Summary
Cet article explique comment effectuer une myographie d’impédance électrique in vivo (à l’aide de réseaux d’électrodes de surface et à aiguilles) et ex vivo (à l’aide d’une cellule diélectrique) sur le muscle gastrocnémien du rongeur. Il démontrera la technique chez les souris et les rats et détaillera les modifications disponibles (c.-à-d. animaux obèses, petits).
Abstract
La myographie d’impédance électrique (MIE) est une technique pratique qui peut être utilisée dans les études précliniques et cliniques pour évaluer la santé et la maladie des tissus musculaires. L’EIM est obtenue en appliquant un courant électrique de faible intensité, focalisé directionnellement, à un muscle d’intérêt sur une gamme de fréquences (c.-à-d. de 1 kHz à 10 MHz) et en enregistrant les tensions résultantes. À partir de ceux-ci, plusieurs composants d’impédance standard, y compris la réactance, la résistance et la phase, sont obtenus. Lors de la réalisation de mesures ex vivo sur un muscle excisé, les propriétés électriques passives inhérentes du tissu, à savoir la conductivité et la permittivité relative, peuvent également être calculées. L’EIM a été largement utilisée chez les animaux et les humains pour diagnostiquer et suivre les altérations musculaires dans diverses maladies, en relation avec une simple atrophie de désuétude, ou comme mesure d’intervention thérapeutique. Sur le plan clinique, l’EIM offre la possibilité de suivre la progression de la maladie au fil du temps et d’évaluer l’impact des interventions thérapeutiques, offrant ainsi la possibilité de raccourcir la durée des essais cliniques et de réduire les exigences relatives à la taille des échantillons. Parce qu’il peut être réalisé de manière non invasive ou peu invasive dans des modèles animaux vivants ainsi que chez l’homme, EIM offre le potentiel de servir de nouvel outil translationnel permettant à la fois le développement préclinique et clinique. Cet article fournit des instructions étape par étape sur la façon d’effectuer des mesures EIM in vivo et ex vivo chez la souris et le rat, y compris des approches pour adapter les techniques à des conditions spécifiques, telles que l’utilisation chez les chiots ou les animaux obèses.
Introduction
La myographie d’impédance électrique (MIE) fournit une méthode puissante pour évaluer l’état musculaire, permettant potentiellement le diagnostic des troubles neuromusculaires, le suivi de la progression de la maladie et l’évaluation de la réponse au traitement 1,2,3. Il peut être appliqué de manière analogue aux modèles de maladies animales et aux humains, ce qui permet une traduction relativement transparente des études précliniques aux études cliniques. Les mesures EIM sont facilement obtenues à l’aide de quatre électrodes placées linéairement, les deux électrodes externes appliquant un courant électrique faible et indolore sur une gamme de fréquences (généralement entre 1 kHz et environ 2 MHz), et les deux électrodes internes enregistrant les tensions résultantes1. À partir de ces tensions, les caractéristiques d’impédance du tissu peuvent être obtenues, y compris la résistance (R), une mesure de la difficulté pour le courant de traverser le tissu, et la réactance (X) ou « chargeabilité » du tissu, une mesure liée à la capacité du tissu à stocker la charge (capacité). À partir de la réactance et de la résistance, l’angle de phase (θ) est calculé via l’équation suivante: 
, fournissant une seule mesure d’impédance sommative. De telles mesures peuvent être obtenues à l’aide de n’importe quel dispositif de bioimpédance multifréquence. Comme les myofibres sont essentiellement de longs cylindres, le tissu musculaire est également très anisotrope, le courant circulant plus facilement le long des fibres qu’à travers elles 4,5. Ainsi, l’EIM est souvent effectuée dans deux directions: avec le réseau placé le long des fibres de telle sorte que le courant leur soit parallèle, et à travers le muscle de telle sorte que le courant circule perpendiculairement à elles. De plus, dans les mesures ex vivo, où un volume connu de tissu est mesuré dans une cellule de mesure d’impédance, les propriétés électriques inhérentes du muscle (c’est-à-dire la conductivité et la permittivité relative) peuvent être déduites6.
Le terme « troubles neuromusculaires » définit un large éventail de maladies primaires et secondaires qui entraînent une altération et un dysfonctionnement musculaire structurel. Cela comprend la sclérose latérale amyotrophique et diverses formes de dystrophie musculaire, ainsi que des changements plus simples liés au vieillissement (p. ex. sarcopénie), à l’atrophie de la désuétude (p. ex. en raison d’un alitement prolongé ou de la microgravité) ou même à une blessure7. Bien que les causes soient nombreuses et puissent provenir du motoneurone, des nerfs, des jonctions neuromusculaires ou du muscle lui-même, l’EIM peut être utilisée pour détecter les altérations précoces du muscle dues à bon nombre de ces processus et pour suivre la progression ou la réponse au traitement. Par exemple, chez les patients atteints de dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), il a été démontré que l’EIM détecte la progression de la maladie et la réponse aux corticostéroïdes8. Des travaux récents ont également montré que l’EIM est sensible à divers états de désuétude, y compris la gravité fractionnée9, comme ce serait le cas sur la Lune ou Mars, et les effets du vieillissement10,11. Enfin, en appliquant des algorithmes prédictifs et d’apprentissage automatique à l’ensemble de données obtenues à chaque mesure (données multifréquences et directionnellement dépendantes), il devient possible de déduire les aspects histologiques du tissu, y compris la taille des myofibres 12,13, les changements inflammatoires et l’œdème 14, et la teneur en tissu conjonctif et en graisse 15,16.
Plusieurs autres méthodes non invasives ou mini-invasives sont également utilisées pour évaluer la santé musculaire chez les humains et les animaux, y compris l’électromyographie à l’aiguille17 et les technologies d’imagerie telles que l’imagerie par résonance magnétique, la tomographie informatisée et l’échographie18,19. Cependant, EIM présente des avantages distincts par rapport à ces technologies. Par exemple, l’électromyographie enregistre uniquement les propriétés électriques actives des membranes myofibreuses et non les propriétés passives, et ne peut donc pas fournir une véritable évaluation de la composition ou de la structure musculaire. À certains égards, les méthodes d’imagerie sont plus étroitement liées à l’EIM, car elles fournissent également des informations sur la structure et la composition des tissus. Mais dans un certain sens, ils fournissent trop de données, nécessitant une segmentation détaillée des images et une analyse d’experts plutôt que de simplement fournir une sortie quantitative. De plus, compte tenu de leur complexité, les techniques d’imagerie sont également grandement influencées par les spécificités du matériel et des logiciels utilisés, ce qui nécessite idéalement l’utilisation de systèmes identiques afin que les ensembles de données puissent être comparés. En revanche, le fait que l’EIM soit beaucoup plus simple signifie qu’il est moins impacté par ces problèmes techniques et ne nécessite aucune forme de traitement d’image ou d’expertise.
Le protocole suivant montre comment effectuer une EIM in vivo chez le rat et la souris, en utilisant à la fois des techniques non invasives (réseau de surface) et mini-invasives (réseau d’aiguilles sous-cutanées), ainsi que des EIM ex vivo sur des muscles fraîchement excisés.
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Protocol
Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux du Beth Israel Deaconess Medical Center sous les numéros de protocole (031-2019; 025-2019). Portez un équipement de protection individuelle approprié pour manipuler les animaux et respectez les directives de l’IACUC pour tous les travaux sur les animaux.
1. EIM de surface in vivo
- Placez l’animal dans une boîte d’anesthésie pour induire l’anesthésie.
NOTA : Pour les rats, 1,5 % à 3,5 % d’isoflurane et 2 O 2 L·min-1 ont été utilisés, et pour les souris, 2 % d’isoflurane et 1 O2 L·min-1 ont été utilisés. - Une fois complètement anesthésié, comme indiqué par l’absence de réponse après avoir pincé le pied de l’animal, placez la souris sur le banc en position couchée et utilisez le cône nasal pour maintenir l’anesthésie en utilisant 1,5% d’isoflurane et un débit d’oxygène de 1 L·min-1.
- Placez la patte de l’animal à analyser à un angle de 45° avec l’articulation de la hanche (genou tendu) et fixez le pied avec du ruban médical.
- Utilisez une tondeuse à cheveux pour couper la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien.
- Appliquez une épaisse couche de crème dépilatoire sur la peau de l’animal et laissez-le reposer pendant 1 min. Ensuite, utilisez de la gaze saturée de solution saline pour éliminer l’agent dépilatoire. Répétez ce processus jusqu’à trois fois jusqu’à ce que toute la fourrure recouvrant le muscle gastrocnémien soit enlevée.
REMARQUE: Placez un tampon de gaze imbibé de solution saline sur la peau lorsque les mesures ne sont pas acquises pour prévenir la déshydratation de la peau. - Connectez le réseau de surface (Figure 1) au dispositif EIM et laissez les électrodes reposer sur un morceau de gaze imbibé d’une solution saline.
- Placez le réseau de surfaces directement sur la peau au-dessus du muscle gastrocnémien, orienté longitudinalement vers les fibres musculaires.
- Après avoir vérifié le contact approprié, qui est indiqué par toutes les barres apparaissant en vert sur le logiciel montrant la stabilité de la résistance, de la réactance et des valeurs de phase de 50 kHz, obtenez les mesures EIM.
REMARQUE: Les courbes doivent être vérifiées en temps réel pour assurer une bonne acquisition des données. - Faire pivoter la matrice de surface de 90° et la repositionner sur la peau au-dessus du gastrocnémien pour obtenir les mesures transversales (vérifier les barres vertes indiquant la stabilité).
- Répétez les étapes 1.7, 1.8 et 1.9 pour obtenir un total de quatre mesures par muscle: deux longitudinales et deux transversales.
REMARQUE : N’utilisez pas d’agent dépilatoire plus d’une fois (c.-à-d. jusqu’à trois applications dans le même cas) toutes les deux semaines pour prévenir une irritation et une blessure cutanées excessives. Il est important d’effectuer les mesures dans les 5 à 10 minutes suivant le retrait de la crème dépilatoire, car le développement d’un œdème cutané localisé induit par l’agent dépilatoire peut avoir un impact sur les données d’impédance collectées. La récupération de l’animal est immédiate après l’arrêt de l’anesthésie à l’isoflurane et la procédure ne nécessite pas de traitement analgésique.
2. EIM in vivo du réseau d’aiguilles
- Anesthésier l’animal et préparer la cuisse en suivant la même procédure que celle décrite aux étapes 1.1 à 1.4. Cependant, il n’est pas nécessaire d’utiliser un agent dépilatoire lors de la réalisation d’EIM in vivo à l’aide d’un réseau d’aiguilles.
- Connectez le réseau d’aiguilles (Figure 2A-F) au dispositif EIM et laissez-le reposer dans un bateau de pesée contenant une solution saline. Vérifiez la connectivité et la stabilité du signal (indiquées par des barres vertes).
- Désinfectez la peau et les aiguilles avec de l’alcool. Placez le réseau d’aiguilles dans une position longitudinale par rapport aux myofibres et appuyez fermement dans la peau jusqu’à ce que toutes les aiguilles pénètrent dans la peau et le muscle sous-jacent jusqu’à la protection en plastique sur le réseau. Acquérir des données.
- Retirez doucement le tableau et réinsérez-le à travers la peau et dans le muscle à un angle de 90° par rapport à la première mesure, dans le sens transversal. Acquérir des données.
REMARQUE: Lors de l’utilisation de réseaux d’aiguilles, les mesures ne doivent être acquises qu’une seule fois dans chaque direction pour réduire l’impact des électrodes d’aiguille sur la peau et le tissu musculaire. En cas de saignement, essuyez doucement le sang avant d’effectuer la deuxième mesure. La récupération de l’animal est immédiate après l’arrêt de l’anesthésie à l’isoflurane et la procédure ne nécessite pas de traitement analgésique.
3. EIM ex vivo
- Préparer la cellule diélectrique ex vivo (Figure 2G,H), ajouter une solution saline à la chambre et connecter la cellule au dispositif EIM pour obtenir les valeurs de référence.
REMARQUE : Les valeurs de phase et de réactance de la solution saline doivent demeurer constantes à zéro ou près de zéro et les valeurs de résistance de la solution saline doivent demeurer constantes à environ 100 ± 25 Ω sur la gamme de fréquences de 1 kHz à 1 MHz. - Euthanasier l’animal conformément aux directives respectives de l’IACUC.
- À l’aide d’une paire de ciseaux, coupez la peau près du tendon d’Achille. À l’aide d’une pince à épiler, tirez la peau dans un mouvement ascendant pour révéler les muscles sous-jacents et le fascia. Disséquez doucement le biceps fémoral recouvrant le muscle gastrocnémien et sectionnez le nerf sciatique.
- Coupez le tendon d’Achille pour libérer l’extrémité distale des muscles gastrocnémiens et soléaires et tirez doucement le tendon vers le haut tout en utilisant des ciseaux pour enlever les attaches. Une fois que tous les accessoires sont retirés, utilisez des ciseaux pour couper l’extrémité rostrale du muscle soléaire et l’enlever.
- Utilisez des ciseaux pour disséquer la tête du muscle gastrocnémien autour de la rotule.
REMARQUE: Après l’ablation du muscle gastrocnémien, il est important de se rappeler l’orientation originale des myofibres. - Placez le muscle gastrocnémien sur une feuille de cire dentaire et sectionnez-le à l’aide d’une lame de rasoir et d’une règle pour obtenir une section de 10 mm x 10 mm à partir du centre du muscle gastrocnémien.
REMARQUE: La taille de la cellule diélectrique peut être personnalisée. Pour les rats, une cellule de 10 mm x 10 mm a été utilisée et pour les souris, une cellule de 5 mm x 5 mm a été utilisée. - À l’aide d’une pince à épiler, placez doucement le gastrocnémien dans les cellules diélectriques, en vous assurant que les fibres sont orientées longitudinalement (c.-à-d. que les extrémités caudales et rostrales doivent toucher les électrodes). Assurez-vous que le muscle est complètement en contact avec les électrodes métalliques.
- Fixez la partie supérieure de la cellule diélectrique et insérez deux aiguilles monopolaires (26 G) dans les deux trous. Connectez les fils du dispositif EIM à la cellule ex vivo dans l’ordre suivant : (1 : I+, 2 : V+, 3 : V-, 4 : I-, où I représente les électrodes de courant et V représente les électrodes de tension). Acquérir la mesure longitudinale.
- Ouvrez la cellule diélectrique et réorientez le muscle dans le sens transversal en le faisant pivoter de 90°. Refixez le dessus de la cellule diélectrique. Acquérir la mesure transversale.
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Representative Results
L’EIM peut être obtenue dans de nombreuses conditions, y compris les réseaux in vivo de surface (Figure 1), les réseaux in vivo à aiguilles (Figure 2A-F) et les cellules diélectriques ex vivo (Figure 2G,H).
EIM fournit un instantané quasi instantané de l’état musculaire basé sur les valeurs d’impédance mesurées. Les mesures sont acquises rapidement et aboutissent à un fichier de données de sortie simple qui ne nécessite aucun logiciel spécial (Figure 3A). En effet, tout dispositif d’impédance multifréquence fournissant des données pour des fréquences individuelles sera capable de produire une sortie .csv standard pouvant être ouverte indépendamment. Le système décrit dans ce protocole fournit également le nom et les conditions de l’expérience, avec des valeurs de phase, de réactance et de résistance pour chaque essai à chaque fréquence mesurée, dans le fichier de sortie. Pour assurer la reproductibilité, deux essais de valeurs longitudinales (essais 1 et 3) et transversales (essais 2 et 4) sont généralement obtenus et moyennés, et utilisés pour toutes les analyses ultérieures.
Lorsqu’elles sont affichées en fonction de la fréquence, les valeurs EIM donnent des courbes standard qui peuvent être analysées pour détecter les données fausses ou contaminées par des artefacts. Ces irrégularités sont généralement liées à des problèmes de contact sur les mesures de surface, ce qui entraîne des valeurs extrêmes observées à basse fréquence (généralement de grandes valeurs positives ou négatives). Des courbes représentatives sont affichées pour la phase (figure 3B), la réactance (figure 3C) et la résistance (figure 3D) pour les mesures longitudinales (cercles bleus) et transversales (carrés gris). Un graphique montrant la réactance en fonction de la résistance (diagramme de Cole-Cole) dans les directions longitudinale et transversale est également présenté (figure 3E). Cette étape est essentielle car elle fait partie de la vérification des données, permettant la détection directe des données fausses ou contaminées par des artefacts. Si un artefact excessif (généralement dû à un mauvais contact entre le réseau de surface et la peau) est détecté, plusieurs procédures peuvent être suivies pour améliorer le contact. Il s’agit notamment d’appliquer une application supplémentaire de crème dépilatoire, d’humidifier la peau pendant environ 1 min avec un tampon de gaze imbibé de solution saline ou d’appliquer une légère pression sur le réseau d’électrodes. En règle générale, le simple processus consistant à répéter la mesure plusieurs fois aidera également à résoudre ce problème.
Les mesures EIM reflètent la réponse du tissu musculaire au courant électrique sur une large gamme de fréquences, chacune ciblant des structures différentes. Par exemple, les basses fréquences (c.-à-d. 5 kHz) ne pénètrent pas dans la membrane des myofibres, fournissant ainsi une analyse des caractéristiques extracellulaires qui peuvent être utilisées pour détecter l’inflammation et l’infiltration de neutrophiles14. En revanche, les hautes fréquences (>1 MHz) peuvent pénétrer les membranes cellulaires et donc interroger les espaces intracellulaires et extracellulaires et ont été utilisées pour différencier les fibres musculaires de type1.
Figure 1 : Tableau de surfaces imprimées en 3D. Photographies d’un réseau de surface imprimé en 3D pour obtenir des mesures d’impédance de surface (longitudinales et transversales) chez des souris in vivo. (A) Une photographie montrant le réseau de surface connecté au dispositif d’acquisition. (B) Gros plan du réseau de surface montrant la roue utilisée pour tourner le réseau à 90° afin d’obtenir des mesures longitudinales et transversales. (C) Un gros plan des électrodes de surface. Les électrodes de surface présentent les caractéristiques suivantes : largeur des électrodes = 0,5 mm, longueur des électrodes extérieures = 4 mm, longueur des électrodes intérieures = 3 mm et espacement entre les électrodes = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Autres réseaux pouvant être utilisés pour s’adapter à des plans expérimentaux spécifiques. Photographies : (A) d’un réseau d’aiguilles utilisé pour les rats et enduit (à l’aide de laque à ongles non métallique) pour diminuer la contribution de la graisse sous-cutanée (espace de 2 mm, 4 mm de profondeur, revêtement de 2 mm); (B) un réseau d’aiguilles avec un espacement de 2 mm et une profondeur de 4 mm; C) un réseau d’aiguilles avec un espacement de 2 mm et une profondeur de 3 mm; D) un réseau d’aiguilles avec un espacement de 2 mm et une profondeur de 2 mm; E) un réseau d’aiguilles pour les petits animaux et les petits avec un espacement de 1 mm et une profondeur de 2 mm; F) un réseau d’aiguilles avec un espacement de 1 mm et une profondeur de 1 mm; G) une cellule diélectrique ex vivo adaptée aux muscles adultes de souris (5 mm x 5 mm); et (H) une cellule diélectrique ex vivo adaptée aux muscles du rat (10 mm x 10 mm). Les modifications (résultats non présentés ici) pour acquérir des mesures sur des animaux obèses (c.-à-d. souris ob/ob ou db/db) peuvent être effectuées en augmentant la longueur de l’aiguille, en ajoutant un revêtement non conducteur et en augmentant ou en diminuant l’espacement des aiguilles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Résultats des données et courbes représentatives obtenus chez des souris présentant une EIM de surface in vivo dans les directions longitudinale (bleu) et transversale (gris). (A) Fichier de sortie en format .csv obtenu suite à l’acquisition de deux mesures EIM longitudinales (mesures 1 et 3, colorées en bleu) et transversales (mesures 2 et 4, colorées en gris) in vivo . Les valeurs sont indiquées pour chaque fréquence (colonne A). Les analyses sont effectuées ultérieurement en utilisant la valeur moyenne des mesures longitudinales et transversales, respectivement. Les informations présentes dans les cellules A1:B4 sont renseignées automatiquement par le logiciel, selon les étiquettes choisies lors de l’acquisition EIM. Courbes représentatives pour les valeurs longitudinales (cercles bleus) et transversales (carrés gris) de la phase (B), de la réactance (C) et de la résistance (D) en fonction de la fréquence. Conformément aux pratiques standard dans le domaine de l’impédance, l’axe des x est indiqué à l’aide d’une échelle logarithmique. (E) Courbes représentatives de réactance en fonction de la résistance pour les mesures longitudinales et transversales. LP: phase longitudinale; TP: phase transversale; LX : réactance longitudinale ; TX: réactance transversale; LR: résistance longitudinale; et TR : résistance transversale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Cet article fournit les méthodes de base pour effectuer l’EIM chez les rongeurs, à la fois in vivo et ex vivo. Pour acquérir des mesures fiables, il est essentiel d’effectuer une série d’étapes. Tout d’abord, il faut bien identifier le muscle d’intérêt, car chaque muscle aura des réponses différentes aux maladies, au traitement et à la pathologie. Il faut garder à l’esprit que les données acquises sur un muscle (par exemple, gastrocnémien) ne fourniront pas les mêmes informations que sur un autre muscle (par exemple, tibial antérieur). Deuxièmement, il faut choisir avec soin le meilleur réseau d’électrodes pour effectuer les mesures d’impédance. Bien que chaque type de réseau présente à la fois des avantages et des inconvénients, il est important de choisir un réseau qui conviendra à la conception expérimentale tout en tenant compte de la progression de la maladie et de l’effet sur l’anatomie (p. ex., atrophie grave). Enfin, EIM permet aux enquêteurs de collecter une quantité incroyable de données en quelques secondes, mais le contrôle de la qualité doit être effectué correctement pour s’assurer de l’absence d’artefacts.
Le système EIM est hautement personnalisable à plusieurs niveaux. Bien que le système utilisé ici ait été conçu pour la collecte de données cliniques et précliniques, tout système de mesure d’impédance multifréquence peut être utilisé à cette fin, à condition qu’il fournisse des données de fréquence individuelles. Généralement, les systèmes d’impédance fournissent un fichier .csv standard en sortie. De même, des modifications supplémentaires peuvent être apportées aux réseaux, car tout ce qui est vraiment nécessaire est quatre électrodes placées dans une ligne. Par exemple, dans ce protocole, une variété d’électrodes sur mesure ont été utilisées pour répondre aux exigences, mais les réseaux peuvent être adaptés aux besoins individuels à l’aide d’outils simples (par exemple, colle époxy, aiguilles sous-cutanées) ou complexes (par exemple, imprimantes 3D). Alternativement, les quatre électrodes peuvent être combinées en une seule aiguille, comme décrit précédemment20. Dans notre laboratoire, des réseaux ont été développés pour les petits en diminuant l’espacement entre les électrodes pour s’assurer que les petits muscles puissent être mesurés dans les directions longitudinale et transversale. Lorsque vous travaillez avec des animaux obèses, qui ont une couche de graisse sous-cutanée significativement plus grande, l’utilisation d’électrodes à aiguille partiellement enrobées est recommandée. Cela permet une plus grande contribution du tissu musculaire à la mesure de l’impédance tout en diminuant la contribution du tissu adipeux21.
Bien que les méthodes d’aiguille et les méthodes de surface puissent être utilisées chez les rats et les souris, comme décrit et démontré, il est généralement recommandé d’utiliser les mesures à l’aiguille chez les rats, car elles sont plus rapides car elles ne nécessitent pas d’effort pour préparer la peau. De plus, leur plus grande taille signifie que les électrodes de l’aiguille ne blessent que très peu le muscle. Chez la souris, compte tenu de leur petite taille, des mesures de surface sont recommandées pour éviter les blessures musculaires et étant donné que la préparation de la peau est relativement simple et rapide.
Chaque technique EIM a ses propres limites. Une limitation clé est que les réseaux d’électrodes ne sont pas facilement disponibles auprès des fournisseurs et nécessitent plutôt une production personnalisée en laboratoire. Pour aider les nouveaux chercheurs, ce protocole comprend des mesures pour plusieurs matrices (faites à la main et imprimées en 3D), et les auteurs fourniront des matrices personnalisées ou mettront les fichiers CAO connexes disponibles sur demande. Comme mentionné précédemment, la qualité des données est essentielle et d’autres problèmes peuvent interférer avec la qualité des données pour chacun des types de mesure (par exemple, surface, aiguille et ex vivo). Pour de bonnes données de surface, il est nécessaire d’enlever complètement les poils, et probablement la couche cornée de la peau, afin d’obtenir les meilleurs résultats avec un minimum d’artefact de contact. Cependant, l’utilisation de l’agent dépilatoire signifie également que la peau deviendra lentement œdémateuse au fil du temps, il est donc nécessaire de compléter rapidement les mesures d’impédance après l’épilation. Attendre 10 minutes ou plus peut donner des valeurs significativement différentes par rapport à l’exécution des mesures dans une minute ou deux après l’épilation. Les mesures de réseaux d’aiguilles chez les rats ou les souris induisent généralement au moins une petite quantité de saignement, ce qui pourrait avoir un impact sur les lectures si elle se transforme en un hématome plus important autour des aiguilles insérées. Enfin, les mesures ex vivo nécessitent un soin particulier pour s’assurer que les fibres musculaires à l’intérieur de la cellule diélectrique sont alignées avec précision par rapport aux plaques métalliques. Enfin, chez les souris petites ou malades, il peut être impossible d’obtenir des mesures transversales, compte tenu de la petite taille des muscles. Mais, comme indiqué ci-dessus, il reste possible de concevoir des réseaux personnalisés à 4 électrodes qui pourraient être suffisamment petits pour prendre des mesures longitudinales même dans les plus petits muscles.
L’analyse des données peut rester assez simple - par exemple, en mesurant une seule sortie (par exemple, une phase) à une seule fréquence (par exemple, 50 kHz) dans une seule direction (par exemple, longitudinale) - ou assez complexe, en incorporant tous les paramètres d’impédance sur tout le spectre de fréquences dans les directions longitudinale et transversale. Lorsque des valeurs d’impédance à fréquence unique sont utilisées, elles sont généralement comprises entre 30 et 100 kHz, car le muscle a tendance à être le plus réactif (c’est-à-dire qu’il est le plus « chargeable ») dans cette gamme de fréquences. Cependant, des paramètres condensés ou réduits, qui tentent de capturer la forme du spectre de fréquences, ont également été utilisés. Ces valeurs ont inclus les pentes des ajustements linéaires de la résistance, de la réactance et des rapports de phase22 et 2-fréquence23. Alternativement, les paramètres Cole-Cole peuvent être calculés à partir des ajustements des données d’impédance, y compris le R0 (détermination de la résistance à zéro fréquence), Rinf (détermination de la résistance à l’infini fréquence) et fc (fréquence centrale)24,25,26,27. Enfin, l’apprentissage automatique peut être utilisé pour analyser toutes les données à la fois et améliorer les modèles prédictifs, à la fois pour la régression12,13,15,16 et la classification.
Malgré ces limites, l’EIM est un outil puissant et relativement simple pour évaluer de multiples aspects de la santé musculaire. Bien que ce manuscrit se concentre sur un seul muscle (gastrocnémien), rien n’empêche l’utilisation de l’EIM sur d’autres muscles superficiels (par exemple, les quadriceps ou les biceps brachiaux) à l’aide d’électrodes de surface ou de muscles plus profonds à l’aide du réseau d’électrodes à aiguille. En effet, chez l’homme, la technique a été utilisée dans une grande variété de muscles, y compris les muscles des membres supérieurs et inférieurs 8,28, ainsi que les muscles axiaux (par exemple, les muscles paraspinaux et les muscles abdominaux)29,30.
Il a été démontré que l’EIM fournit des mesures fiables concernant la progression de la maladie, la rémission de l’atrophie et le traitement au fil du temps. Les données à fréquence unique peuvent être tout à fait suffisantes pour évaluer l’état de la maladie au fil du temps31; Néanmoins, la valeur des données multifréquences est qu’elles peuvent toujours aider à évaluer la qualité de la mesure, comme décrit ci-dessus. Les données à fréquence unique isolées pourraient être considérablement contaminées par des artefacts de contact, ce qui ne serait pas apparent sans un examen de l’ensemble du spectre d’impédance. Dans les études cliniques, l’EIM de surface peut être fréquemment utilisée pour obtenir des mesures indolores, ce qui en fait un outil simple à appliquer32. Cette abondance de données peut être essentielle pour suivre de manière plus sensible la progression de la maladie. De plus, l’ajout de l’EIM aux protocoles cliniques peut réduire considérablement le nombre de participants requis au cours d’un essai clinique28,31.
L’EIM trouve de plus en plus d’applications dans l’évaluation d’une variété de maladies neuromusculaires chez l’homme. En conséquence, la capacité d’exécuter efficacement la technique chez les rongeurs contribue à élargir la valeur pratique potentielle de la technologie tout en améliorant notre compréhension de la relation entre les divers résultats de l’EIM et l’histologie sous-jacente. La technique est généralement facile à utiliser et, avec les données quantitatives utiles qu’elle fournit, mérite d’être incluse dans l’arsenal standard d’outils pour l’évaluation des troubles nerveux et musculaires dans les modèles de maladies des rongeurs.
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Disclosures
S. B. Rutkove détient une participation et agit à titre de consultant et de conseiller scientifique auprès de Myolex, Inc., une société qui conçoit des dispositifs d’impédance à des fins cliniques et de recherche, et du système mView utilisé ici. Il est également membre du conseil d’administration de la société. La société a également une option pour concéder sous licence une technologie d’impédance brevetée dont S. B. Rutkove est nommé comme inventeur. Les autres auteurs n’ont aucune autre affiliation ou implication financière pertinente avec une organisation ou une entité ayant un intérêt financier ou un conflit financier avec le sujet ou les documents discutés dans le manuscrit en dehors de ceux divulgués.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par Charley’s Fund et NIH R01NS055099.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Formlabs Inc. | Form 2 Desktop | 3D printer |
| 3D Printer | Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD | Creality Ender 3 V2 | 3D printer |
| 3M Micropore surgical tape | Fisher | 19-027761 and 19-061655 | models 1530-0 and 1530-1 |
| 3M TRANSPORE surgical tape | Fisher | 18-999-380 and 18-999-381 | models 1527-0 and 1527-1 |
| Connector header vertical 10 POS 1 mm spacing | Digi-Key (Sullins connector solution) | S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK) | Plastic spacer 1 mm holes for the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Cotton-tipped applicators | Fisher | 22-363-172 | |
| Dental Wax | Fisher | NC9377103 | |
| Depilatory agent | NAIR | NA | hair remover lotion with softening baby oil |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | No. 11270-20 | Used for dissection, Style: #7b, Tip Shape: Curved, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 mm x 0.1 mm, Alloy/Material: Inox, Length: 11 cm |
| Electronic Digital Caliper | Fisher | 14-648-17 | Used to measure out the dimensions of the Gastrocnemius muscle |
| Epoxy adhesive dual cartridge 4 min work life | Devcon | series 14265, model 2217 | Glue used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Ex vivo dielectric impedance cell | Custom | NA | Dielectric cells were 3D printed in the Rutkove laboratory |
| Graefe Forceps | Fine Science Tools | No. 11051-10 | Used for muscle to place and adjust, Length: 10 cm, Tip Shape: Curved, Tips: Serrated, Tip Width: 0.8 mm, Tip Dimensions: 0.8 mm x 0.7 mm, Alloy/Material |
| Hair clipper | Amazon | NA | Wahl professional animal BravMini+ |
| Impedance Animal Device | Myolex | EIM1103 | mView system - investigational electrical impedance myography device for use in animal research |
| In vivo needle arrays | Custom | NA | Custom arrays using 27 G subdermal needles from Ambu. The construction was finalized using a 3D printer in the Rutkove laboratory |
| In vivo surface array | Custom | NA | The in vivo surface array was printed and assembled in the Rutkove laboratory |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supplies | 07-893-8441 (NDC: 46066-755-04) | Pivetal - 250 mL bottle |
| Non-woven gauze | Fisher | 22-028-559 | 2 x 2 inch |
| Polystyrene Weighing Dishes | Fisher | S67090A | Dimensions (L x W x H): 88.9 mm x 88.9 mm x 25.4 mm |
| Razor Blades | Fisher | 12-640 | Used to cut muscle to right dimensions, Single-edge carbon steel blades |
| Student Fine Scissors | Fine Science Tools | No. 91460-11 | Used for dissection, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Student Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 20 mm, Length: 11.5 cm, Feature: Student Quality |
| Subdermal needles 27 G Neuroline | Ambu | 745 12-50/24 | Needles used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Surgical Scissors - Sharp | Fine Science Tools | No. 14002-13 | Used to cut skin, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 42 mm, Length: 13 cm |
| TECA ELITE monopolar needle electrodes | Natus | 902-DMG50-S | 0.46 mm diameter (26 G). Blue hub |
| Teknova 0.9% saline solution | Fisher | S5815 | 1000 mL sterile |
References
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