Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Микоризные карты как инструмент для изучения моделей колонизации и грибковых стратегий в корнях Festuca rubra и Zea mays

Published: August 26, 2022 doi: 10.3791/63599
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Microbiology, Faculty of Agriculture, University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca

Summary

В протоколе здесь описываются методы оценки паттернов и стратегии арбускулярной микоризной колонизации в корнях для двух видов: Zea mays и Festuca rubra. Использование метода MycoPatt позволяет рассчитывать параметры, преобразовывать микоризные структуры в цифровые данные, отображать их реальное положение в корнях.

Abstract

Арбускулярные микоризные грибы являются симбионтами в корнях растений. Их роль заключается в поддержании развития хозяев и поддержании равновесия питания в экосистемах. Процесс колонизации зависит от нескольких факторов, таких как экология почвы, генетическое разнообразие грибов и хозяина, а также агрономические методы. Их синхронизированное действие приводит к развитию сложной гифальной сети и приводит к вторичному развитию везикул и арбускул в корневых клетках. Целью данного исследования был анализ эффективности метода микоризных паттернов (MycoPatt) для позиционирования грибковых структур в корнях Festuca rubra и Zea mays. Другая цель состояла в том, чтобы исследовать стратегию грибковой колонизации, выявленную микоризными картами каждого вида. Получение и сборка нескольких микроскопических изображений позволяют оценить микоризную колонизацию как кукурузы, так и красной овсяницы для получения информации о реалистичном положении развитых структур. Наблюдаемые микоризные паттерны подчеркивают переменную эффективность каждого растения с точки зрения развития связей с почвенными симбиотическими грибами, вызванных прикладными обработками и стадией роста. Микоризные подробные карты, полученные с помощью метода MycoPatt, полезны для раннего выявления эффективности растений при симбиотическом приобретении из почвы.

Introduction

Грибы arbuscular mycorrhiza (AM) представляют собой категорию почвенных эндофитов, которые постоянно представляют интерес для исследователей. Их присутствие в корнях большинства растений и их участие в циклах питательных веществ делает их жизненно важными компонентами в стабильности каждой экосистемы, где присутствуют травянистые растения 1,2. Благодаря своему внеколесковому мицелию AM действует как грибковое расширение для корней растений, особенно в труднодоступных районах3. Основная деятельность находится в корнях растений-хозяев, где AM развивает большие гифные сети и специфические внутриклеточные структуры, называемые арбускулами. Отсутствие специфичности хозяина позволяет симбионту колонизировать несколько видов одновременно. Эта способность обеспечивает АМ роль распределения ресурсов и регулирования питательных веществ в экосистеме; гриб также обеспечивает поддержку в выживании растений и помогает в производительности растений 4,5,6,7. Реакция видов AM на корни хозяина видна в расширении и расположении внутрикорешкового мицелия, а также в наличии и форме арбускул, развитых внутриклеточным образом. Внутриклеточные арбускулы действуют как обменная точка между двумя симбионтами и представляют собой области, характеризующиеся быстрыми процессами переноса. Структуры, которые производят АМ, зависят от вида, и, помимо арбускул, в корнях они также развивают везикулы, споры и вспомогательные клетки.

Существует много проблем в оценке AM симбионтов в корнях растений 8,9. Первый – это их постоянное развитие в течение всего вегетационного периода хозяев, что приводит к множественным изменениям в гифальной арбускулярной структуре. Различные стадии роста арбускулярных соединений, вплоть до их коллапса, явно присутствуют в корнях, но стареющие структуры AM иногда перевариваются, что делает ихвидимыми лишь частично 10. Вторая проблема представлена методом и протоколом окрашивания, большим разнообразием корневых систем, размерами их клеток и различиями в толщине, которые затрудняют предложение единого метода. Последняя задача заключается в оценке и оценке колонизации АМ. Существует множество методов, которые оценивают АМ с разной степенью объективности, и большинство из них по-прежнему ограничены методами микроскопии. Простые основаны на наличии/отсутствии структур в корневой коре, в то время как более сложные основаны на визуальной оценке и использовании классов колонизации, с интеграцией частоты и интенсивности феномена колонизации. За последние десятилетия было получено много данных о микоризном статусе нескольких видов, но большинство методов ограничены наблюдаемой ценностью колонизации, не указывая на реальное положение каждой структуры в корневой коре. В ответ на необходимость получения более точных результатов по колонизации АМ был разработан метод, основанный на микроскопическом анализе микоризных паттернов (MycoPatt) в корнях для сборки в цифровом виде подробных микоризных карт11. Также метод позволяет объективно рассчитать параметры колонизации и определить фактическое положение каждой структуры в корне.

Положение грибковых структур AM может быть важным в ответе на следующие два вопроса. Первый связан с анализом колонизации в один конкретный момент из вегетационного цикла растения. В этом контексте очень полезно наблюдать за обилием арбускулярных/пузырьков, сообщать, как они расположены в корне, и обеспечивать очень четкое изображение и параметры колонизации. Второй связан с выявлением грибковой стратегии и ее направленностью и даже прогнозом ее дальнейшего развития. Одно применение MycoPatt может быть для растений, анализируемых ежедневно, каждые 2-3 дня, еженедельно или во время различных стадий роста. В этом контексте расположение везикул / арбускул важно для лучшего понимания биологического механизма колонизации AM. Эти параметры и наблюдения очень полезны для дополнения математических параметров.

Целью данной статьи является демонстрация способности системы MycoPatt исследовать потенциал и стратегию колонизации нативных грибов AM в корнях Zea mays (кукуруза) на разных стадиях развития и в корнях Festuca rubra (красная овсяница) при различных долгосрочных условиях оплодотворения. Для выполнения поставленной цели были проанализированы две большие базы данных из двух экспериментов. Эксперимент с кукурузой был установлен в Кожокне (46°44′56" широты и 23°50′0" длиной. E), в Экспериментальной дидактической ферме Университета сельскохозяйственных наук и ветеринарной медицины Клуж на феозиом с суглинистой текстуройпочвы 12. Эксперимент с красной овсяницей является частью более крупного экспериментального участка, созданного в 2001 году в Гецари, горы Апусени (46°49'064" широты n и 22°81'418'' длиной. Е), на прелювосоле (terra rossa) почвы типа 13,14. Кукурузу собирали в пять различных фенофаз роста12: В1 = 2-4 листа (в качестве контрольной точки для начала микоризной колонизации); B2 = 6 листьев; B3 = 8-10 листьев; B4 = образование початков; B5 = физиологическая зрелость. Начиная со стадии 2-4 листьев (А0), применялась органическая обработка, в результате которой получался двухградуальный фактор (А1 = контроль и А2 = обработанный). Корни красной овсяницы собирали при цветении из эксперимента с пятью многолетними оплодотворениями13,14: V1 = контрольный, неоплодотворенный; V2 = 10 т·га-1 навоз; V3 = 10 т·га-1 навоз + N 50 кг·га-1,Р2О5 25 кг·га-1, К2О 25 кг·га-1; V4 = N 100 кг·га-1, P2O5 50 кг·га-1, K2O 50 кг·га-1; V5 = 10 т·га-1 навоз + N 100 кг·га-1,Р2О5 50 кг·га-1, К2О 50 кг·га-1. Пять растений были собраны на каждой стадии развития из каждого варианта удобрения. Проанализированы протоколы окрашивания и их производительность с точки зрения времени обработки образца и качества окрашивания. Связь между развитием гиф АМ и наличием ее структур в корнях анализировалась отдельно для каждого вида и продолжалась выявлением наиболее разрешительных корней для колонизации. Конкретные модели колонизации каждой корневой системы были проанализированы на основе карт колонизации и значения параметров AM.

Кукуруза является однолетним растением, которое подразумевает непрерывный рост корней, и это стало основной причиной применения MycoPatt на стадиях выращивания. Овсяница красная – многолетнее растение с луга, долгое время обработанное различными удобрениями. Его корни имеют более короткое развитие на 1 год, а антез считается точкой вегетации, когда растение меняет свой метаболизм с вегетативного на генеративный. Чтобы поймать эти растения в эти периоды интенсивной активности, были выбраны вышеупомянутые временные точки. Отбор проб в течение вегетационного периода затруднен для этого вида при выращивании на естественных лугах.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Отбор биологического материала, отбор проб корней и хранение

  1. Соберите весь корень растений лопатой (рисунок 1А) отдельно для каждого варианта и воспроизведите. Аккуратно, вручную, удалите крупные почвенные агрегаты с корней. Промыть всю корневую систему и измерить ее по шкале с клетками размером 1 см х 1 см (рисунок 1B). Обрежьте корни отдельно для каждого растения и поместите их в полиэтиленовый пакет.
  2. Соберите все чистые корни каждого растения в полиэтиленовый пакет и соберите все образцы из одного варианта в один большой пакет. Напишите на каждой сумке название этапа/варианта и дату выборки. Храните корни в холодильнике или морозильной камере при температуре от −4 °C до −20 °C до момента обработки.

2. Обработка, очистка и окрашивание корней для микроскопии

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте перчатки, маску и микробиологический/химический капюшон для этого этапа протокола.

  1. Убедитесь, что процесс оттаивания корней выполняется медленно при комнатной температуре. Для всех этапов обработки используйте небольшие баночки (30-50 мл), чтобы уменьшить количество необходимых средств.
  2. Выполните следующие четыре шага процедуры медленной очистки и окрашивания15. Делайте все шаги при комнатной температуре. Этот метод позволяет обрабатывать большое количество образцов одновременно без использования водяной бани для кипячения.
    1. Очистка корней: Поместите все корни одного растения в банку. Приготовьте 10% раствор NaOH с водопроводной водой и вылейте его в каждую банку, пока он полностью не покроет корни. Энергично встряхните банки в течение 1 мин или 2 мин, чтобы получить однородную дисперсию очищающего раствора в корнях. Повторите эту процедуру через 24 ч и оставьте корни в очищающем растворе не менее 48 ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чистые корни имеют бледно-желтый (до белого) вид, а консистенция мягкая (их можно легко измельчить, придавив пинцетом).
    2. Промывка корней: пропускайте содержимое одной банки за раз через сито. Утилизируйте решение для очистки. Промойте корни несколько раз в водопроводной воде до полного удаления очищающего раствора.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если очищающий раствор не будет полностью удален, это повлияет на качество процедуры окрашивания.
    3. Окрашивание корней: Поместите промытые корни в чистую банку. Приготовьте 5%:5% раствор чернил-уксуса с водопроводной водой (5 мл синих чернил + 5 мл 9% уксусной кислоты + 90 мл водопроводной воды). Вылейте раствор в каждую банку до тех пор, пока он полностью не покроет корни. Энергично встряхните банки в течение 1 мин или 2 мин, чтобы получить однородную дисперсию окрашивающего раствора в корнях. Повторите эту процедуру через 24 ч и оставьте корни в этом растворе на 48 ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Окрашенные корни имеют интенсивный синий цвет.
    4. Частичное опускание корней: Промыть окрашенные корни в водопроводной воде на 1-2 мин. Энергично встряхните банки, чтобы удалить лишний раствор для окрашивания. Повторите процедуру, если окрашивание слишком интенсивное и не позволяет провести четкую микроскопическую оценку.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Окрашенные корни можно хранить в водопроводной воде до 1 недели при комнатной температуре без изменения качества окрашивания (рисунок 2). В течение более длительных периодов корни могут сохраняться до 2-3 месяцев в 5% растворе коммерческого яблочного уксуса (5% уксусная кислота).

3. Корневая обработка для микроскопии

  1. Сегментация корней: Поместите окрашенные корни из каждого образца на масштабированную разделочную доску (рисунок 3A). Нарежьте корни на сегменты по 1 см (рисунок 3B). Выберите 15 сегментов для каждого варианта.
  2. Щадящий метод дробления для подготовки сегмента: Выкладываем корни на горку. Используйте ламинирующий мешочек для покрытия корней и аккуратно раздавите их, начиная с края (рисунок 3C,D). Используйте мягкий пластиковый инструмент, например, пинцет, ручку скальпеля, ручку или карандаш с ластиком, чтобы медленно отображать корни на слайде. Аккуратно снимите ламинирующий мешочек и накройте образец крышкой (рисунок 3E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Корни имеют трубчатую форму, поэтому их необходимо разделять в двумерной плоскости. Это действие предполагает разделение корней на средней точке, что приводит к отображению двух частей внутреннего диаметра. Использование ламинирующих мешочков в щадящей процедуре дробления позволяет отображать корни, которые имеют цилиндрическую форму, в двух частях - один слева и один справа - к их средней точке. Таким образом, весь корень анализируется углубленно, а степень колонизации является параметром, который показывает объемную колонизацию (описанную в оригинальной работе на MycoPatt11). По сути, мы разрезаем цилиндр пополам, а после этого перестраиваем его математически.
  3. Добавьте воду в угол горки с помощью пипетки и дайте воде медленно распределиться по горке (рисунок 3F). Удалите лишнюю воду бумажным полотенцем.

4. Микроскопический анализ образцов корней

  1. Используйте микроскоп, оснащенный камерой с хорошим разрешением.
  2. Анализируйте слайды, начиная с конечности. Захватите каждое микроскопическое поле. Переименуйте каждое изображение, захваченное с помощью кода, который позволит выполнять реальную пост-ассамбляж корневых частей. Для толстых корней используйте 10-кратное или 40-кратное увеличение, а для тонких корней используйте 40-кратное увеличение. Используйте одну и ту же цель и увеличение для всего набора корней от вида.

5. Сборка изображений после микроскопии

  1. Используйте презентационное программное обеспечение для проектирования чертежной доски для сборки изображений. Установите ширину на 2-3 см шире ширины изображения. Добавьте все захваченные изображения из одного сегмента в порядке их захвата и реконструируйте всю длину корневого сегмента (рисунок 4A).
    1. Короче говоря, соберите в общей сложности 15 изображений для каждого сегмента 1 см и организуйте их вертикально, начиная с 1 до 15, в презентационном программном обеспечении для реконструкции сегмента.
  2. Выровняйте изображения по центру. Используйте вертикальное выравнивание, чтобы убедиться, что каждое изображение следует за предыдущим. На всех рисунках поместите сетку из 10 x 150 ячеек, чтобы покрыть весь корневой сегмент.
    1. Кроме того, на каждом отдельном рисунке поместите сетку 10 x 10 и в каждую ячейку этой сетки вставьте число от одного до шести, если видна структура AM, или оставьте пустым, если структура AM отсутствует. Таким образом, точность процесса максимальна без ошибок в местоположении наблюдаемых структур AM.
  3. Добавьте таблицу для сетки шириной 10 ячеек и длиной 150 ячеек (15 квадратов по 10 ячеек x 10 ячеек). Измените размеры ширины таблицы на ширину изображений. Измените длину таблицы, чтобы она включала все изображения (рисунок 4B).

6. Подсчет очков микоризной колонизации

  1. Используйте уникальный номер для оценки каждого типа структуры, как описано в методе микоризных паттернов11: 1 для гиф; 2 для арбускул; 3 для везикул; 4 для спор; 5 для вспомогательных ячеек; и 6 для точек входа (рисунок 4С). Оцените каждую наблюдаемую микоризную структуру из каждой клетки ранее нанесенных сеток (рисунок 4D).

7. Анализ необработанных данных и извлечение результатов

  1. Вставьте все полученные оценки в таблицу MycoPatt11. Используйте функцию копирования/вставки для переноса всех оценок из презентации на первый лист с именем rawdata (рисунок 5).
  2. Первичный анализ результатов: Используйте третий лист с именами параметров в инструменте электронных таблиц MycoPatt для визуализации результатов в процентах (%) отдельно в трех формах (рисунок 6A-C). Используйте столбцы от А до К для анализа горизонтального изображения колонизации; столбцы от M до W для анализа вертикального изображения колонизации; и столбцы от Y до AI для анализа поперечной (средней) колонизации для каждого из 15 квадратов 10 х 10 (линии 2-17) и конечной средней колонизации (линии 19-20).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поперечная средняя колонизация используется для расчета реальных параметров колонизации, связанных как с горизонтальным, так и с вертикальным анализом. Таким образом, никакие ошибки не могут быть допущены по сравнению с тем, если используется только горизонтальный или вертикальный анализ (подробно описанный в оригинальной работе11). Также этот набор параметров рассчитывается для всей поверхности микроскопического поля.
    1. Используйте определения и формулы, специфичные для каждого параметра, для анализа результатов11. Используйте следующие параметры колонизации: частота колонизации (%), интенсивность колонизации (%), арбускулы (%) и везикулы (%), споры (%) и вспомогательные клетки (%), точки входа (%), процент немикоризных областей (%), общая степень колонизации (%) и отчет о микоризных/немикоризных областях.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если в анализируемых образцах отсутствуют арбускулы, везикулы, споры, вспомогательные клетки и точки входа, электронная таблица MycoPatt оценит их как ноль (0).
  3. Производство и извлечение микоризных карт: Визуализация изображения, полученного в результате преобразования кода микоризных структур в цвета на втором листе названных графиков MycoPatt (рисунок 7A). Экспортируйте полученное изображение в лист графиков в виде изображения (рисунок 7B). Используйте цветовой код в легенде для анализа микоризных паттернов.
  4. Анализ микоризных карт: Определение наиболее важных структур и их сборки на микоризных картах. Опишите картину микоризной колонизации, наблюдаемую в анализируемых корнях. Опишите стратегию микоризной колонизации, основанную на наблюдаемом структурном развитии в корне, ветвящемся паттерне и развитии арбускулы/везикулы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Правильное использование щадящего метода дробления корней после процедур окрашивания обеспечивает хорошую детализацию микоризных структур, как для Zea mays (рисунок 8A-C), так и для Festuca rubra (рисунок 9A-E), хороший контраст между микоризными структурами и корневыми клетками, а также подтверждение стелы благодаря синему цвету. Если процедуры очистки и окрашивания не увенчались успехом, образцы корней трудно раздавить и не показывают четко микоризные структуры (рисунок 10A-E). В этом случае повторите всю процедуру очистки-окрашивания.

Использование метода микоризного паттерна и инструмента MycoPatt позволило полностью исследовать механизм колонизации. Метод обеспечивает глубокое, мелкомасштабное исследование моделей и стратегий колонизации для каждого вида (рисунок 11 и рисунок 12) с дополнительным визуальным выражением параметров колонизации (таблица 1 и таблица 2). Два исследования, проведенные на Zea mays, подробно описанные Pop-Moldovan et al.12, и Festuca rubra, подробно описанные Corcoz et al. 13,14, предоставили большую базу данных наблюдений, микоризных карт и параметров колонизации. Обе базы данных оценивали частоту колонизации (%), интенсивность колонизации (%), арбускулы (%) и везикулы (%), процент немикоризных областей (%), общую степень колонизации (%) и отчет о микоризных /немикоризных областях в качестве параметров колонизации. Для Zea Mays база данных состояла из 5 850 строк в базе данных электронных таблиц, собранных в 390 колонизационных картах. Эксперимент Zea Mays предложил отчет о микоризных / немикоризных областях в качестве параметра для описания чередования и разрушения между колонизированными областями в корнях. Этот подход позволяет провести углубленный анализ механизма колонизации и его развития вдоль корней. Festuca rubra предоставила базу данных из 4 500 строк в электронной таблице, составленную в 300 картах. Был предложен один новый индекс — доклад об арбускулах/везикулах, который далее использовался в качестве показателя стратегии колонизации. Общая оценка стратегии колонизации предложила четыре различных сценария развития микориза: 1) стратегия распространения, 2) стратегия переноса, 3) стратегия хранения и 4) стратегия устойчивости растений. Для извлечения наиболее репрезентативных микоризных карт обе базы данных были исследованы на основе преобразованных средних значений частоты и интенсивности колонизации, в результате чего были извлечены три различные карты для каждого анализируемого варианта (таблица 1 и таблица 2). Три карты представляют колонизацию AM из корневых сегментов, которые имеют ближайшие значения к следующим: среднее значение (Av) каждого варианта, которое вычисляется на основе всех данных, доступных для варианта; Av−, который представляет собой значение, рассчитанное по разнице между средним и средним/2 (Av−Av/2) и показывает более низкий нормальный колонизационный потенциал; и Av+, который представляет собой значение, рассчитанное по сумме между средним и средним/2 (Av+Av/2), и показывает более высокий нормальный потенциал колонизации. Использование этой формулы извлечения позволяет пользователю избежать крайностей (самых высоких или самых низких) колонизации. Метод позволяет извлечь наиболее возможные случаи микоризной колонизации.

Zea mays представляла сильно колеблющийся колонизационный потенциал, который зависел от стадии развития растения (таблица 1, рисунок 11). Значения частоты колонизации сильно варьировались в пределах 3,67%-69,60%, поддерживаемые значениями в 50% для интенсивности колонизации. Основная причина этого явления заключается в том, что корневая система непрерывно развивается в течение всего вегетационного периода. Arbuscules представили максимальные значения в стадии развития 6 листьев (B2) с уменьшением следующих стадий роста. Везикулы появлялись спорадически, со значениями ниже 1%. Исследование микоризных паттернов показало, что гифы развивались в разных областях корней с ограниченным расширением. Наблюдались большие разрывы между колонизированными районами, с нерегулярным развитием гиф вокруг центральной точки колонизации. Стратегия колонизации показала большие различия в интервале устойчивости растений к пролиферативным и трансферным стратегиям. Стадия 6 листьев (B2), за которой следует стадия образования початков (B4), продемонстрировала стратегию переноса колонизации, поддерживаемую сообщениями о микоризованной / немикоррированной области, которая была ниже 0,14. Единственный случай с видимой высокой стратегией переноса был зафиксирован на стадии B2, когда большие участки корней представляли арбускулы. Их общее позиционирование показало четкое разделение между областью, где были разработаны арбускулы, и областью, где арбускулы находились в стадии становления. Наиболее однородная средняя картина колонизации наблюдалась на стадии развития B5, с постоянными неколонизированными областями между колонизированными. Общая оценка этого визуального явления соответствовала заключительному вегетационному периоду, с небольшими значениями арбускул, что указывало на регрессию этих структур.

Festuca rubra является доминирующим видом в горных лугах с многолетней корневой системой. Благодаря такой адаптации большая часть процессов колонизации происходит внутри корней, а развитие гифальных сетей коррелирует с низкой скоростью развития корней (табл. 2, рис. 12). Благодаря применению удобрений, параметры колонизации представляли большие различия между вариантами. Различия в частоте колонизации составили 65%, поддерживаемые 36% разницей в зарегистрированных интенсивностях. Каждый вариант показал различную картину колонизации, коррелировал с долгосрочным применением лечения и сопровождался отклонением между 0,09-0,96 в отчете о микоризованных / немикорризованных областях и 0-9,43 в отчете о арбускулах / везикулах. Вариант управления (V1) показал среднюю стратегию, ориентированную на хранение, с ограниченной областью, ограничивающей разработку арбускул для карты колонизации Av+. Упрощенное изображение колонизации (Av−) показало как линейное, так и латеральное развитие гиф, которое было полностью ориентировано на нерегулярную колонизацию для двух верхних моделей (Av− и Av+). Применение органических методов лечения (V2) индуцировало двойственное, линейное и нерегулярное развитие гифала в корнях. Стратегия колонизации, определенная для органической обработки, показала ориентацию на стратегию хранения, связанную с медленным высвобождением навоза в почву и его стойкостью от одного сезона к другому. Модель Av+ показала самый высокий колонизационный потенциал с интенсивным присутствием везикул. В докладе о микоризованных/немикорризированных районах представлена однородная колонизация с редкими разрывами между колонизированными районами. Вопреки этому, применение минеральных удобрений (V4) индуцировало регрессию микоризной колонизации. Колонизированные области представляли собой нерегулярный рисунок с большими неколонизированными разрывами между ними. Наблюдаемая стратегия, как правило, была ориентирована на устойчивость растений с небольшими участками, где была видна либо пунктуальная стратегия хранения, либо стратегия передачи. Сравнительный анализ между низкоминеральными органическими (V3) и высокоминеральными органическими (V5) обработками показал непрерывную регрессию колонизации и сдвиги в стратегии колонизации, установленные между двумя противоположными методами лечения (V2 и V4). Все колонизированные области развивались нерегулярно вокруг центральной точки, с однородным присутствием неколонизированных областей. Стратегия колонизации была ориентирована на пролиферативно-переносную, с наличием везикул на ограниченных территориях. Наибольшие неколонизированные разрывы были выявлены в варианте с большим количеством минеральных удобрений (V5).

Figure 1
Рисунок 1: Процедуры отбора проб корней. (А) Извлечение образцов с почвой для защиты целостности корней. B) Измерения корневой системы после первой процедуры очистки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Окрашенные корни выдерживают в банке с водопроводной водой до обработки. Корни сохраняют свой цвет до 1 недели при комнатной температуре. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Обработка корней. (A) Храните все корни из одного образца в воде в чашке Петри. (B) Обрезать корни сегментами длиной 1 см. (С-Д) Осторожно надавите на ламинирующий мешочек, чтобы раздавить корни и медленно вывести их на слайд. (Е-Ф) Накройте корневые сегменты чехлом и добавьте одну каплю водопроводной воды в один угол. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Обработка изображений. (A) Добавьте все изображения, снятые из одного образца в презентацию. Выровняйте все изображения, чтобы реконструировать микроскопический вид каждого корня. (B) Добавьте таблицу для подготовки сетки шириной 10 ячеек x длиной 10 ячеек для каждого изображения. Установите для внутренних границ значение «Нет». Внутренние границы по-прежнему будут видны, но их прозрачность не будет мешать микоризному анализу. (С-Д) Используйте легенду MycoPatt, чтобы оценить каждую структуру, видимую на изображении. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Вставка данных в MycoPatt. Скопируйте всю базу данных с наблюдениями из презентации в MycoPatt. Вставьте его в виде чисел. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Извлечение необработанных данных и анализ первичных данных. (A) Оценка колонизации для всех 10 горизонтальных ячеек из одного ряда. (B) Оценка колонизации для всех 10 клеток из одного столбца (вертикального) в каждой из 10 клеток x 10 клеток квадратов из MycoPatt. C) оценка трансверсальной колонизации и расчет средних параметров колонизации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 7
Рисунок 7: Извлечение карт микоризных паттернов. (A) Для всего набора данных на листе графиков MycoPatt доступна большая карта из 10 клеток x 150 клеток. (B) Извлечь карту колонизации в виде изображения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 8
Рисунок 8: Микроскопические изображения структур AMF в обработанных корнях Zea mays. (A) Гифальная сеть межклеточного и внутриклеточного развития арбускул. (Б) Плотная гифальная сеть с многочисленными арбускулами, развивающимися внутриклеточным путем. (C) Серия везикул различных размеров. Сокращения: H = гифы; A = арбускулы; V = везикулы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 9
Рисунок 9: Микроскопические изображения структур AMF в обработанных корнях Festuca rubra. (A) Множественные гифальные сети с везикулами и арбускулами, развитые в отдельных областях. (B) Деталь спиральной гифальной сети. (C) Деталь точки входа и двух спиральных гиф. (D) Деталь пузырька на конце свернутой гифы. (E) Деталь внутриклеточного арбускулы, деталь свернутой гифы и наличие пузырька в конце гифы. Сокращения: H = гифы; A = арбускулы; V = везикулы; Ep = точки входа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 10
Рисунок 10: Неясные микроскопические изображения структур AMF в корнях Festuca rubra (A-C) и Zea mays (D-E) в неполных очищенных и окрашенных корнях. (A) Неясный окрашенный корень с небольшим количеством видимых гиф и видимым родным цветом корней. (B) Гифы синего и интенсивного синего цветового градиента с неясным различием между корневыми клетками и гифами. (C) Четкая окрашенная гифальная сеть в верхней части изображения и неполные окрашенные гифы в нижней части изображения. (D) Интенсивно окрашенный корень и гифы, что делает идентификацию структур AM невозможной. (E) Детализация интенсивно окрашенного корня с артефактами, присутствующими в клетках, что делает идентификацию структур AM невозможной. Сокращения: H = гифы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 11
Рисунок 11: Модели микоризной колонизации (Av, Av− и Av+) в корнях обработанных Zea mays. Сокращения: A0 = момент применения лечения; A1 = контрольный вариант (без лечения)/A2 = обработанный вариант; В1 = 2-4 листа (как контрольная точка для начала микоризной колонизации); B2 = 6 листьев; B3 = 8-10 листьев; B4 = образование початков; B5 = физиологическая зрелость. Варианты комбинаций A0-B1; А1-В2/А2-В2; А1-В3/А2-В3; А1-В4/А2-В4; и А1В5/А2-В5. Полное описание методов лечения можно найти в Pop-Moldovan et al.12. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 12
Рисунок 12: Модели колонизации микоризной колонизации (Av, Av− и Av+) в корнях длительно леченной Festuca rubra. Сокращения: V1 = контрольный, неоплодотворенный; V2 = 10 т·га−1 навоз; V3 = 10 т·га−1 навоз + N 50 кг·га-1,Р2О5 25 кг·га−1, К2О 25 кг·га−1; V4 = N 100 кг·га−1, P2O5 50 кг·га−1, K2O 50 кг·га−1; V5 = 10 т·га−1 навоз + N 100 кг·га-1, P2O5 50 кг·га−1, K2O 50 кг·га−1. Полное описание методов лечения можно найти в предыдущей работе13,14. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Значения параметров микоризной колонизации в корнях Zea mays на основе стадии развития. Условные обозначения: A0 = момент применения лечения; A1 = контрольный вариант (без лечения)/A2 = обработанный вариант; В1 = 2-4 листа (как контрольная точка для начала микоризной колонизации); B2 = 6 листьев; B3 = 8-10 листьев; B4 = образование початков; B5 = физиологическая зрелость. Варианты комбинаций A0-B1; А1-В2/А2-В2; А1-В3/А2-В3; А1-В4/А2-В4; и А1В5/А2-В5. Полное описание методов лечения можно найти в Pop-Moldovan et al.12. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Таблица 2: Значения параметров колонизации микоризной колонизации в корнях Festuca rubra на основе прикладного оплодотворения. Легенда: V1 = контрольный, неоплодотворенный; V2 = 10 т·га−1 навоз; V3 = 10 т·га−1 навоз + N 50 кг·га-1,Р2О5 25 кг·га−1, К2О 25 кг·га−1; V4 = N 100 кг·га−1, P2O5 50 кг·га−1 K2O 50 кг·га−1; V5 = 10 т·га−1 навоз + N 100 кг·га-1,Р2О5 50 кг·га−1 К2О 50 кг·га−1. Полное описание методов лечения можно найти в предыдущей работе13,14. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Таблица 3: Подробные этапы протокола от полевой выборки корней до анализа необработанных данных и извлечения микоризной карты. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Исследования по микоризной колонизации имеют жизненно важное значение для разработки новой стратегии в агрономической области. Потенциал нескольких культурных растений для формирования симбиотической ассоциации с арбускулярными микоризами сделал их важным компонентом устойчивого развития агроэкосистемы и поддержания ее здоровья 16,17,18,19,20. Таким образом, необходимо лучше понять механизм колонизации и грибковые стратегии, которые предоставляют важные данные о том, как растение может подключаться к питательным сетям из почвы, его урожайности и его потенциала выживания. Поэтому в контексте умного сельского хозяйства это обязательное условие этого века, жизненно важно провести углубленную оценку колонизации, а исследования должны обеспечить реалистичное представление о грибковом положении в корнях.

Метод корневых микоризных узоров обеспечивает такое глубокое сканирование корней, но он имеет как ограничения, так и преимущества11. Представленными ограничениями являются большое количество образцов, которые необходимо набрать при первом анализе растения, необходимость манипулирования изображениями и ручное распределение микоризных структур в корнях, но все это может быть преодолено несколькими долгосрочными преимуществами. Большая база данных, полученная в результате применения этого метода и интеграции микроскопии с инструментом MycoPatt, обеспечивает стабильность, статистическую уверенность результатов и долговечность с точки зрения сравнения результатов. Идентификация микоризного паттерна для корней одного конкретного растения облегчит последующие исследования с точки зрения сравнения. Кроме того, он улучшает идентификацию новых паттернов, которые могут предоставить информацию об эволюции механизмов колонизации и грибковой стратегии. Расчет средних параметров колонизации на основе горизонтального и вертикального развития позволяет получить более реалистичные и сложные значения по сравнению с методами визуальной оценки, такими как пересечение сетки, оценка корневого сегмента и увеличенное пересечение 9,11. В целом, метод микоризного паттерна позволяет оценить прогрессирование и ветвление грибков в корнях и выявить новые точки внешней колонизации и распространения гиф вдоль корней. Он позволяет позиционировать арбускулы и везикулы и выделяет их реалистичное положение и измерение в глобальном паттерне.

Правильное применение метода MycoPatt зависит от успешного завершения каждого шага протокола (таблица 3). Для более высокой эффективности весь поток метода рассчитан на проведение одним или несколькими лицами с разным уровнем подготовки. Таким образом, из каждого шага извлекается несколько результатов, и возможен непрерывный анализ. Для отбора биологического материала, отбора проб корней и этапа хранения необходимо, чтобы высококвалифицированный человек правильно идентифицировал вид, независимо от стадии его роста. После того, как вид идентифицирован, отбор проб корней может быть выполнен любым человеком с минимальной подготовкой для щадящего удаления частиц почвы. Второй этап, обработка корней, очистка и окрашивание для микроскопии, требует обученных людей; процесс имеет несколько этапов проверки, и каждый шаг необходим для успеха процедуры. Несколько образцов могут быть обработаны одновременно на первых двух этапах. Обработка корней для микроскопии (этап 3) и микроскопический анализ образцов корней (этап 4) очень важны из-за высокого внимания, необходимого для разрезания сегментов на кусочки по 1 см в сочетании с их мягким дроблением для подготовки слайда. Микроскопия требует внимания для калибровки света и программного обеспечения для получения высококачественных изображений. Оба этапа требуют высококвалифицированных или среднеквалифицированных специалистов под наблюдением эксперта. Сборка изображений после микроскопии требует высококвалифицированного персонала для правильного перекрытия и порядка изображений для реконструкции сегмента. Оценка микоризной колонизации — это шаг, который требует от специалиста по АМ-грибам выявления их структур и колонизации, а также выделения баллов для каждой структуры на сетчатых изображениях. Последний шаг, анализ необработанных данных и извлечение результатов, требует высококвалифицированного аналитика данных, который компилирует базы данных и управляет статистикой фильтрации данных и извлечения наиболее релевантных карт. Этот этап можно совместить с работой специалиста по микоризам для максимальной эффективности процесса. В целом, весь поток позволяет привлекать несколько специалистов в рамках междисциплинарного исследования, что приводит к качественным результатам.

Как и любой новый метод, метод микоризного паттерна должен развиваться и совершенствоваться. Есть некоторые модификации, которые в будущем сделают этот метод более простым в использовании и обеспечат несколько результатов. Если это делается методом медленной очистки и окрашивания, этот метод позволяет манипулировать несколькими образцами одновременно, чтобы приостановить / перезапустить анализ после каждого шага процедуры и получить несколько цифровых баз данных. Важным улучшением будет использование производительных сканеров для более быстрого получения изображений и, после разработки подходящих и эффективных инструментов для распознавания микоризной структуры, автоматизация этого процесса. В контексте эволюции техники быстрое приобретение микоризных паттернов будет поддерживать будущие исследования в этой области.

Существует несколько сложностей в использовании автоматического программного обеспечения. 1) Из-за разных положений структур AM - гиф и везикул - вне корневых клеток и арбускул внутри корневых клеток, трудно откалибровать и обучить программное обеспечение распознавать их в одной картине. 2) Для сборки изображений из одного сегмента программное обеспечение не всегда будет выравнивать изображения для воссоздания сегмента, и возможно, что оно может разместить их случайным образом, что изменит процесс. 3) Другая проблема заключается в том, что программное обеспечение не может различать, если некоторые части двух изображений идентичны или если в процедурах микроскопии некоторые поля были перекрыты. Таким образом, процесс требует выполнения вручную обученными специалистами.

В целом, 60 см корня из каждого варианта было проанализировано из нескольких растений. Текущая рукопись предназначена для представления концепции использования системы и инструмента MycoPatt, а результаты представляют функциональность этого метода. По сравнению с этим методом метод пересечения сетки имеет более высокую субъективность из-за случайного размещения окрашенных корней. Мы считаем, что в будущем необходимо будет установить для каждого завода AM количество используемых сегментов. Это исследование, которое должны быть сделаны всеми исследователями в области микоризы. В одной из статей, в которой сравнивались несколько методов9 , была представлена аналогичная скорость колонизации от 50 до 200 корневых сегментов / растение. В их выводах говорилось, что для анализа каждого сегмента необходим более объективный метод. Основываясь на наших исследованиях, MycoPatt снижает субъективность до 0. Каждый сегмент сканируется и анализируется углубленно. Кроме того, с помощью этого метода может быть разработана база данных изображений для всех проанализированных результатов сегмента. Это также может быть использовано для повторного анализа данных, если это необходимо.

Весь метод дает результаты, которые необходимы для нескольких исследовательских и коммерческих областей. Селекционеры стараются постоянно создавать более устойчивые сорта и гибриды, которые приспосабливаются к конкретным почвенным условиям. В этом контексте процессы селекции растений выиграют с точки зрения связи растений с микоризными сетями из почвы на начальных этапах отбора. Анализ микоризного рисунка покажет различия между гибридами с точки зрения сбора микоризной культуры из почвы и акклиматизации к условиям участка. Исследователи в области селекции могут использовать этот метод для обнаружения, даже на ранних стадиях селекционных процессов, пригодности новых сортов / гибридов для почвенных микоризных условий. Таким образом, будут существовать разновидности/гибриды, которые легко адаптируются к большому числу условий и технологий, а также разновидности/гибриды с более низкой приемлемостью и высокой специфичностью для узких условий. Для луговых экосистем метод микоризного рисунка идеально подходит для различных применений: лучшее понимание выживания растений в различных растительных скоплениях, связанных с грибковой поддержкой; анализ конкретных моделей колонизации эндемичных и находящихся под угрозой исчезновения видов; инвазивный потенциал экзогенных видов; и флуктуации доминирования-кодоминации, обусловленные применением различных входов21. Модели могут быть дополнительно использованы производителями инокулята, которым необходимо рассчитать потенциальные дозы на основе активных пропагул и точек входа. Кроме того, могут быть разработаны высокоспецифичные биоудобрения, которые будут содержать подходящий инокулятор для растений, которые имеют одни и те же гениторы. В исследованиях микоризные паттерны представляют собой весьма сравнительное исследование, как с визуальной, так и с числовой точки зрения. Существует множество баз данных 22,23,24, в которых представлены виды микориза и структуры, которые они могут развивать в корнях растений-тестеров, но ни одна из них, на сегодняшний день, не представляет полного образа колонизации. Все эти требования и необходимость более реалистичных и прикладных исследований поддерживают интеграцию метода микоризных паттернов в исследования взаимодействия почвы, микроба и растений.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Acknowledgments

В этой статье используются данные, полученные в результате двух докторских исследований в тематической области «Кукурузные микоризные модели, обусловленные агрономическими ресурсами», проведенные Викторией Поп-Молдован, и «Микоризный статус и развитие колонизации в горных пастбищных доминирующих видах», проведенные Ларисой Корцоз под координацией профессора д-ра Роксаны Видикан.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Apple vinegar 5% FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L. O?ET DE MERE https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-mere
Blue Ink Pelikan 4001 https://www.pelikan.com/pulse/Pulsar/ro_RO.Store.displayStore.224848./cerneal%C4%83-4001-de-la-pelikan
Cover slips Menzel-Glaser D 263 M https://si.vwr.com/store/product/20545757/cover-glasses-menzel-glaser
Forceps, PMP Vitalab 9.171 411 http://shop.llg.de/info881_Forceps_PMP_lang_UK.
htm?UID=55005bf838d8000000000000
&OFS=33
Glass jar 47 mL Indigo Cards BORCAN 47 ML HEXAGONAL https://indigo.com.ro/borcan-47-ml-hexagonal
Laminating Pouches Peach PP525-08 Business Card (60x90mm) / https://supremoffice.ro/folie-laminare-60x90mm-125mic-carte-vizita-100-top-peach-pp525-08-510328
Microflow Class II ABS Cabinet Bioquell UK Ltd Microflow Class II ABS Cabinet http://www.laboratoryanalysis.co.uk/graphics/products/034_11%20CLASS%202BSC%20(STD).pdf
Microscope slides Deltalab D100001 https://distrimed.ro/lame-microscop-matuite-la-un-capat-26x76-mm-deltalab/?utm_source=Google%20Shopping&utm_campaign=
google%20shopping%20distrimed&utm_medium=cpc&
utm_term=1647&gclid=CjwKCAjwu
YWSBhByEiwAKd_n_odzr8CaCXQ
hl9VQkAB3p-ODo2Ssuou9cnoRtz1Gb
xsjqPY7F05HmhoCj6oQAvD_BwE
Microsoft Office 365 Microsoft Office 365 Excel and Powerpoint; spreadsheet and presentation
NaOH Oltchim 01-2119457892-27-0065 http://www.sodacaustica.com.ro/pdf/fisa-tehnica-soda-caustica.pdf
Nitrile gloves SemperGuard 816780637 https://www.sigmaaldrich.com/RO/en/product/aldrich/816780637?gclid=CjwKCAjwuYWSBhByEiwAKd
_n_rmo4RRt8zBql7ul8ox
AAYhwhxuXHWZcw4hlR
x0Iro_4IyVt69aFHRoCmd
wQAvD_BwE
Optika camera OPTIKA CP-8; P8 Pro Camera, 8.3 MP CMOS, USB 3.0 https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/c-p-series/
Optika Microscope OPTIKA B383pL https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/b-380-series/
Protective mask FFP3 Hermes Gift HERMES000100 EN 149-2001+A1:2009 / https://www.emag.ro/set-10-masti-de-protectie-respiratorie-hermes-gift-ffp3-5-straturi-albe-hermes000100/pd/DTZ8CXMBM/#specification-section
Scalpel Cutfix 9409814 https://shop.thgeyer-lab.com/erp/catalog/search/search.action;jsessionid=C258CA
663588CD1CBE65BF
100F85241B?model.query=9409809
White wine vinegar 9% FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L. O?ET DE VIN ALB https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-vin-alb

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Trivedi, P., Leach, J. E., Tringe, S. G., Sa, T., Singh, B. K. Plant-microbiome interactions: From community assembly to plant health. Nature Reviews Microbiology. 18 (11), 607-621 (2020).
  2. Jeffries, P., Barea, J. M. 4 Arbuscular Mycorrhiza: A Key Component of Sustainable Plant-Soil Ecosystems. The Mycota. IX Fungal Associations. Hock, B. , SpringerVerlag. Berlin, Germany. 51-75 (2012).
  3. Parniske, M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology. 6 (10), 763-775 (2008).
  4. Gianinazzi, S., et al. Agroecology: The key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. Mycorrhiza. 20 (8), 519-530 (2010).
  5. Lee, E. -H., Eo, J. -K., Ka, K. -H., Eom, A. -H. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and their roles in ecosystems. Mycobiology. 41 (3), 121-125 (2013).
  6. Zhang, Y., Zeng, M., Xiong, B., Yang, X. Ecological significance of arbuscular mycorrhiza biotechnology in modern agricultural system. Ying Yong Sheng Tai Xue Bao = The Journal of Applied Ecology. 14 (4), 613-617 (2003).
  7. Shah, A. A., et al. Effect of endophytic Bacillus megaterium colonization on structure strengthening, microbial community, chemical composition and stabilization properties of Hybrid Pennisetum. Journal of the Science of Food and Agriculture. 100 (3), 1164-1173 (2020).
  8. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer. New York City, NY. (2015).
  9. Sun, X. -G., Tang, M. Comparison of four routinely used methods for assessing root colonization by arbuscular mycorrhizal fungi. Botany. 90 (11), 1073-1083 (2012).
  10. Smith, S., Read, D. Colonization of Roots and Anatomy of Arbuscular Mycorrhiza. Mycorrhizal Symbiosis. Smith, S. E., Read, D. J. , Academic Press. London, UK. 42-90 (2008).
  11. Stoian, V., et al. Sensitive approach and future perspectives in microscopic patterns of mycorrhizal roots. Scientific Reports. 9 (1), 10233 (2019).
  12. Pop-Moldovan, V., et al. Divergence in corn mycorrhizal colonization patterns due to organic treatment. Plants. 10 (12), 2760 (2021).
  13. Corcoz, L., et al. Mycorrhizal patterns in the roots of dominant Festuca rubra in a high-natural-value grassland. Plants. 11 (1), 112 (2021).
  14. Corcoz, L., et al. Deciphering the colonization strategies in roots of long-term fertilized Festuca rubra. Agronomy. 12 (3), 650 (2022).
  15. Stoian, V., Florian, V. Mycorrhiza - Benefits, influence, diagnostic method. Bulletin of University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca. Agriculture. 66 (1), 2009 (2009).
  16. Prates Júnior, P., et al. Agroecological coffee management increases arbuscular mycorrhizal fungi diversity. PLoS One. 14 (1), 0209093 (2019).
  17. Rillig, M. C., et al. Why farmers should manage the arbuscular mycorrhizal symbiosis. New Phytologist. 222 (3), 1171-1175 (2019).
  18. Rillig, M. C., et al. Towards an integrated mycorrhizal technology: Harnessing mycorrhiza for sustainable intensification in agriculture. Frontiers in Plant Science. 7, 1625 (2016).
  19. Bhale, U. N., Bansode, S. A., Singh, S. Multifactorial Role of Arbuscular Mycorrhizae in Agroecosystem. Fungi and their Role in Sustainable Development: Current Perspectives. Gehlot, P., Singh, J. , Springer. New York City, NY. 205-220 (2018).
  20. Khaliq, A., et al. Integrated control of dry root rot of chickpea caused by Rhizoctonia bataticola under the natural field condition. Biotechnology Reports. 25, 00423 (2020).
  21. Vaida, I., Păcurar, F., Rotar, I., Tomoș, L., Stoian, V. Changes in diversity due to long-term management in a high natural value grassland. Plants. 10 (4), 739 (2021).
  22. Taxonomy of Arbuscular Fungi. , Available from: http://www.zor.zut.edu.pl/Glomeromycota/Taxonomy.html (2022).
  23. The International Collection of (Vesicular) Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Available from: https://invam.wvu.edu/collection (2022).
  24. The International Bank for the Glomeromycota. , Available from: https://www.i-beg.eu/ (2022).

Tags

Биология выпуск 186 Взаимодействие растений и грибков симбиоз модели колонизации последовательность колонизации грибковая стратегия параметры микориза положение структуры.
Микоризные карты как инструмент для изучения моделей колонизации и грибковых стратегий в корнях <em>Festuca rubra</em> и <em>Zea mays</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Stoian, V., Vidican, R., Corcoz, L., … More

Stoian, V., Vidican, R., Corcoz, L., Pop-Moldovan, V. Mycorrhizal Maps as a Tool to Explore Colonization Patterns and Fungal Strategies in the Roots of Festuca rubra and Zea mays. J. Vis. Exp. (186), e63599, doi:10.3791/63599 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter