスがあることを確認してください。
- 鎮静のために、1回の筋肉内注射で以下を投与する:アトロピン0.05mg / kg、ケタミン10mg / kg、ミダゾラム0.5mg / kg。
- ブタが意識を失った後(投与後約10分)のブタの正確な体重を決定する。豚を手術室に運ぶ。
- 豚を加熱パッドの上に置きます。
- ECGモニタリング、パルスオキシメータを適用し、初期温度測定を実行します。
- 針越しカテーテル(22G)を辺縁耳静脈または外伏在静脈に挿入する。
- 麻酔
- 麻酔の誘導のために、挿管を開始する前にプロポフォールのボーラス(1〜4mg / kg IV)を投与する。表在性麻酔が認められた場合は、ミダゾラム0.2mg / kg IVの余分なボーラスを投与し、〜5分後に挿管に進む。
- 挿管
- 豚を臆病な姿勢に置きます。
- 助手に、ガーゼの2つのスリングおよび/またはマウススプレッダーを使用して動物の口を開いたままにするように依頼する。2mLの無針注射器で喉頭に1mL(10mg)のリドカインをスプレーし、喉頭を脱感作するまで30〜60秒待ってから続けます。
- 喉頭鏡を用いて内径6.5mmの気管内チューブ(ETT)を置く。喉頭鏡を使用して視覚化し、喉頭蓋を軟口蓋から置き換え、より良い操作のためにETTにスタイレットを配置します。
注:豚の口は大きく開くことができず、鼻先から喉頭までの距離は長いです。したがって、 リマ声門の 可視化は限られている。したがって、ETT とスタイレットは視覚化に役立ちます。
- 人工呼吸器を接続するときは、必要に応じて補助薬を投与してください:ミダゾラム0.5mg / kg IVおよび/またはアルフェンタニル30μg/ kg IV。
- 次の換気装置設定を使用します:10 mL / kgの事前設定された一回換気量で、11-15 cmH 2 0のピーク吸気圧(PIP)、2-5cmH 2 0の正の呼気終末圧PEEP;呼吸数:12-16 Brpmで、潮汐終末CO2(ETCO2)を35-45mmHgの間で維持する。FiO2:50%(飽和が100%のときに減少する);セボフルラン2.5%。
- 鎮痛のために、アルフェンタニル0.5-1μg·(キロ·分)△1 クリ。
- 10mL/kgの血漿溶液3〜5mL·(キロ·h)血液 量減少による低血圧を矯正するために10〜20分にわたって-1。
- 1gのセファゾリンIVを投与する。手術の2時間ごとに、余分な500mgのセファゾリンIVを投与する。
メモ:手術室で手元にある緊急治療薬の概要については、 表1を参照してください。膀胱カテーテル法は雄豚では困難であり、一般に、この手順には必要ありません。 - 動物の胸部と首の領域を剃ります。
- 麻酔中の乾燥や目の刺激を防ぐために、目に獣医軟膏を塗布してください。
- 重要なパラメータを継続的に監視します。顎の緊張が弛緩しているかどうか、眼瞼反射が存在しないかどうか、目が回転しているかどうか、および興奮の行動徴候がないかどうかを評価することによって、少なくとも10分ごとに麻酔の深さをチェックする。粘膜の色と毛細血管補充時間を確認し、組織灌流を評価した。すべてのデータを、投与されたすべての薬とともに、個々の麻酔薬チャートに記録します。
- 動脈線の配置
- 圧力伝導システムを準備します。5000IUのヘパリンを0.9%NaClの500mLのIVバッグに加える。
- 動物を仰臥位に戻す。脚を伸ばし、頸動脈設定の血管プローブで超音波を使用して大腿動脈を見つけます。鼠径部をクロルヘキシジンで消毒する。超音波プローブの滅菌にウムニウムを使用し(または滅菌トランスデューサカバーを使用)、滅菌手袋を使用して防腐技術を保証します。
- 超音波ガイダンスを使用して大腿動脈を穿刺する。セルディンガー法を使用して3 Frシースを挿入します。
注:大腿動脈の直径が小さいため、アシスタントに針にガイドワイヤーを挿入させると便利です。超音波プローブを持ち上げる動作だけで、針先が脱臼することがあります。 - 縫合糸でシースを固定する。シースを探触子に接続し、フラッシュします。リアルタイムで動脈血圧を監視します。
2. 手術
- 準備
- 動物が安定した位置で仰臥位であることを確認してください。安定性を高めるために、動物を支えるために、予め温められたIVバッグをパラ脊髄位置に置きます。
- 電気焼灼の接地プレートを動物の下に置きます。少量の超音波ゲルを使用して、皮膚との適切な接触を確保してください。
- 皮膚製剤:首、上肢、前胸郭、腹部の上部、鼠径部およびECG電極部位の動物を剃る。アルコール70%、ヨウ素2%と交互に3回スクラブを行い、皮膚を適切に消毒します。
- 滅菌ドレープを置きます。動物の爪も滅菌シートや手袋で包んでください。滅菌ガーゼを使用してそれらを撤回します。
- 無菌状態を確実にするために、手術領域を滅菌外科用カバーでドレープし、滅菌器具を使用し、皮膚が閉鎖されるまで滅菌条件下で作業する。
注:手順全体を通して、外科医はヘアキャップ、マウスマスク、手術用ガウン、滅菌手袋を着用しなければなりません。
- 永久中心静脈カテーテル(CVC)の外科的配置
- 胸鎖乳突筋の内側境界の溝に5cmの切開を行う。内頸静脈に達するまで鈍く解剖する。
- 静脈の周りの線維組織を除去し、所望のカテーテル挿入部位の周囲にプロリーン6−0を有する正方形の縫合糸(円を形成する3〜4本の縫合糸)を配置して血管制御を得る。
- セルディンガー法を用いて、3フレンチトリプルルーメンCVCで内頸静脈をカニューレ化する。カテーテルの周りのプロリーン6-0縫合糸を締め付けます。
- カテーテルのハンドルを胸鎖乳突筋に固定する。
- 3つのカテーテルルミナを別々にトンネルする:大きな一対の鈍い解剖はさみを使用してトンネルを作成し、非外傷性クランプがカテーテルルミナをトンネルを通して引っ張る。 カテーテルの端を皮膚にしっかりと取り付け、無針注射口に装着します。カテーテルルミナの出口部位は、皮膚の下のカテーテルの最大軌道長を確保するために、耳の後ろに位置し、切開部位からできるだけ離れている。
- 切開部位を2層に分けて閉じる。
- 胸骨切除術
- 胸骨が明らかになるまで、胸骨のマヌブリウムから剣状突起の3cm下まで中央切開を行う。
- 剣状突起から尾状に鈍く解剖する。胸骨の内臓側に指を置き、内臓胸骨表面に続いてできるだけ結合組織を除去します。
注:結腸切除術中に心筋損傷を防ぐために結合組織が除去される。 - 胸骨のこぎりを使用して胸骨を切断します。すべての出血部位を制御します。胸骨スプレッダーを使用して、胸腔へのアクセスを拡大します。胸膜を傷つけないでください。
- 心膜を慎重に開き、懸濁縫合糸を使用して手術野から遠ざけてください。
- ペースメーカーのリード配置( 図1参照)
- ペースメーカーのリードを左心房に置きます。
- リード線の固定ネジの伸縮機構をテストします。次に、先端を(湾曲した)鉗子の上に置き、必要に応じてスタイレットを60°湾曲させます。
- 左心室に圧縮を入れ、左心房が見えるようにそっと脇に引っ張ります。
注:心室への圧力はすぐに低血圧を引き起こします。麻酔科医がCVCを介して低用量ノルエピネフリンでこれを予測していることを確認してください。 平均血圧が>20秒間40mmHgを下回ったら心室を解放します。動物の血圧が正常化した場合にのみ進行します。 - 左心房を可視化したら、リード先端を左心房自由壁にしっかりと、できるだけ肺静脈に近づけ、心室からできるだけ遠ざける。心房組織に螺旋を伸ばすことによってそれをねじ込む、好ましくはわずかな傾きを有する。できるだけ早くこれを行い、すぐに左心室の圧力を解放します。
- プログラム可能な電気刺激器またはペースメーカープログラマを使用して、リード線の検出およびペーシングスレッショルドおよびインピーダンスを測定します。高電圧(10V)でのペーシング時に心室オーバーキャプチャ(ECG上の広いQRS)がないことを確認してください。満足できない場合は、リードのらせんを引っ込めて、ステップ 2.4.1.1 からやり直します。
メモ: 通常のペーシングスレッショルドは <1 V、パルス幅は 0.5 ms (通常は 0.5 V @0.5 ms) です。
- ペースメーカーのリードを右心房に配置し、左心房リードの配置と完全に類似しています。
- 両方のリードが正中線に胸郭を離れることを確認してください。左心房リードは、剣状突起から左脇腹への腹部皮下脂肪を通ってトンネルされなければならず、右心房リードは右脇腹にトンネルされなければならない。
- 豚の左右の側面にある皮下脂肪にペースメーカーのポケットを作ります。ペースメーカーをリードに接続し、ポケットの中に入れます。左心房リード線(ペーシングを可能にするため)でバーストペーシングを実行できるペースメーカー(ペーシングを可能にするため)と、別のメーカーのペースメーカー(両方のペースメーカーを同時に読み上げながらクロストークを避けるため)を右心房リード(センシングを可能にするため)に接続します。古典的な単一の縫合糸で2層で閉じ、Vicryl 1-0で内層、メルシレン0で外層を閉じます。
- ペースメーカーのリードを左心房に置きます。
- 滅菌心膜炎の誘発
- 心室をそっと脇に引いて、再び心房を露出させます。ガーゼで心室を覆います(そして後でガーゼを取り除きます)。
- パックに含まれているディスペンサーを使用して、両方の心房の心外膜表面上に滅菌タルカムをスプレーする。徐脈と低血圧がこの操作に従うので、約1分後に自発的に回復するのに十分な時間を心臓に与えてください。必要に応じて、ノルエピネフリン滴を開始または増加させる(注入速度)。
- 両方の心房の心外膜表面に滅菌ガーゼ(5cm x 5cm)の1つの層を残します:1つの部分の左と1つの右。
- 閉鎖を開始する前に、ペースメーカーのリードの位置を最後にもう一度確認してください。
- 胸を閉じる
- 縦隔に排水管を残し、皮膚表面にトンネルを通す。ドレインを滅菌真空ジャーに接続します。皮膚の最初の層が閉じているときに接続を開きます(空気漏れを避けるため)。動物を厩舎に戻すときは排水溝を取り外します。
- プロリーン6-0で心膜を閉じます。
- ステンレス鋼線で古典的なセルクラージュ技術を使用して胸骨を閉じます。
- 再吸収可能な糸で2つの層でサブキューティを閉じます。
- 5mLの0.5%ブピバカインを皮膚に浸潤させることによって胸骨ブロックを行う。骨膜に浸潤するために胸骨との骨接触を確実にする。
注:あるいは、胸骨の切開前に胸骨ブロックを行うことによって、先制鎮痛を使用する方がさらに良いかもしれません。 - 再吸収可能な糸を使用して連続的な皮内縫合糸で皮膚を閉じる。
3. 術後ケア
- 徐々に、動物の皮膚を閉じながらすべての鎮静剤をオフにします。
- 体温、換気と気道の開存性、酸素化、血行動態パラメータを注意深く監視しながら、動物を手術室に保管してください。
- 処置中に頻繁に起こる体温の大幅な低下のために、毛布、加熱パッド、およびホットパックを使用して動物を暖かく保ちます。回復中、特に震えが認められたときに酸素を供給します。
- 術後鎮痛のために50μg/hのフェンタニルパッチを塗布する。フェンタニルパッチが有効になるまでに6〜8時間の遅延があるため、この期間を橋渡しするためにモルヒネ0.05〜0.1mg / kgを皮下に投与する。
- 動物が安定しているとき, 体温の上昇を示しています;その頭を持ち上げることができます。嚥下している。正常な眼反射を示す。ETTを所定の位置に置かず、上気道閉塞の兆候なしに、自発的に、自由に、そして深く呼吸している。それはペンに戻すことができます。回復段階中に加熱する手段(例えば、赤外線ランプ、加熱マット、毛布)を提供する。
注:呼吸停止の可能性があるので、たとえ麻薬の中止から数時間後であっても、 動物をペンに戻すことは避けてください 。 - 動物の検診を行う:術後最初の1時間は15分ごとに、その後、動物が快適でない場合は最初の4〜6時間またはそれ以上頻繁に1時間ごとに行う。動物が痛みの徴候を示したら、それが快適になるまで2時間ごとに0.025〜0.05mg / kgの補助モルヒネを皮下投与する。手術後1gのセファゾリン8および16時間投与する。
注:疼痛評価は、態度、行動(立っている、食べる、飲む)、および愚痴などの主観的な要素で構成されています。痛みの客観的な徴候は、心拍数の上昇、呼吸数の上昇、および表在呼吸である。動物は24時間以内に通常の状態と行動に戻ります。手術後3日目にフェンタニルパッチを取り外します。
4. AF誘導のための心房タキペーシング
- ケタミン10mg / kgおよびミダゾラム0.5mg / kgを筋肉内(アトロピンなし)に注射し、十分なレベルの鎮静に達するまで待つ。
- フォローアップのために豚をもう一度計量してください。動物を拘束スリングに入れ、手術室に持って行きます。
- ECGと酸素飽和度モニタリングを取り付け、プログラマーの頭を対応するペースメーカーの上に置きます。ペースメーカーに問い合わせる。
- ペースメーカーの設定で自発的なAFの発生を確認してください。デュアルチャンバーペースメーカーを使用する場合は、心室リード警告を探します。
- インピーダンス、検出、ペーシングのしきい値を決定します。電気生理学(EP)研究を行うときは、常に閾値電圧の2倍でペースを上げ、実験中の電圧閾値の上昇に注意してください。
- 心房有効耐火期間(AERP)を、バーストペーシング中に1:1キャプチャが維持される最短サイクル長で近似して決定します。
注:この方法は臨床AERP決定とは異なりますが、このプロトコルにより関連しています。 - ペーシングスパイクの開始から右心房リードの心房脱分極までの時間を測定することにより、左心房リードと右心房リード間の伝導時間を決定します。
- 最初のプロトコルでは、サイクル長がAERP + 30msで20秒間バーストペースを適用します。ペーシングの停止後、AFの存在を確認し、エピソードがどれくらい続くかを測定します。各ペーシングセッションの間に少なくとも5秒間一時停止し、洞調律心拍数がベースラインに回復するまで待ちます。これを≥10回繰り返します。AF誘導性の表示をパーセンテージで表示し、AFを誘導する試みの総量に対する「成功した」試行の割合に注意してください。
注:5秒>エピソードのみが関連していると見なされます。 - 2 番目のプロトコルでは、AERP + 20 ミリ秒のサイクル長から始めて、20 秒間のバースト ペースを適用します。次のバースト中に、1:1 キャプチャで最小サイクル長になるまでサイクル長を短くします。これを少なくとも 10 回繰り返します。AF持続時間とAF誘導性に注意してください。
- 3 番目のプロトコルでは、50 Hz で 5 秒間バースト ペースを適用します。これを少なくとも 10 回繰り返します。AF持続時間とAF誘導性に注意してください。
- 動物を目覚めさせるか、他の手順(心エコー検査、治療、採血など)を続行させる
5. 安楽死
- 1ヶ月間続いた実験の後、動物はIVペントバルビタール(50mg / kg、IV)の過剰摂取で安楽死させられる。安楽死の人道的エンドポイントは、適切な治療にもかかわらず、重度の痛みや不快感の兆候が持続していた。これは毎日臨床的に評価されます:憂慮すべき徴候には、高血圧、頻脈、呼吸数の増加、行動変化(落ち着きのなさ、固定化、発声)、顎の締め付けが含まれます。
6. シャム手術
- 心房上膜の上にタルカムを噴霧したり、滅菌ガーゼの層を残したりすることなく、同じプロトコルを実行します。
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Representative Results
罹患率および死亡率:
Aachenerミニブタの無菌心膜炎のこのモデルの開発を開始したとき、我々は17頭のブタのうち4頭(23.5%)の周術期死亡率に気づいた:4人のうち3人の死亡は「学習曲線効果」のために最初の6回の手術で発生した。病因は以下の通りであった:術後の呼吸停止のために2匹のブタが死亡した。この問題は、アルフェンタニルの用量を減らすことによって解決された。1頭のブタは、最初のペーシングセッション中の心室細動のために死亡し、1匹はペーシングリードの試験中に死亡した:これは、左心房リードが心室に近すぎたため、心室のオーバーキャプチャによるものであった。追跡期間中、すべての動物は犠牲になるまで生き残った。さらに、不快感の徴候は術後24時間で消失した。この時間が経過しても不快感の兆候が続く場合、研究者は合併症を疑うべきである。
ペーシングのプロパティ:
実験中に、左心房リード線の電圧スレッショルドとインピーダンスの漸進的な増加が観察されました(図2A)。しかし、これは動物によって異なり、捕獲されないことにつながることはありませんでした。AF誘導能は、手術後2週間で平均して〜25%まで増加し始めた。「AERP + 30ms」プロトコルは最も効果的ではなく、AF誘導性〜10%を示した。低めのペーシングと50Hzのバーストペーシングにより、AF誘導性が約40%向上しました(図2B)。
組織学：
図3は、無菌心膜炎動物における間質/血管周囲線維症の高レベルを偽物と比較して示している。
図1:ペーシングリードの実験的なセットアップ 心房頻脈のためのペースメーカーは、左心房にねじ込まれたリードに接続されている。同様に、右心房筋電図を感知するためのペースメーカーは、ブタの右心房にねじ込まれたリード線に接続されている。略語: EGM = 電報。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:時間の経過に伴う電気生理学パラメータの進化 。(A)リードインピーダンスは時間の経過とともに増加し、線維症の増加を示す(n = 6)。エラーバーは標準偏差を示す。(B) デクレメンタル ペーシングおよび 50 Hz バースト ペーシング プロトコルは、AERP + 30 ms ペーシング プロトコルよりも成功しています。AF誘導能(B)およびAF持続時間(C)は、手術後2週間にわたって増加する(n=4)。(d)左心房ペースメーカーの心房電図の例。上:50Hzバーストペーシングの5秒後の心房細動のエピソードの誘導。下:AFは50Hzのバーストペーシング後に誘導されなかった。略語: AF = 心房細動;AERP = 心房有効耐火期間。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:無菌心膜炎動物における間質性/血管周囲線維症と偽物との比較 (A)左:左心房組織のマッソンによるトリクローム染色。青色=線維性組織。無菌性心膜炎は、偽の手術よりも心房組織においてより多くの血管周囲および間質性線維症を誘発する。上:4倍の倍率。スケールバー = 500 μm。下:20倍の倍率。ImageJソフトウェアを用いた心筋領域全体に対する青色領域の%の盲検定量は、偽群(n=4)で8.84±0.95%、滅菌心膜炎群(n = 3;p = 0.0022、不対 t検定;平均±SDで13.16±1.03%を示す)。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
| 緊急治療薬 | 表示 | 線量(ボーラス) | 用量(連続注入) |
| アドレナリン | 重度の低血圧、アナフィラキシーショック、蘇生などの生命を脅かす状況 | 15 μg/キログラム | 0.05-1 μg·(キロ·分)△1 |
| アミオダロン | 蘇生、心室性不整脈 | 7.5 ミリグラム/キログラム | 15ミリグラム·(キログラム·24時間)△1 |
| アトラクリウム | 神経筋遮断剤 | 0.75 ミリグラム/キログラム | 1ミリグラム·(キロ·h)△1 |
| アトロピン | 徐脈とCPR | 0.02-0.05 ミリグラム/キログラムのIM, SC, IV | |
| クロニジン | 悪性温熱療法/高血圧 | 0.06 μg/キログラム | |
| ジゴキシン | 速い心室反応を伴うAF | 12.5 μg/キログラム | |
| ドブタミン | 心原性ショック、低血圧 | 2.5 -10 μg·(キロ·分)△1 | |
| メトプロロール | 速い心室反応を伴うAF | 50-250 μg/kg | |
| ニトログリセリン | 悪性温熱療法/高血圧 | 50 μg/キログラム | 0.45ミリグラム·(キロ·h)△1 |
| ノルアドレナリン | 低血圧 | 0.05-1 μg·(キロ·分)△1 | |
| 電気除細動 | 持続的な心室性不整脈 | 50–150 J DC 二相性 |
表1:適応症および投与量を含む緊急薬は、手術中に利用可能である15,16,17。 略語:CPR =心肺蘇生;AF = 心房細動。
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Discussion
信頼性の高い大型動物モデルは、心房ミオパチーおよびAFの研究およびAFの新規治療法の開発にとって大きな資産である。心房心膜へのペースメーカーリードの移植は、小動物では困難である縦断的なフォローアップおよび反復的な電気生理学的検査を可能にした。ミニブタは扱いやすく、その心臓は構造的にも生理的にも人間の心臓10に類似している。
滅菌心膜炎モデルは、カスタマイズされたプログラムされたペースメーカーを必要としないため、連続心房頻脈と比較して比較的簡単です。このモデルで誘導された病態生理学はまた、炎症および線維症がAF2の誘導に先行するため、ヒトでしばしば観察される病態生理学とより密接に類似している。AFが心室機能障害または僧帽弁逆流に続発する他のモデルは、発症がより複雑になる傾向があり、非心房原発性疾患の存在は、治療介入によって誘発される効果の解釈を混乱させる。
我々の知る限りでは、Schwartzmanら14 は、ブタに無菌性心膜炎を誘発した唯一の他の研究者であった。その研究では、AF誘導率は手術直後(10%)が高く、術後1週間後には80%に上昇した。対照的に、AF誘導性は2週間後にのみ上昇し、我々のモデルでは40%を超えなかった。考えられる説明は、豚の高齢と体重の増加、および彼らが使用したタルカム線量の増加であり、それは彼らのモデルをより鋭く攻撃的なモデルにします。タルカム線量の低下と若い動物も、おそらくAF誘導率が後で上昇し、この研究で低い理由でもあります。
このプロトコルを円滑に実行するためには、経験豊富な(心臓)外科医および動物麻酔科医が関与すべきである。外科的には、ミニブタの解剖学は人間の解剖学的構造に近いです。プロトコルに記載されているように、動脈カテーテルの超音波誘導配置は、手順を侵襲性、痛み、および時間のかかるものにする18。
プロジェクトの初期段階では、ペーシングリードを動物の背中にトンネリングし、プログラム可能な外部心臓刺激装置に接続するために外部化されました( 材料表を参照)。しかし、これらのリードの厳格な固定にもかかわらず、それらはしばしば動物自身によって抽出され、そしていくつかのリードは感染し、化膿性心膜炎につながった。したがって、この戦略は、記述された2ペースメーカー戦略に適応した。重要なステップは、挿管、中心静脈カテーテルの配置、ペーシングリード移植、および麻酔後の回復である。
麻酔薬の主な懸念事項は、操作によって引き起こされる低血圧、低体温、および心臓不整脈である。これらは、流体ボーラスおよびノルエピネフリン、加熱パッド、および緊急薬および除細動器の存在を投与することによって、注意深く監視および管理されなければならない。いくつかのヒントとコツは、迅速かつ完全な回復を確実にするための監督された術後回復(忍耐を必要とする)と温度管理の重要性に重点を置いて、プロトコル全体に含まれています。鎮静から抜管までの処置の長さは3〜6時間の範囲である。
現在のプロトコルにはいくつかの制限があります。他の大型動物モデルと同様に、大きな制限は全体的なコストです。動物や手術室の設備を収容するための特殊なインフラに多額の投資をしなければなりません。動物や消耗品も高価です。それにもかかわらず、滅菌心膜炎モデルは、持続時間が短く、ペースメーカーに変更を加える必要がないため、心房頻脈モデルよりも実質的に安価である。小動物モデルと比較して、本プロトコールも労働集約的であり、達成可能な全体的な N値を制限している。しかし、このモデルは、心房のサイズが大きいことと、解剖学的および生理学的にヒトのそれに近いことに基づいて、より高い翻訳値を有する。
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Disclosures
著者の誰も開示する利益相反を持っていません。
Acknowledgments
この研究は、アントワープ大学の Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO)研究助成金(PID34923)と Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA)助成金(PID36444)によって支援されました。上級臨床研究者フェローシップ(VFSへ)およびフランダース科学研究基金の研究助成金(出願番号1842219N、G021019N、G0D0520N、およびG021420N)による。ERA.Net RUS Plusの研究助成金(2018年、プロジェクトコンソーシアム278)による。 Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) grant (20-VLIR-iBOF-027)ペースメーカーのリードの大部分を後援してくれたアボットとボストン・サイエンティフィック、ペースメーカーのプログラマーの融資に協力してくれたメドトロニックとバイオトロニックに感謝します。アントワープ大学の動物施設の動物スタッフの動物の世話に感謝します。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
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