Summary
本协议描述了如何将人体皮肤移植到非肥胖糖尿病（NOD）-scid白细胞介素-2γ链受体（NSG）小鼠上。报告中详细介绍了移植用人体皮肤的制备、移植用小鼠的准备、裂层人体皮肤的移植以及移植后的恢复程序。
Abstract
人类皮肤异种移植模型将人类供体皮肤移植到免疫缺陷小鼠宿主上，是皮肤免疫学转化研究的重要选择。小鼠和人体皮肤在解剖学和免疫细胞组成方面存在很大差异。因此，传统的小鼠模型在皮肤病学研究和药物发现方面存在局限性。然而，成功的异种移植在技术上具有挑战性，需要最佳的标本和小鼠移植部位准备，以确保移植物和宿主存活。本协议提供了一种将人类皮肤移植到小鼠身上的优化技术，并讨论了下游实验目标的必要考虑因素。本报告描述了人类供体皮肤样本的适当制备、手术装置的组装、小鼠和手术部位的准备、皮肤移植和术后监测。坚持这些方法允许在手术后维持异种移植物超过6周。由于工程控制、无菌技术以及术前和术后调理的发展，下面概述的技术可实现最大的移植效率。异种移植模型的适当性能导致长寿命的人类皮肤移植样品用于人体皮肤的实验表征和 体内化合物的临床前测试。
Introduction
小鼠模型经常被用来推断人类生物学和疾病，部分原因是它们的实验可重复性和遗传操作能力。然而，小鼠生理学并不能完全概括人体器官系统，特别是皮肤，因此在药物开发中用作临床前模型具有局限性1。小鼠和人类皮肤之间的解剖学差异包括上皮厚度和结构的差异，缺乏小鼠内分泌汗腺以及毛发循环的变化2。此外，免疫系统的先天臂和适应性臂在两个物种之间是不同的3。小鼠皮肤含有树突状表皮T细胞（DETCs）的独特免疫群体，具有更高的真皮γδ T细胞丰度，并且与人体组织相比，免疫细胞亚群定位不同4。因此，关于人类皮肤生物学和炎症的实验结果受益于人体组织的验证。虽然 体 外和类器官培养系统是研究人体组织的广泛使用的工具，但这些系统受到缺乏或不完全免疫重建以及与外周脉管系统缺乏联系的限制5。人源化异种移植皮肤移植模型旨在允许对 体内人体组织中的免疫和非免疫途径进行治疗或生物操作。
人体皮肤异种移植模型已被用于研究皮肤生理学和药理学，分析免疫排斥和反应，剖析人类皮肤癌机制，了解皮肤病和伤口愈合6。虽然适用于皮肤研究的多个领域，但异种移植模型的通量低于 体外 研究，并且缺乏小鼠模型中采用的遗传操作的便利性。该模型中的时间点可能从数周到数月不等，成功的移植需要适当的设施和设备来进行这些手术。然而，异种移植模型为实验提供了生物学和生理背景，而类器官培养系统（例如组织外植体）通常需要以特定的时间间隔复制无数的运动部件，例如外源性信号7。因此，该模型最适合用于进一步验证 在体外 和小鼠模型中观察到的发现，或者用于生物学上不可行的工作。适当使用异种移植模型为研究和操作 体内完整的人体组织提供了独特的机会。
异种移植皮肤移植模型的优化依赖于数十年的研究，以随着时间的推移保持移植物的完整性。这一过程的关键是利用非肥胖糖尿病（NOD）-scid白细胞介素-2γ链受体（NSG）小鼠，该小鼠缺乏B和T适应性免疫细胞，功能性NK细胞，并且在巨噬细胞和树突状细胞中存在缺陷8。这些NSG宿主的免疫缺陷性质允许移植人造血细胞，患者来源的癌症和皮肤8，9，10。尽管存在这种免疫抑制宿主环境，但通过抗GR1给药对小鼠中性粒细胞免疫反应的额外抑制对于移植成功是必要的10。移植完整组织的主要障碍是感染、排斥和难以重建流向移植物的血流，有时会导致真皮和表皮完整性的丧失11。包括施用抗FR1和使用适当移植深度在内的技术可提高移植物存活率10。细致的优化使得对NSG小鼠进行人异种移植皮肤移植成为可能，效率和存活率从90%-100%不等。
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Protocol
本研究已获得批准并按照UCSF IACUC（AN191105-01H）和IRB（13-11307）协议进行。作为常规选择性外科手术（如疝气修复）的一部分丢弃的皮肤样本用于本研究。皮肤样本要么被去识别化并被认证为非人类受试者研究，要么，如果下游分析需要临床识别信息，则根据IRB协议13-11307提供患者书面同意。没有使用其他纳入或排除标准。研究中雇用了8-10周龄的男女NSG小鼠。小鼠是从商业来源获得的（见 材料表）。
1. 供体人体皮肤样本的处理
注意：本次移植中使用的人体皮肤样本是从健康患者的腹部收集的大样本。样品必须至少为 15 厘米 x 7.5 厘米。大小限制可能会影响皮肤可用的小鼠数量和移植物大小的选择。
- 在制备和移植之前，将皮肤样品保持在低温（冰上;4°C）。将样品保持在封闭的样品收集杯中，纱布浸泡在磷酸盐缓冲盐水（PBS）中。
注意：不建议将皮肤样品在4°C下储存超过2天。但是，存在皮肤样本存储较长时间的报告12。
注意：使用标准的生物危害预防措施治疗所有人体组织。 - 准备在灭菌解剖板上的灭菌负压组织培养罩中对人体皮肤样品进行皮节测定。
- 将皮肤样本，表皮朝上，放在解剖板上。用无菌酒精准备垫擦拭表皮，然后用PBS擦拭。
- 用 1.5 的剖析 T 形针将皮肤的较近边缘固定到位（见 材料表）。
- 以400μm的厚度对皮肤标本进行皮节，施加稳定的压力，同时以30°-45°角向前切割。遵循所有仪器特定的说明和安全措施（参见 材料表）。
注意：有关皮节技术的详细信息，请参阅先前发表的报告13。 - 通过在培养皿底部放置浸泡在无菌PBS中的无菌纱布来准备100mm x 20 mm培养皿。将皮肤，表皮面朝上，放在湿纱布上。
- 用半透明的密封膜密封并覆盖板边缘（参见 材料表），以确保样品不受污染。接枝前将样品储存在4°C。
2. 术前调理和准备
- 准备无菌器械和无菌手术台进行移植。使用高压灭菌的纸巾作为无菌表面放置仪器和鼠标。
注意：小鼠可以在断奶后移植，但最好在8-10周龄之间移植。任何性别的小鼠都可以移植。 - 在与手术站物理上分开的区域进行手术准备，例如脱毛。
- 通过在无菌盐水中将其稀释至1mg / mL来制备抗GR1（见 材料表）。麻醉诱导后腹膜内向每只小鼠施用100μg/ 100μL抗GR1溶液。
- 用异氟醚或其他机构批准的麻醉剂一次麻醉小鼠。
注意：异氟醚在诱导过程中需要以3%-5%的浓度给予。一旦小鼠不动，将异氟醚浓度降低至1%-3%，以在手术期间发挥作用。- 通过观察呼吸频率、无脚趾捏反应以及耳朵和嘴巴的适当粉红色来监测小鼠的适当麻醉深度。
注意：使用适当的麻醉机械和清除方法，避免接触异氟醚蒸气。
- 通过观察呼吸频率、无脚趾捏反应以及耳朵和嘴巴的适当粉红色来监测小鼠的适当麻醉深度。
- 将鼠标转移到加热垫或其他热源（参见 材料表）。
- 用戴手套的手指在眼睛上涂抹一小滴软膏来施用眼药膏。
- 通过捏住皮肤并以平行于身体的角度注射，皮下施用丁丙诺啡（0.08mg / kg）和卡洛芬（5mg / kg）（见 材料表）。
注意：按照机构方案准备治疗前镇痛药。遵循镇痛药选择和管理的机构指南。本研究中使用的镇痛方法在步骤2.7和 补充图1中概述。 - 腹膜内施用抗GR1（在步骤2.4中制备），方法是轻轻抬起小鼠的尾巴，露出腹部，并使用胰岛素1mL（12.7mm）注射器以30°角注射。
- 使用动物安全的电动剪（见 材料表）剃掉鼠标背侧的中上部。
- 清除所有毛发，并在剃光的皮肤上涂抹大量脱毛软膏30秒至1分钟。
- 用纸巾和PBS彻底擦去脱毛软膏。
3. 移植程序
- 将鼠标转移到远离脱毛站的二级手术位置。
- 用碘拭子棒以圆周运动对手术部位进行消毒，从中间开始，向脱毛区域的边缘运动。
- 将一块无菌保鲜膜放在鼠标上，并在塑料中切开一个窗口，略大于要嫁接的区域的大小。
- 切割矩形的10毫米x 10毫米部分供体皮肤，用手术刀移植。为此，用镊子的背面牢固地将供体皮肤固定到位，并用手术刀沿着镊子切割。
- 使用手术剪刀，剪下与供体皮肤片大小相匹配的小鼠皮肤矩形区域，形成移植床。用镊子将皮肤从身体上拉开，用剪刀与身体成角度剪开皮肤，以免深深地切入面部。
- 将供体皮片，表皮朝上，放在准备好的移植床上。
- 使用镊子的背面，操纵皮肤，来回滑动，直到供体皮肤完全平放在移植床上。
- 在供体皮肤与小鼠皮肤相遇的地方加入几滴手术胶组织粘合剂（见 材料表），并用镊子将小鼠和供体皮肤固定在一起1-2秒，以使胶水粘附在组织上。完全密封移植物的边缘，让胶水完全干燥。
- 按照以下步骤包扎小鼠（图1）。
- 切一块足够大的凡士林纱布（见 材料表）以完全覆盖移植区域。
- 用凡士林纱布覆盖移植物，并用镊子将纱布轻轻按压在皮肤上。
- 纵向切一条透明薄膜敷料，使宽度足够大以覆盖小鼠的伤口。
- 用力将透明薄膜敷料，粘合剂面朝下，压在纱布上。快速滚动鼠标，将敷料完全包裹在躯干上，确保其紧密贴合而不会阻碍呼吸，并且所有肢体都可以自由活动。
- 将鼠标放在恢复笼中并监视它，直到它发出警报并四处移动。恢复后在保持架的一部分上提供至少 15 分钟的热源。
注意：动物在放入恢复笼后预计会在 1-5 分钟内恢复。
- 嫁接后单独饲养小鼠。
- 根据机构协议的要求进行术后镇痛。
注意：在本研究期间，丁丙诺啡（0.08mg / kg）皮下给药4-6小时。
4. 术后程序
- 在移植后 4 天、7 天和 11 天腹膜内注射 100 μL （100 μg） 抗 GR1，以防止移植排斥反应（补充图 1）。
- 必要时更换绷带，如果被小鼠取下。
- 在第7天重新包扎所有小鼠。
- 在第 14 天取下绷带。
- 监测小鼠是否有移植排斥和全身炎症（体重减轻，脱发，极度嗜睡）的迹象。
- 在移植后3至6周之间收获小鼠。
- 通过调节器控制的二氧化碳（CO2）给药对小鼠实施安乐死，然后颈椎脱位。
注意：遵循安乐死的机构指南。 - 解剖小鼠的皮肤移植物14.将一部分移植物置于10%福尔马林中24小时，然后石蜡包埋和切片以进行组织学染色9。
- 用剪刀切碎皮肤移植物，并在细胞培养基中用 250 IU/mL 胶原酶 IV 和 0.02 mg/mL 脱氧核糖核酸酶酶消化过夜。按照前面描述的程序14对细胞进行表面和细胞内标记物染色。
- 通过调节器控制的二氧化碳（CO2）给药对小鼠实施安乐死，然后颈椎脱位。
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Representative Results
在超级屏障动物设施内对NSG小鼠进行了人类皮肤异种移植。成功是由移植后小鼠的移植和小鼠存活时间延长以及行为健康来定义的。手术后一周内存活率低最初被认为是实验成功的最大障碍，高达50%的小鼠需要安乐死。在手术期间和手术后立即改进无菌技术和更好地支持小鼠体温，将手术存活率持续提高到80%以上，通常达到90%-100%。虽然试验了在小鼠饮用水中添加抗生素，但并未确定改善结局，并且由于结果的潜在混杂因素而停止使用。成功移植的小鼠在移植后的几天内应该显得活跃和健康。老鼠像往常一样在笼子里走动，探索，筑巢，吃喝。一只身体不适的老鼠可能看起来懒惰，没有反应，并且可能没有足够的食物或饮水来维持其体重。用软喂养和口服补液选择补充昏昏欲睡的小鼠可能有助于术后恢复。
正常愈合的异种移植物首先会结痂，然后在手术后约 50 天内恢复。移植物可能会随着时间的推移而收缩，但在供体皮肤与小鼠皮肤相遇的边缘保持粘附（图2）。虽然移植物结痂应该消退，但移植物将比健康的人体皮肤更厚，更发炎（图2）。移植物可能过度收缩，减少可用于终点分析的组织。使用一致大小的移植物和适当的移植物放置有望缓解这些问题。在五个独立实验中，所有移植物都存活到收获时，移植后长达50天。
组织分析可能包括免疫组织化学和酶消化后的单细胞分析。在细胞培养基中通过250 IU / mL的IV型胶原酶和0.02 mg / mL的DNase进行过夜消化处理部分皮肤（参见 材料表），并如前所述对表面和细胞内标志物进行染色14。流式细胞术分析显示，大多数移植物中存在人类免疫细胞，但异种移植物之间的计数不同（图3A）。 图3B 显示了成功移植（左）和未能维持人类免疫细胞（右）的代表性结果。对从移植物中心取出的苏木精和伊红染色（H&E）切片的分析显示，在35天和50天的时间点内，由人类真皮和表皮组成的完整的，非活化的皮肤（图4）。
图1：手术后包扎小鼠的方法。 在麻醉下，将小鼠紧紧包裹在凡士林纱布和透明薄膜敷料中。（A）凡士林纱布放置在比手术伤口略大的区域上。（B）制备透明薄膜敷料：切一条长条，略宽于凡士林纱布。覆盖透明薄膜敷料的粘合剂侧的背衬被部分去除。（C）将胶片的粘合面牢固地压在鼠标背面，在胶片的前端留出一英寸的空间。（D） 鼠标仰面转动。将胶片的悬垂前部压在鼠标上，并移除背衬。（E）将鼠标紧紧包裹在薄膜中，并在包裹鼠标时去除剩余的支撑。（F）鼠标被敷料成功包裹，其胳膊和腿不受约束。 请点击此处查看此图的大图。
图2：移植后第10天至第21天移植动物的代表性图像。 （A-C）在第10天进行最佳移植的三种不同小鼠。（D-E）在第21天移植的两只不同的小鼠。请点击此处查看此图的大图。
图3：移植皮肤中的免疫细胞嵌合。 从异种移植物中回收人免疫细胞的流式细胞术数据。数据在单线态，活体，人类CD45 +小鼠CD45-的事件上设门。（A）从两个独立实验中回收的细胞数量（活人CD45 +事件）。（B）成功移植物中人和小鼠CD45 + 免疫细胞染色的代表性图（左）与维护人免疫区室失败的移植物（右）的比较。 请点击此处查看此图的大图。
图 4：第 35 天和第 50 天移植人体皮肤的组织学。 在第35天（A）或50（B）从小鼠身上收获移植皮肤，保存在10%福尔马林中，并石蜡包埋并染色苏木精和伊红（H&E）。（A）表皮表现中度增生（棘皮症）、轻度肉芽肿和致密角化。在真皮中，偶尔有扩张和充血的毛细血管。黑色素细胞和黑色素色素存在于表皮的基底层。真皮是中等细胞，由丰满的椭圆形成纤维细胞组成，具有苍白的合胞细胞质和分散的淋巴细胞。（B）表皮包括分层鳞状上皮，角质层中的篮形角化病，厚度正常。黑色素细胞和黑色素色素存在于表皮的基底层。真皮显示椭圆形成纤维细胞和略微增强的细胞外基质沉积。 请点击此处查看此图的大图。
补充图1：异种移植研究采用的方案时间表。请点击此处下载此文件。
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Discussion
小鼠异种移植皮肤移植模型是在 体内 环境中机械解剖人类皮肤免疫反应的关键技术14。成功的皮肤异种移植依赖于小鼠和皮肤标本和小鼠的适当制备以及坚持无菌啮齿动物手术方法15。在低温下快速冷却和适当储存皮肤样本在培养基（如无菌盐水）中对于确保移植前持续的组织健康非常重要12。使用诸如皮节之类的仪器收集分离厚度的样品，使小鼠之间的样品深度保持一致，并增加宿主的营养供应以提高移植物存活率10。可能观察到表皮脱落导致移植物完整性丧失，特别是在血液供应中断的全层移植物中16。无菌技术、手术期间和手术后提供的热量以及最小化手术时间的技术（例如利用手术胶水）有助于小鼠在手术期间和手术后的存活15。移植后施用抗GR1可以抑制免疫缺陷宿主中剩余的小鼠免疫应答，以促进移植物存活10。这些方法增加了异种移植模型期间小鼠和移植物存活的可能性，并提高了实验数量和从一次实验到下一次实验的可重复性。
尽管非常有用，但正如所证明的那样，异种移植皮肤移植模型存在一些关键局限性。首先，移植物存在于炎症环境中，很可能继发于短暂性缺血和鼠髓系细胞浸润人移植组织。因此，它不能反映人体皮肤处于稳定状态，并且可能无法完全反映所有人类炎症性皮肤病10，14。通过从病变皮肤移植临床活检来研究人类炎症性疾病是一种替代策略，但可用活检数量的限制和移植深度控制的不一致使这种选择不太有利。此外，异种移植并不能概括人类外周免疫结构。用人类细胞重建小鼠外围也可能需要注意，因为NSG小鼠淋巴结构在人类细胞植入之前是萎缩的;这可能导致在某些设置10，17中优先选择单元格。此外，即使没有治疗，皮肤标本的皮肤植入和免疫细胞恢复也可能因小鼠而异。对于此模型，建议每个条件至少重复 10 次，以观察组之间的一致差异。可能需要根据实验问题调整测定的适当持续时间，因为移植愈合和血运重建发生在移植后的最初几周内，并且干预的效果可能取决于植入的阶段。
尽管存在这些缺点，但人类异种移植皮肤移植模型仍然是研究 体内完整器官中人类皮肤免疫反应的少数几种方法之一。虽然转基因小鼠模型可能允许机械途径解剖，但解剖结构、免疫细胞组成和显性免疫途径的差异限制了对人类疾病的翻译1。人源细胞的离体培养、皮肤类器官模型和人体组织外植 体 研究可以替代使用，但也受到限制，包括免疫细胞网络的破坏和免疫细胞从完整组织中排出18，19。因此，异种移植皮肤移植模型仍然是研究临床前 体内 环境中治疗候选药物和人类皮肤对炎症反应的关键方法。
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Disclosures
MDR是TRex Bio和Sitryx的创始人。MDR和MML获得Sitryx，Q32和TRex Bio的研究资助。
Acknowledgments
这项工作部分由TRex Bio的赞助研究协议和NIH的资助（1R01AR075864-01A1）资助。JMM得到了癌症研究协会（拨款26005）的支持。我们承认Parnassus流式细胞术核心部分由NIH P30 DK063720，S10 1S10OD021822-01和S10 1S10OD018040-01支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral Buffered Formalin | Fisher | SF100-20 | Fixative for histology |
| 3M Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469SB | surgical glue |
| Alexa 700 CD45 monoclonal antibody (Clone 30F11) | Thermo Fischer | 56-0451-82 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Anti-GR1 clone RB6-8C5 | BioXcell | BE0075 | Anti-rejection |
| APC mouse anti-human CD25 (Clone 2A3) | BD Biosciences | 340939 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| APC-eFluor 780 anti-human HLA-DR (Clone LN3) | eBioscience | 47-9956-42 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Autoclave pouches | VWR | 89140-800 | For autoclaving tools and paper towels |
| Brilliant Violet 60 anti-human CD4 antibody (Clone OKT4 | Biolegend | 317438 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Brilliant Violet 65 anti-human CD8a antibody (Clone RPA-T8) | Biolegend | 301042 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Brilliant Violet 711 anti-human CD3 antibody (Clone OKT3) | Biolegend | 317328 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Buprenex 0.3 mg/mL | Covetrus | 059122 | Analgesia |
| Carprofen 50 mg/mL | Zoetis | NADA # 141-199 | Analgesia |
| Collagenase Type IV | Worthington | 4188 | Skin digestion |
| D42 Dermatome blade | Humeca | 5.D42BL10 | dermatome (1 blade per sample) |
| Dermatome D42 | Humeca | 4.D42 | dermatome |
| Disposable Scalpel | Bard-Parker | 371610 | skin preparation |
| Dissecting T-Pins; 1-1/2 inch, 1000/CS 1.5 | Cole-Parmer | UX-10915-03 | To pin skin specimen for dermatome |
| Dissection scissors | medicon | 02.04.10 | sample preparation and mouse dissection |
| DNAse | Sigma-Aldrich | DN25-1G | Skin digestion |
| eBioscience Foxp3 / Transcription Factor Fixation/Permeabilization Concentrate and Diluent | eBioscience | 00-5521-00 | Flow cytometry analysis: Cell Fixation and Permeabilization |
| eFluor-450 FOXP3 monoclonal antibody (Clone PCH101) | eBioscience | 48-4776-42 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
| Electric clippers | Kent | CL8787-KIT | hair removal |
| Epredia Shandon Instant Eosin | Fisher Scientific | 6765040 | H&E |
| Epredia Shandon Instant Hematoxylin | Fisher Scientific | 6765015 | H&E |
| FITC anti-human CD45 (Clone HI30) | Tonbo Biosciences | 35-0459-T100 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| Forceps | medicon | 07.60.07 | sample preparation and mouse dissection |
| Gauze | Fisherbrand | 22-362-178 | Sample preparation |
| Heating lamp | Morganville Scientific | HL0100 | Post-surgical care |
| Heating pads 4" x 10" | Pristech | 20415 | Surgical heat supply |
| Insulin 1cc 12.7 mm syringes | BD | 329410 | drug administration |
| Isoflurane | United States Pharmacopeia (USP) | NDC 66794-013-25 | Anesthesia |
| Isoflurane machine | VetEquip | 911103 | Anesthesia |
| Nair for Men | Nair | 10022600588556 | hair removal |
| Neomycin and Polymyxin Bisulfates and Bacitracin Zinc Ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17478-235-35 | eye ointment to prevent drying |
| NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) mice | The Jackson Laboratory | 005557 | Mice |
| Paper towels | Kleenex | 100848 | May be autoclaved for sterile surfaces |
| Parafilm | Fisher Scientific | 13-374-12 | Semitransparent sealing film |
| PE mouse anti-human CD127 (Clone HIL-7R-M21) | BD Biosciences | 557938 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
| PE-Cy-7 mouse anti-Ki-67 (Clone B56) | BD Biosciences | 561283 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
| PerCP-eFluor-710 CD152 (CTLA-4) monoclonal antibody (Clone 14D3) | eBioscience | 46-1529-42 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
| Permeabilization Buffer 10x | eBioscience | 00-8333-56 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining buffer |
| Petri Dish 150 mm | Corning | 430597 | Sample storage |
| Plastic Wrap | Fisherbrand | 22-305-654 | Site preparation |
| Providone-Iodine Swab stick | PDI | S41350 | Site sterilization |
| Soft-Feed and Oral Hydration (Napa Nectar) | Se Lab Group Inc | NC9066511 | For supplementing poorly recovering mice post-surgery |
| Specimen Collection Cups | Fisher Scientific | 22-150-266 | sample storage |
| Sterile alcohol prep pad | Fisherbrand | 22-363-750 | skin preparation |
| Sterile PBS | Gibco | 14190-144 | Media for sample storage |
| Sterile saline | Hospira | NDC 0409-4888-02 | For drug dilution |
| Tegaderm Film 4” x 43/4” | 3M | 1626 | transparent film wound dressing |
| Vaseline Petrolatum Gauze 3” x 8” | Kendall | 414600 | wound dressing |
| Violet 510 Ghost Dye | Tonbo Biosciences | 13-0870-T100 | Flow cytometry analysis: Viability dye |
References
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