Summary
Este protocolo apresenta uma nova técnica cirúrgica de transplante de rim de camundongos com foco em uma estratégia de anastomose arterial modificada. Uma técnica de sutura vascular, incluindo um método simples e mais seguro de anastomose ureter-bexiga também é apresentada. Essas modificações reduzem o tempo de operação e melhoram a taxa de sucesso do procedimento de transplante renal do camundongo.
Abstract
O transplante de rim em camundongos é um procedimento cirúrgico complicado e desafiador. Há muito poucas publicações demonstrando os principais passos desta operação. Por isso, este artigo introduz a técnica e aponta as ressalvas cirúrgicas associadas a esta operação. Além disso, modificações importantes em relação ao procedimento convencional são demonstradas. Em primeiro lugar, um pedaço da aorta abdominal é cortado e preparado para que as bifurcações proximais da artéria renal, incluindo a artéria ureteral sejam transectadas juntamente com o rim doador em bloco. Isso reduz o risco de necrose ureter e evita o desenvolvimento de uma oclusão do trato urinário. Em segundo lugar, demonstra-se um novo método de anastomose vascular que permite ao operador aumentar ou diminuir flexívelmente o tamanho da anastomose após a reinfusão do transplante renal. Isso evita o desenvolvimento de restrições de vasos e sangramento intraabdominal. Em terceiro lugar, é mostrada uma técnica que possibilite a anastomose do delicado doador e da bexiga receptora que não causa um trauma. A adoção deste protocolo pode reduzir o tempo de operação e reduzir os danos à bexiga do receptor, aumentando significativamente a taxa de sucesso da operação para os camundongos receptores.
Introduction
Desde que Sakowitz et al. desenvolveram modelos de transplante de rim em 1973 pela primeira vez1, provou-se como uma importante ferramenta experimental para estudar os mecanismos de lesão isquêmica de transplante e rejeição aoimune, bem como para o desenvolvimento de novos tratamentos destinados a prolongar a sobrevivência do aléxico e possivelmente para alcançar a tolerância imunológica. No entanto, a técnica cirúrgica tem se mostrado complexa e muito exigente, às vezes tendo complicações como restrições anastomóticas vasculares que levam à insuficiência pré-renal não imunológica2, falha pós-renal causada por isquemia e necrose subsequente do ureter transplantado, restrições da anastomose do ureter transplantado e/ou bexiga de urina do receptor levando a uma interrupção do fluxo urinário. Todas essas são as razões pelas quais o transplante renal em camundongos não foi desenvolvido e, portanto, não é amplamente utilizado. Estabelecer um modelo eficaz e de longo prazo de transplante de rim de camundongos estáveis sem complicações vasculares e do trato urinário ainda tem significado insubstituível para muitos estudos no campo do transplante com foco nas doenças imunológicas renais mediadas, mas também infecciosas3. Além disso, em comparação com outros transplantes de órgãos em modelos murinos como transplante de pulmão, coração e intestinal 4,5, o modelo de transplante de rim de camundongos oferece uma chance de estudar a sobrevivência a longo prazo mesmo no cenário de grande disparidade de antígenos de histocompatibilidade 3,6. Também foi demonstrado que no mesmo cenário de combinações de cepas doador-receptores diferentes transplantes de órgãos, como coração ou rim, são caracterizados por diferentes dinâmicas e inícios de rejeição de alusores3. Além disso, do ponto de vista nefrológico, é um modelo mais adequado para estudar mecanismos de regulação imunológica mediados parênquim no contexto de eventos de rejeição aguda e crônica do que simples experimentos de transplante de pele.
Com base em relatórios anteriores sobre a técnica cirúrgica de transplante de rim em camundongos 3,7,8,9, demonstramos aqui as seguintes melhorias confiáveis que foram aplicadas com sucesso nos últimos 10 anos dentro do nosso grupo 10,11,12: Em primeiro lugar, a artéria ureteral é conservada com segurança à medida que a artéria renal é resseccionada en bloc juntamente com a respectiva parte da aorta abdominal. Em segundo lugar, uma técnica nova, simples e rápida de uma anastomose vascular sem nó em que o ponto final da anastomose não está amarrado com a extremidade da gravata superior como a abordagem tradicional, mas permanece livre. Esta técnica permite aumentar ou diminuir o tamanho da anastomose após a reperfusão renal para evitar a rigidridade do vaso e sangramento intraabdominal. Em terceiro lugar, agulhas de seringa de 21 G e 30 G foram utilizadas como ferramenta auxiliar de orientação de punção para implantar o ureter doador na parede da bexiga do receptor, reduzindo os danos à bexiga do receptor e facilitando a formação de anastomose livre de estritos.
Neste relatório, também comparamos a técnica tradicional e amplamente utilizada com a modificada que está estabelecida em nosso laboratório e não encontrou diferença significativa no grau de atrofia tubular renal e fibrose intersticial de tecido renal. Em estudos anteriores, também comparamos os resultados desta nova técnica com o método convencional em termos de sangramento local, trombose, tempo para a realização da anastomose do vaso e taxa de sobrevivência. Foram encontradas melhorias como reduções significativas de eventos locais de trombose (1,1% versus 6,6%), tempo reduzido para o procedimento de anstomose e sobrevida sintética de enxerto renal altamente reprodutível a longo prazo (95% versus 84% com a abordagem clássica)10.
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Protocol
Todos os experimentos em animais foram realizados de acordo com as diretrizes da diretiva 2010/63/UE do Parlamento Europeu sobre proteção de animais usados para fins científicos (Cartão de ética animal: Baixo Ministério da Proteção e Segurança de Drogas da Saxônia, nº 33.9-42502-04-11/0492). Realizar procedimentos utilizando instrumentos cirúrgicos e consumíveis estéreis (autoclaved) e tentar manter a área de operação o mais estéril possível.
NOTA: Os camundongos machos C57BL/6J serviram como doadores e receptores (modelo de transplante sintérico), enquanto os camundongos Balb/c serviram como receptores de aoenxerto renal (modelo para estudar o modelo de rejeição de aoenxerto agudo9). Os camundongos tinham entre 8 e 12 semanas, pesavam ~25-30 g no transplante e estavam alojados em condições padrão. Os dados relatados neste manuscrito foram gerados por quatro cirurgiões experientes em cirurgia de camundongos.
1. Etapas preparatórias
- Para cirurgia, use um conjunto de instrumentos microscópicos, incluindo uma micro-tesoura, micro-fórceps, um suporte de agulha, grampos micro hemostáticos e uma caneta eletrocirúrgica. Realize suturas usando monofilamento de nylon 7/0er, 10/0er ou 4/0er.
- Para anestesia, coloque o rato na caixa para inalação de isoflurane (2%) para cerca de 40-60 s, a fim de induzir a inconsciência.
- Uma vez que o mouse é anestesiado, pese o mouse.
- De acordo com o peso do camundongo, aplique uma injeção intraperitoneal de cetamina (100 mg/kg) + xilazina (10 mg/kg) + acepromazina (2 mg/kg) para anestesiar o rato13. Confirme se o mouse está anestesiado observando a falta de resposta a uma pitada de dedo do dedo do dedo.
- Quando a anestesia tiver efeito, corte a pele abdominal. Em seguida, fixar o mouse na mesa de operação imobilizando livremente os membros com uma fita de mascaramento estéril.
- Desinfete o abdômen do rato depois de colocar o rato na mesa de operação. Realize a desinfecção usando um esfoliante alternado de iodeto de povidone (iodophor) e álcool, três vezes (use padrão concêntrico, comece a esfregar no meio do abdômen e se mova para fora), e depois drape corretamente o rato usando uma toalha cirúrgica fenestrada.
- Aplique pomada ocular e mantenha a esterilidade durante todo o procedimento.
NOTA: Os antibióticos não são recomendados durante todo o procedimento, pois essas substâncias podem influenciar as respostas imunológicas.
2. Procedimento de operação do doador
- Use uma tesoura para cortar a pele e realizar uma incisão abdominal cruzada de cerca de 3-4 cm. Corte os músculos da parede abdominal. Cubra e afaste cautelosamente as vísceras com uma gaze salina absorída.
- Use um cotonete para remover suavemente os intestinos, estômago e baço em direção ao lado direito (do ponto de vista do rato), cubra e afaste cautelosamente as vísceras com uma gaze salina.
- Use micro fórceps para expor o rim esquerdo, arta e veia cava inferior (IVC).
- Use um lápis eletrocirúrgico para cauterizar as veias lombares esquerdas, incluindo seus ramos subjacentes e outros pequenos vasos, juntamente com o vaso adrenal esquerdo, cuidadosamente.
- Use micro tesouras e fórceps para dissecar o ureter esquerdo e mobilizá-lo cautelosamente do tecido circundante. Corte limpo perto da bexiga urinária. Mobilize a região aórtica entre as artérias renais esquerda e direita com aproximadamente 2 mm de comprimento.
- Use micro fórceps para separar a veia cava inferior infrarenal (IVC) e a aorta, e então use fórceps curvos para passar sob a aorta para colocar uma gravata solta de 7-0 sutura de seda ao redor deste vaso.
- Fixar cruzadamente a área da aorta abaixo da artéria renal direita e a veia cava inferior (IVC) utilizando dois grampos microvasculares de 5 mm.
- Transecte a veia renal esquerda da veia cava.
- Use uma seringa para lavar a aorta com 1 mL de solução salina de heparina (60 U/mL).
- Use micro fórceps para apertar a ligadura aplicada na etapa 2.5. Em seguida, corte a aorta abaixo da ligadura, bem como abaixo do grampo proximal. Com isso, as bifurcações proximais da artéria renal (por favor, note que a abertura arterial deve ser cortada ordenadamente, caso contrário afetará a anastomose) e a artéria ureteral são incluídas e transectadas em bloco. Prepare-se cuidadosamente, para que a delicada artéria ureteral esteja completamente preservada.
- Use o lápis eletrocirúrgico e fórceps para libertar o rim esquerdo e os vasos associados completamente cauterizando cautelosamente todo o tecido circundante. Retire o rim e guarde-o em solução salina a 4 °C.
- Eutanize o rato doador anestesiado por decapitação.
3. Procedimento de operação do destinatário
- Realize as etapas cirúrgicas iniciais (incluindo anestesia e esterilização, veja as etapas 1.1 a 1.7) conforme descrito para o rato doador.
- Use uma tesoura para abrir o abdômen através de uma incisão mediana (cerca de 2,5 cm de comprimento) e, em seguida, cubra os órgãos abdominais com uma gaze molhada usando solução salina.
- Preserve cuidadosamente a aorta infrarenal e a veia cava inferior (IVC) e certifique-se de que todos os grandes ramos do vaso são cauterizados. Use o cautery elétrico também para dissecar o ureter esquerdo cuidadosamente em uma posição proximal à pelve renal. Então, remova o rim esquerdo.
- Use micro fórceps e brotos de algodão para expor a aorta abdominal e a cava vena inferior e desvinculá-los do tecido adiposo circundante (aproximadamente mais de 4 mm de comprimento).
- Use dois grampos microvasculares e posicione-os proximicamente e distally tanto na veia cava inferior quanto na aorta abdominal simultaneamente.
- Use um porta-agulhas micro para guiar uma agulha de sutura de 10/0 (feita de fibra sintética com superfície lisa), que é colocada através da parede da aorta de forma proximal a distal.
- Obtenha uma arteriotomia elíptica de aproximadamente 1 mm com uma tração suave para cima da sutura, enquanto corta diretamente abaixo da face inferior da agulha com uma tesoura fina e curva.
- Use micro tesoura para cortar a veia cava inferior (IVC) longitudinalmente com comprimento suficiente de aproximadamente 1,5 mm. Posicione esta incisão ligeiramente abaixo de sua contraparte aórtica.
- Realize a anastomose aorta do doador e receptor de forma de ponta a ponta. Coloque o rim doador no lado direito da veia cava inferior do receptor alinhando o manguito da aorta abdominal do doador com a anastomose da aorta abdominal do receptor.
- Use um suporte de micro agulha e duas suturas 10-0 separadas para costurar as extremidades proximal e distal da anastomose.
- Depois de amarrar, deixe as duas suturas longas, incluindo a agulha, no lugar. Costure o lado esquerdo da parede aortal da anastomose continuamente com dois pontos espaçados uniformemente em uma direção distal-proximal.
- Após o último ponto, guie a sutura através de uma espessura parcial da parede do vaso acima da gravata sutura superior.
- Use micro fórceps para exercer simultaneamente tração suave até a extremidade curta da gravata sutura inferior.
NOTA: Nesta nova técnica sem nó, o último ponto não está amarrado à extremidade curta da gravata superior. - Use micro fórceps para entregar o rim transplantado à sua posição normal. Agora, costure continuamente a parede direita da anastomose aortal usando três pontos de forma proximal a distal.
NOTA: Em comparação com a técnica cirúrgica convencional 7,8, a última sutura é mesclada com a gravata distal nas proximidades. Não amarre-o ao final da sutura inferior, corte-o para deixar um comprimento livre de 2-3 mm em vez disso. - Realize a anastomose venosa utilizando o mesmo procedimento de sutura descrito anteriormente com a diferença de que são necessários quatro a cinco pontos para cada lado da anastomose. O ponto final é deixado como uma extremidade livre de comprimento semelhante à anastomose aortal descrita acima.
- Depois de completar ambos os anastomoses, use um cotonete seco para exercer pressão suave em direção à área suturada por cerca de 10-20 s.
- Use um a fórceps aplicador de clipe para remover ambos os grampos, primeiro o inferior e o superior. Enxágüe a cavidade abdominal com cloreto de sódio de 0,9% a uma temperatura de 38,0 °C.
- Observe a reperfusão do rim transplantado.
4. Implantação ureteral
- Use um suporte de micro agulha para penetrar através da bexiga de urina do receptor com uma sutura 10/0 (agulha reta) e insira-a em um lúmen de agulha de 21 G para orientação (ver Figura Suplementar 1a).
- Agora guie a agulha de 21 G para costurar um orifício no local da aplicação anterior da agulha (Figura Suplementar 1b).
- Retire a agulha de 21 G (Figura Suplementar 1c).
- Use um suporte de micro agulha e sutura de 10/0 para costurar (sem gravata) a extremidade ureter aparada e perfurar a bexiga com esta sutura 10/0 novamente no local de sua entrada (Figura Suplementar 1d).
- Use um porta-agulhas micro para rebocar o filamento 10/0 e o ureter na bexiga de urina através do orifício construído (Figura Suplementar 1e).
- Use um porta-agulhas micro e outra sutura 10/0 para anastomose o ureter do doador na bexiga de urina do receptor. Aqui, conecte a membrana externa do ureter à membrana externa da parede da bexiga, e realize suturas intermitentes com 3 a 4 pontos. Por fim, retire a sutura de tração (Figura Suplementar 1f).
- Use fórceps para colocar os intestinos de volta na cavidade abdominal. Realizar suturas de duas camadas (primeiro os músculos abdominais seguidos pela pele) para fechar a ferida abdominal usando um filamento 4/0.
- Coloque os ratos transplantados em uma câmara controlada por oxigênio e temperatura para se recuperar após a cirurgia.
- Para analgesia pós-operatória, dê diretamente metamizol 200 mg/kg por sistema operacional após a operação.
Quatro e 16 horas após a operação dão metamizol 200 mg/kg por os mais Carprofen (5mg/kg) s.c. No acompanhamento posterior, aplique Carprofen (5 mg/kg) s.c. nos camundongos transplantados a cada 24 horas por três dias consecutivos após a operação13. Se houver qualquer sinal de analgesia insuficiente buprenorfina 0,05 mg/kg é adicionalmente dado a cada 8 h s.c.
5. Nefrectomia contralateral e sacrifício do rato receptor
NOTA: Realize nefrectomia contralateral do camundongo receptor 5 dias após o transplante.
- Realize a nefrectomia contralateral do camundongo transplantado 5 dias após o transplante sob anestesia. Ligate e corte as artérias e veias renais direitas autólogas do receptor, remova o rim direito e feche a cavidade abdominal. Os cuidados pós-operatórios e a analgesia são os mesmos descritos anteriormente (ver passo 4.7).
- Levante e regise o estado do rato. Forneça o rato transplantado analgesia pós-operatória, alimentos e abastecimento de água.
- Quatro semanas após o transplante, sacrifique metade dos camundongos transplantados e realize a coloração de H&E para seus transplantes renais.
- 12 semanas após o transplante, sacrifique os ratos restantes e realize a coloração de Masson Gold desses transplantes renais.
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Representative Results
Quatro semanas após o transplante, tanto a técnica modificada quanto a técnica convencional apresentaram sinais moderados de atrofia tubular renal14,15 quando comparada aos rins contralaterais receptores nativos (Figura 1). O grau de atrofia dos túbulos renais não demonstrou diferença significativa entre as duas técnicas diferentes. A coloração tricrática de Masson Goldner 14,15 rins 12 semanas após o transplante mostrou uniformemente sinais óbvios de fibrose tecidual intersticiais quando comparado aos rins não transplantados normais (Figura 2).
Investigamos anteriormente o resultado desta nova técnica sem nó (n = 175) e comparamos com a abordagem clássica (n = 122) em termos de aspectos técnicos do procedimento e complicações intraoperatórias e pós-operatórias (ver também Tabela 1)10. A técnica modificada aqui mostrada esteve associada à menor ocorrência de eventos trombóticos intraenxertos ou venosos (Figura 3b, 1,1% versus 6,6%). O tempo para realizar a anastomose foi significativamente menor (Figura 3a), e uma sobrevida de enxerto renal altamente reprodutível a longo prazo foi alcançada (95% versus 84%, p < 0,001, Figura 3c) conforme determinado pela sobrevivência do receptor 12 semanas após o transplante. Além disso, a aplicação deste procedimento de transplante modificado não afeta a função de aoenxerto renal, conforme avaliado pelo soro creatinina durante o período de observação de 12 semanas10.
| Convencional | Nova técnica sem nó | |
| (n=122) | (n=175) | |
| Tempos de operação | ||
| Tempo para anastomose arterial (min) | 9.2 ± 0.09 | 7,5 ± 0,06** |
| Hora da anastomose venosa (min) | 9.1 ± 0.10 | 7,5 ± 0,05** |
| Taxas de complicações | ||
| Trombose | 8 (6.6%) | 2 (1,1%)* |
| Hemorragia local | 4 (3.3%) | 1 (0.6%) |
| Taxa de sucesso | 103 (84.4%) | 167(95.4%)** |
| Rong,S., Lewis AG., Kunter U., et al. Uma técnica sem nó para transplante de rim no rato. J Transplante. Epub2012:127215,(2012). | ||
Tabela 1: Comparação desta nova técnica (n = 175) com a técnica convencional (n = 122) em termos de aspectos técnicos do procedimento e complicações intraoperatórias e pós-operatórias10. Os números representam os tempos de operação em minutos de cada procedimento (média ± SD).
Figura 1: Resultados histológicos representativos avaliando atrofia tubular. HE Coloração de transplantes renais 4 semanas após o transplante (40x): (a) rim não transplantado normal, (b) técnica convencional e (c) técnica modificada de um transplante renal síngênico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Resultados histológicos representativos avaliando a fibrose intersticiais. A coloração tricrômica de Masson Goldner 12 semanas após o transplante (40x) de (a) rim normal não transplantado, (b) técnica convencional e (c) técnica modificada de um transplante renal síngênico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Comparação dos tempos de operação dos anastomoses dos vasos, frequência de complicações e taxas de sucesso entre a técnica modificada e a convencional10 Os bargramas em (a) retratam o tempo de operação necessário para realizar a anastomose do vaso; os bargramas em (b) retratam eventos de trombose intraenxerto e problemas de sangramento local; enquanto os bargramas em (c) demonstram uma maior taxa de sucesso da nova técnica sem nó de acordo com a sobrevivência superior a 12 semanas pós-transplantagem após explantação adicional do rim contralateral nativo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Visão geral da estrutura anatômica (painéis superiores a e b) e linhas de ressecção da aorta e da artéria renal tanto para a técnica convencional (c) quanto para a técnica modificada (d) aorta abdominal, (B) artéria renal, (C) artéria ureteral, (D) Rim, (E) Ureter. Os vasos venosos (V. cava, incluindo os Vv. renales) são retratados como linhas pontilhadas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Demonstração exemplar de uma costura sem nó da anastomose do vaso da artéria mostrando (A) a aorta abdominal, (B) a artéria renal, e (C) a técnica de costura sem nó onde o último ponto da anastomose não está amarrado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura suplementar 1: Anastomose do doador com a bexiga de urina do receptor. a Penetrar através da bexiga urinária do receptor com um monofilamento 10/0 e inseri-lo em um lúmen de agulha de 21 G, (b) Guie a agulha de 21 G para realizar um orifício localizado na perfuração anterior da agulha, (c) retirar a agulha de 21 G, (d) costurar a extremidade ureter aparada com a sutura de 10/0 e perfurar a bexiga com a sutura 10/0 novamente no local de sua entrada, e, em seguida, reboque a sutura 10/0 e o ureter na bexiga de urina através do orifício construído, (f) e anastomose o ureter do doador para a bexiga do receptor com outra sutura 10/0. Finalmente, puxe a sutura de tração. Clique aqui para baixar este Arquivo.
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Discussion
Embora o modelo de transplante de pele em camundongos seja simples e fácil de realizar para estudar eventos de rejeição aoimune, as técnicas cirúrgicas para investigar mais especificamente as alterações inflamatórias relacionadas ao aoimune após o coração16 e o transplante de rim10 tem se mostrado complexo e muito exigente. Do ponto de vista do nefrologista transplantado, o estabelecimento de um modelo de transplante renal de camundongos estável eficaz e de longo prazo ainda tem um significado insubstituível para muitos estudos funcionais e imunológicos. Além disso, em comparação com outros transplantes de órgãos, o modelo de transplante de rim de camundongos pode alcançar uma sobrevida de longa data, mesmo com certas diferenças em antígenos de histocompatibilidade importante implicando a oportunidade de estudar mecanismos de regulação imunológica no desenvolvimento a longo prazo da rejeição ou a identificação de fatores pré-requisitos para estabelecer tolerância aoimune3.
Como descrito anteriormente, o transplante de rim em camundongos é um procedimento desafiador, e as taxas de sucesso de até cirurgiões experientes variam amplamente entre 40 e 95%10,17,18,19,20. Com relação aos relatos de várias equipes de pesquisa ao redor do mundo sobre esta técnica cirúrgica, fizemos as seguintes modificações em comparação com a abordagem clássica que leva a diversas melhorias.
Primeiro, um pedaço da aorta abdominal é cortado e preparado para que as bifurcações proximais da artéria renal e da artéria ureteral sejam transectadas, incluindo o rim doador em bloco. Esta manobra não só preserva completamente e retém o suprimento de sangue e a função do ureter do doador, evitando uma lesão no tecido periureteral, impedindo assim uma hidronefrose pós-operatória, mas também previne restrições pós-operatórias da artéria renal (Figura 4). Assim, evita-se a isquemia de transplante renal mediada por uma restrição da artéria renal ou causada por uma hidronefirose mediada por um transplante isquêmico rigoroso e isquêmico, representando dois dos aspectos-chave para alcançar a sobrevivência do transplante a longo prazo neste modelo. No entanto, existem variantes anatômicas para a prole da artéria ureteral. Por exemplo, em alguns camundongos a artéria ureteral origina-se do tronco principal da aorta abdominal em vez da artéria renal e a posição desta prole é principalmente de cerca de 0,2 a 0,5 mm distal da prole da artéria renal (retratada na Figura 4). Pela nossa experiência, estimamos a ocorrência da artéria ureteral originária diretamente da aorta em cerca de 20% dos camundongos machos C57BL/6J (observação inédita), e mais raramente em outras cepas de camundongos como BALBc. Em alguns dos métodos cirúrgicos tradicionais relatados, este importante vaso nutritivo às vezes foi negligenciado para proteger, pois foi desconsiderado e diretamente ligado ou eletrocauterado.
Especialmente nessas situações de variantes anatômicas quando a prole da artéria ureteral do camundongo é originária do tronco principal da aorta abdominal abaixo da prole da artéria renal, este método de transsseção em bloco e reconstrução da anastomose aórtica é ainda mais adequado. Cirurgiões experientes podem até decidir quando usar a anastomose tradicional ou modificada em bloco .
Em segundo lugar, a aplicação de uma nova técnica simples e rápida de uma anastomose vascular sem nó em que o ponto final da anastomose não está empatado com a extremidade do laço superior como a abordagem tradicional, mas permanece livre em vez disso oferece uma vantagem valiosa (ver Figura 5). Essa técnica ainda permite aumentar ou diminuir o tamanho da anastomose após a reperfusão do transplante renal já ter sido iniciada. Isso evita o desenvolvimento de restrições de vasos e sangramento intraabdominal. Além disso, as caudas livres dos pontos de ancoragem em ambas as extremidades podem ser puxadas em direções opostas para ajustar e expandir a anastomose para evitar a estenose das artérias ou veias. A técnica de costura, portanto, melhora a taxa de tolerância à falha da cirurgia e é amigável aos novatos20.
Em terceiro lugar, para realizar atraumaticamente a anastomose do ureter doador e da bexiga receptora, agulhas de seringa 21 G e 30 G foram utilizadas como ferramentas auxiliares de guia de punção. Em camundongos, o ureter é bastante fino e muito delicado para realizar uma anastomose de ponta a ponta. Normalmente, o ureter doador é puxado diretamente para a bexiga usando fórceps para guiar o ureter depois de perfurar a bexiga com uma agulha de seringa. Melhoramos ainda mais este método, usando uma agulha de seringa de diâmetro mais fino de 30 G como guia para a agulha de seringa 21 G (procedimento Seldinger). Com essa técnica atraumatística, a agulha de seringa 21 G não penetra toda a bexiga, o que reduz o dano à bexiga e a dificuldade da implantação ureteral17 (Figura Suplementar 1).
Um passo crítico do protocolo é a configuração da abertura arterial. Em ambos os casos (doador e receptor) estes devem ser cortados perfeitamente, caso contrário afetará a qualidade da anastomose. Além disso, nesta nova técnica sem nó, o último ponto não está amarrado ao fio atado. Após a anastomose, o cirurgião deve inicialmente manter o estoma anastomótico pequeno. Em seguida, após a reperfusão, puxe as extremidades da rosca nas extremidades superior e inferior, a fim de ampliá-la. Outro passo crítico que é preciso estar atento é o posicionamento da incisão da artéria renal doadora, pois a artéria ureteral deve ser identificada para ser protegida.
Uma grande limitação dessa técnica é- além das melhorias descritas - que o operador ainda precisa atender a altos requisitos, pois as paredes dos navios são pequenas e muito macias. Sem prática intensa e perseverante, a taxa de sucesso da cirurgia será baixa.
Em resumo, este relatório demonstra a aplicabilidade de uma modificação técnica do procedimento de transplante renal em camundongos. O procedimento cirúrgico aqui apresentado tem se mostrado como um método valioso e confiável que serviu como componente essencial de diversas publicações de pesquisa nos últimos 10 anos 3,19,20. Em comparação com o modelo de cirurgia clássico e amplamente estabelecido, o método aqui demonstrado proporciona várias melhorias importantes que levam a menores taxas de complicações e uma maior taxa de sobrevivência de transplantes no cenário de transplante renal sintérico3. É importante mencionar que ambas as técnicas (modificadas e convencionais) compartilham as mesmas complicações adicionais que afetam a mortalidade do beneficiário, como o falecimento por danos viscerais, vazamento de urina, hidronefrose, infecções, etc., que não diferem. Em resumo, esta nova técnica cirúrgica melhora a taxa de sucesso global e a sobrevivência do enxerto a longo prazo tornando-a uma ferramenta confiável para estudar a resposta aoimune após o transplante renal.
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Disclosures
Nenhum.
Acknowledgments
Agradecemos à equipe do Dr. Tiantian Bai pela ajuda com a voz, Srta. Mian Pao por sua ajuda na ilustração médica. Este trabalho foi apoiado em parte pela Fundação Alemã de Pesquisa (DFG) para promover colaborações internacionais (HO2581/4-1 para AH) e pela Fundação Nacional de Ciência da China (NSFC; #81760291 para a FJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 30G-needles | Braun | 456300 | - |
| acepromazine | CP Pharma | Tranquisol P | - |
| Bepanthen eye ointment | Haus-Apotheke | PZN 01578675 | - |
| Bonn Micro Forceps | FST | 11083-07 | - |
| Box for insulation and oxygen supply device | RUSKINN | INVIV | - |
| C57BL/6J mice | Charles River. Germany | no catalog number | - |
| Carprofen | Zoetis | Rimadyl 50 mg/ml | - |
| CATHETER-FEP 26G | TERUMO | Surflo-W | - |
| Clip Applicator Forceps Style | FST | 18057-14 | - |
| Curved forceps | WPI | 14114-G | - |
| Cutasept skin disinfection | VWR | BODL980365 | - |
| Dehydrator | DIAPATH | Donatello | - |
| electrosurgical pen | Bovie | CHANGE-A-TIP | - |
| Embedding machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5 | - |
| Ethanol | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 100092683 | - |
| Frozen platform | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | - |
| gauze pads, cotton swabs | Lohmann-Rauscher | 13353 | - |
| Glass slide | Servicebio | G6004 | - |
| HE dye solution set | Servicebio | G1003 | - |
| Heating mat | THERMO MAT PRO 30W | HTP-30 | - |
| hemostatic sponge | CuraSpon | J1276A | - |
| heparine-solution | Haus-Apotheke | PZN 03029820 | - |
| ice box | PETZ | No Catalog Number available | - |
| Imaging system | Nikon | Nikon DS-U3 | - |
| Inhalation anesthesia device | GROPPLER | BKGM 0616 | - |
| isoflurane | CP Pharma | Isofluran CP 1 ml/ml | - |
| ketamine | Zoetis | no catalog numer | - |
| Masson dye solution set | Servicebio | G1006 | - |
| metamizole | WDT | no catalog numer | - |
| Micro scissors | FST | 15000-00,15000-10 | - |
| Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm | FST | 18055-06 | - |
| Microscope | Leica | LEICAMZ6 | - |
| Microscope light | SCHOTT | KL2500LED | - |
| Neutral gum | SCRC | 10004160 | - |
| Oven | Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230 | - |
| Pathology slicer | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016 | - |
| Saline solution (NaCl 0.9 %) | Haus-Apotheke | PZN 06178437 | - |
| scissors | Peha Instruments | 991083/4 | - |
| Slides | Servicebio | - | |
| small Petri dish | Sarstedt | 8,33,900 | - |
| straight forceps | WPI | 14113-G | - |
| surgical tape | BSN | 4120 | - |
| Suture Tying Forceps - 10 cm | FST | 18025-10 | - |
| Sutures(10-0) | Medtronic | N2540 | - |
| Sutures(4-0) | ETHILON | V4940H | - |
| Sutures(7-0) | ETHILON | 1647H | - |
| Syringe (0,3 mL) | BD | 324826 | - |
| Syringe (1 mL) | BD | 320801 | - |
| Tissue spreader | Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P | - |
| Upright optical microscope | Nikon | Nikon Eclipse E100 | - |
| xylazine | Bayer | Rompun | - |
| Xylene | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 10023418 | - |
References
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