Denne protokol er en vejledning til visualisering af dynamisk actin og mikrotubuli ved hjælp af et in vitro total intern fluorescens (TIRF) mikroskopiassay.
Traditionelt er actin- og mikrotubululecytoskeletoner blevet undersøgt som separate enheder, begrænset til specifikke cellulære regioner eller processer og reguleret af forskellige suiter af bindende proteiner, der er unikke for hver polymer. Mange undersøgelser viser nu, at dynamikken i begge cytoskeletale polymerer er sammenflettet, og at denne krydstale er nødvendig for de fleste cellulære adfærd. En række proteiner involveret i actin-mikrotubulusinteraktioner er allerede blevet identificeret (dvs. Tau, MACF, GAS, formins og mere) og er godt karakteriseret med hensyn til enten actin eller mikrotubuli alene. Imidlertid viste relativt få undersøgelser assays af actin-mikrotubuluskoordinering med dynamiske versioner af begge polymerer. Dette kan okkludere nye forbindelsesmekanismer mellem actin og mikrotubuli. Her tillader en total intern refleksionsfluorescens (TIRF) mikroskopibaseret in vitro rekonstitutionsteknik visualisering af både actin- og mikrotubulusdynamik fra den ene biokemiske reaktion. Denne teknik bevarer polymerisationsdynamikken for enten actinfilament eller mikrotubuli individuelt eller i nærværelse af den anden polymer. Kommercielt tilgængeligt Tau-protein bruges til at demonstrere, hvordan actin-mikrotubuliadfærd ændrer sig i nærvær af et klassisk cytoskeletalt tværbindingsprotein. Denne metode kan give pålidelig funktionel og mekanistisk indsigt i, hvordan individuelle regulatoriske proteiner koordinerer actin-mikrotubulusdynamik ved en opløsning af enkeltfilamenter eller højere ordenskomplekser.
Historisk set er actin og mikrotubuli blevet betragtet som separate enheder, hver med deres eget sæt regulatoriske proteiner, dynamikadfærd og forskellige cellulære placeringer. Rigelige beviser viser nu, at actin- og mikrotubulepolymerer engagerer sig i funktionelle krydstalemekanismer, der er afgørende for at udføre adskillige celleprocesser, herunder migration, mitotisk spindelpositionering, intracellulær transport og cellemorfologi 1,2,3,4. De forskellige koordinerede adfærd, der ligger til grund for disse eksempler, er afhængige af en indviklet balance mellem koblingsfaktorer, signaler og fysiske egenskaber. Imidlertid er de molekylære detaljer, der understøtter disse mekanismer, stadig stort set ukendte, fordi de fleste undersøgelser fokuserer på en enkelt cytoskeletal polymer ad gangen 1,2,5.
Actin og mikrotubuli interagerer ikke direkte 6,7,8. Den koordinerede dynamik af actin og mikrotubuli, der ses i celler, medieres af yderligere faktorer. Mange proteiner, der menes at regulere actin-mikrotubulus krydstale, er blevet identificeret, og deres aktiviteter er godt karakteriseret med hensyn til enten cytoskeletal polymer alene 1,2. Voksende beviser tyder på, at denne enkeltpolymertilgang har skjult de dobbelte funktioner af nogle af proteinerne / komplekserne, der muliggør actin-mikrotubulkoblingshændelser 7,8,9,10,11,12,13. Eksperimenter, hvor begge polymerer er til stede, er sjældne og definerer ofte mekanismer med en enkelt dynamisk polymer og statisk stabiliseret version af de andre 6,8,9,10,11,14,15,16,17,18 . Der er således behov for metoder til at undersøge de nye egenskaber ved actin-mikrotubuluskoordinerende proteiner, der kun kan forstås fuldt ud i eksperimentelle systemer, der anvender begge dynamiske polymerer.
Kombinationen af direkte proteinmærkningsmetoder, genetisk kodede affinitetsmærker og TIRF-mikroskopi (total internal reflection fluorescence) er blevet anvendt med stor succes i biomimetiske rekonstitutionssystemer 19,20,21,22,23. Mange bottom-up-ordninger indeholder ikke alle de faktorer, der regulerer proteiner i celler. Imidlertid har “biokemi på et dækglas” -teknologi raffineret mange mekanismer for actin- og mikrotubulusdynamik i høje rumlige og tidsmæssige skalaer, herunder de komponenter, der kræves til polymersamling eller demontering, og motorproteinbevægelse 5,12,23,24,25,26,27 . Her beskrives en minimal komponent enkeltfilament tilgang til undersøgelse af actin-mikrotubuli kobling in vitro. Denne protokol kan bruges med kommercielt tilgængelige eller meget rene oprensede proteiner, fluorescerende mærkede proteiner, perfusionskamre og udvides til mere komplicerede ordninger indeholdende celleekstrakter eller syntetiske systemer. Her bruges kommercielt tilgængeligt Tau-protein til at demonstrere, hvordan cytoskeletal dynamik ændrer sig i nærvær af et actin-mikrotubulikoblingsprotein, men kan erstattes af andre formodede actin-mikrotubuluskoordinerende faktorer. Den største fordel ved dette system i forhold til andre tilgange er evnen til samtidig at overvåge dynamikken i flere cytoskeletale polymerer i en reaktion. Denne protokol giver også brugerne eksempler og enkle værktøjer til at kvantificere ændringer i cytoskeletale polymerer. Protokolbrugere vil således producere pålidelige, kvantitative, enkeltfilamentopløsningsdata til at beskrive mekanismer, der ligger til grund for, hvordan forskellige regulatoriske proteiner koordinerer actin-mikrotubulusdynamik.
Anvendelsen af total intern refleksionsfluorescens (TIRF) mikroskopi til visualiserede rensede proteiner har været en frugtbar og overbevisende tilgang til at dissekere unikke mekanismer for cytoskeletal regulering 5,23,24,25,26,27,35. Sammenlignet med traditionelle biokemiske assays kræver TIRF-reaktioner meget små volumener (50-100 μL), og kvantitative målinger af cytoskeletal dynamik kan hentes fra et individuelt assay. De fleste undersøgelser af cytoskeletal dynamik fokuserer på et enkelt polymersystem (dvs. actinfilamenter eller mikrotubuli), således at detaljerede målinger af krydstale eller emergent adfærd mellem actinfilamenter og mikrotubuli, der typisk ses i celler, er forblevet undvigende og vanskelige at rekapitulere i reagensglasset. For at løse dette problem beskriver denne protokol et enkeltfilament TIRF-mikroskopisystem, der muliggør direkte visualisering af dynamiske actin- og mikrotubululpolymerer i samme biokemiske reaktion. Således går denne metode ud over traditionelle assays, der rekapitulerer den dynamiske opførsel af actinfilamenter eller mikrotubuli alene. Denne teknik blev også udført med Tau som et eksempel på, hvordan flere dynamiske egenskaber ændres i nærvær af en cytoskeletkoblingsfaktor. Denne protokol kan bruges med yderligere proteiner, der er kendt eller mistænkt for at koordinere actin- eller mikrotubulusdynamik, herunder (men ikke begrænset til) MACF, GAS, formins og mere. Endelig kan forudsatte eksempelanalyser bruges som vejledning til at kvantificere data erhvervet med denne protokol.
“At se er at tro” er en overbevisende grund til at udføre mikroskopibaserede assays. Der kræves dog forsigtighed ved udførelse og fortolkning af TIRF-mikroskopiforsøg. En stor udfordring ved cytoskeletale co-assembly assays er, at mange almindeligt anvendte billeddannelsesbetingelser ikke er kompatible med hver polymer. Mikrotubuli og actin har typisk forskellige buffer-, temperatur-, salt-, nukleotid- og koncentrationskrav til polymerisation. Actin, tubulin, regulatoriske proteiner af interesse og de buffere, der anvendes i denne protokol, er følsomme over for fryse-optøningscyklusser. Derfor er omhyggelig håndtering af proteiner og buffere nødvendig for at kunne udføre denne protokol med succes. For at afhjælpe mange af disse bekymringer anbefales det kraftigt at bruge frisk genanvendt tubulin (frosset i <6 uger) og forrensning af frosne/resuspenderede actiner via ultracentrifugering. Disse overvejelser gælder også for det utal af regulatoriske proteiner, der skal vurderes med denne procedure, og som kan være følsomme over for fryse-optøningscyklusser eller koncentrationen af buffersalte 5,11,36.
Desværre findes der ingen one-size-fits-all buffer uden eksperimentelle afvejninger. For at opnå større volumen for proteiner med lavere koncentration kan ATP og GTP indgå i 2x TIRF-bufferopløsningen (figur 1C). Men fordi disse nukleotider er ekstremt følsomme over for fryse-optøningscyklusser, anbefales det ikke. De oxygenrensningsforbindelser, der anvendes her (dvs. katalase og glucoseoxidase), er nødvendige for at visualisere proteiner i lange perioder (minutter til timer), men er kendt for at begrænse mikrotubuluspolymerisation ved høje koncentrationer5. Relateret til disse bufferovervejelser er en begrænsning af denne protokol, at nogle kanoniske mikrotubulusassocierede regulatoriske proteiner kan kræve mere eller mindre salt for at rekapitulere funktioner, der findes i celler eller assays ved hjælp af mikrotubuli alene (uden actin). Ændring af arten eller koncentrationen af salt for at løse disse bekymringer vil sandsynligvis påvirke hastigheden af actinfilamentpolymerisation og / eller parametre for mikrotubulusdynamik. Målinger af flere beskrivende parametre (minimalt, kimdannelse, forlængelseshastigheder og stabilitet) (figur 3) er nødvendige for at bekræfte protokollens succes eller for eksplicit at dokumentere virkningerne af specifikke buffere eller regulatoriske proteiner. For eksempel kan for meget actinfilamentpolymerisation skjule actin-mikrotubuluskoblingshændelser inden for få sekunder. Derfor vil finjustering af eksperimentelle betingelser ved at sænke den samlede koncentration af actin eller inkludere yderligere proteiner for at undertrykke actinkernedannelse (dvs. profilin) forlænge den samlede periode, hvor koordinerede actin-mikrotubulule aktiviteter kan ses tydeligt. Kontrolelementer, der adresserer disse forudsætninger, og tekniske replikater (ud over flere synsfelter) er afgørende for, at brugerne kan generere pålidelige og reproducerbare resultater.
Cellebaserede undersøgelser giver begrænset mulighed for at observere direkte protein-protein-relationer eller virkningen af regulatoriske komplekser. I modsætning hertil afspejler nogle af de mekanismer, der er hentet fra in vitro-assays, ikke altid den nøjagtige opførsel af proteiner, der ses i celler. Dette klassiske biokemikerdilemma kan løses i fremtidige anvendelser af denne teknik med specifikke modifikationer. For eksempel udvider tilsætning af funktionelle fluorescerende mærkede koblingsproteiner denne metode fra enkeltfilamentundersøgelser til enkeltmolekyleundersøgelser. Assays kan ændres yderligere til at bruge celleekstrakter, der kan tilføje de “manglende” ukendte nøglefaktorer, der kræves for at rekapitulere cellelignende fænomener. For eksempel har TIRF-baserede assays, der anvender gær- eller Xenopus-ekstrakter, rekonstitueret kontraktile actomyosinringe37, mitotiske spindler 26,38, komponenter i actin- eller mikrotubulussamling39,40 og jævn dynamik ved centrosom og kinetochores 36,41,42,43 . Desuden kan sådanne systemer bane vejen mod kunstige cellesystemer, der har lipider eller signalfaktorer til stede 44,45,46.
The authors have nothing to disclose.
Jeg er taknemmelig for Marc Ridilla (Repair Biotechnologies) og Brian Haarer (SUNY Upstate) for nyttige kommentarer til denne protokol. Dette arbejde blev støttet af National Institutes of Health (GM133485).
1% BSA (w/v) | Fisher Scientific | BP1600-100 | For this purpose (blocking TIRF chambers), BSA is resuspended in ddH20 and filtered through a 0.22 µm filter. |
1× BRB80 | Homemade | 80 mM PIPES, 1 mM MgCl2, 1 mM EGTA, pH 6.8 with KOH | |
10 mg/mL (1000 U) glucose oxidase | Sigma Aldrich Inc, St. Louis, MO | G2133-50KU | Combined with catalase, aliquot and store at -80 oC until use |
100 µM tubulin | Cytoskeleton Inc, Denver, CO | T240 | Homemade tubulins should be recycled before use to remove polymerization-incompetent tubulin (Hyman et al. (1992)29; Li and Moore (2020)30). Commercially available tubulins are often too dilute to recycle, but function well if resuspended according to manufacturer’s instructions and pre-cleared via ultracentrifugation (278,000 × g) for 60 min, before use. |
100 mM ATP | Gold Biotechnology Inc, Olivette, MO | A-081 | Resuspended in ddH20 (pH 7.5) and filter sterilized. |
100 mM GTP | Fisher Scientific | AC226250010 | Resuspended in 1× BRB80 (pH 6.8) and filter sterilized. |
120-150 mW solid-state lasers | Leica Microsystems | 11889151; 11889148 | |
2 mg/mL catalase | Sigma Aldrich Inc, St. Louis, MO | C40-100 | Combined with glucose oxidase, aliquot and store at -80 oC until use |
2× TIRF buffer | Homemade | 2× BRB80, 100 mM KCl, 20 mM DTT, 80 mM glucose, 0.5% (v/v) methylcellulose (4,000 cp); Note: 1 µL of 0.1M GTP and 1 µL of 0.1M ATP added separately to TIRF reactions to avoid repeated freeze-thaw cycles. | |
24 × 60 mm, #1.5 coverglass | Fisher Scientific, Waltham, MA | 22-266882 | Coverglass must be extensively washed before use (Smith et al. (2014)22) |
37 oC heatblock | |||
37 oC water bath | |||
5 mg/mL Streptavidin (600x stock) | Avantor, Philadelphia, PA | RLS000-01 | Resuspended in Tris-HCl (pH 8.8); dilute the aliquot to 1× in HEK buffer on day of use |
5 min Epoxy resin and hardener | Loctite, Rocky Hill, CT | 1365736 | Combined resin and hardener may take up to 30 min to cure. |
50% biotinylated-GpCpp microtubule seeds | Cytoskeleton Inc; Homemade | T333P | (optional) GppCpp or Taxol stabilized microtubule seeds can more efficiently mediate microtubule polymerization. Taxol and GppCpp stabilize microtubules in different ways that can affect the microtubule lattice structure and ability of certain regulatory proteins to bind to the stabilized portion of the microtubule. A method to make diverse kinds of microtubule seeds is outlined in Hyman et al. (1992). |
70 oC incubator | |||
Actin mix stock | Homemade; this protocol | A 12.5 µM actin mix comprised of labeled (fluorescent and biotinylated) and unlabeled actin for up to six reactions. 2 µL of stock is used in the final TIRF reaction. The final concentration of actin used in each reaction is 0.5 µM (10% Alexa-647; 0.09% biotin-labeled). | |
Appropriate buffer controls | Homemade | Combination of buffers from all proteins being assessed | |
Biotin-PEG-silane (MW 3,400) | Laysan Bio Inc | biotin-PEG-SIL-3400 | Dispensed into 2-5 mg aliquots, backfilled with nitrogen, parafilmed closed, and stored at -20 oC with desiccant until use |
Biotinylated actin | Cytoskeleton Inc; Homemade | AB07 | Biotin-actin is made by labeling on lysine residues and thus assumed to be at least 100% labeled, but varies with different lots/preparations. Optimal biotinylated actin concentrations must be empirically determined for particular uses/experimental designs. Higher concentrations permit more efficient tracking, but may impede polymerization or interactions with regulatory proteins. Here a small percentage (0.09% or 900 pM) biotinylated actin is present in the final TIRF reaction. |
Dishsoap | Dawn, Procter and Gamble, Cincinnati, OH | For unknown reasons, the blue version cleans coverslips more efficiently than other available colors. | |
Dry ice | |||
FIJI Software | www.https://imagej.net/software/fiji/downloads | Schneider et al. (2012)31. | |
Fluorescently labeled actin | Cytoskeleton Inc; Homemade | AR05 | Homemade fluorescently labeled actin is stored in G-buffer supplemented with 50% glycerol at -20 oC (Spudich et al. (1971)47; Liu et al. (2022)48). Fluorescently labeled actin is dialyzed against G-buffer and precleared via ultracentrifugation for 60 min at 278,000 × g before use. |
Fluorescently labeled tubulin | Cytoskeleton Inc | TL488M, TLA590M, TL670M | Resuspended in 20 µL 1× BRB80 (10 µM final concentration) and pre-cleared via ultracentrifugation (278,000 × g) for 60 min, before use. |
G-buffer | Homemade | 3 mM Tris-HCl (pH 8.0), 0.2 mM CaCl2, 0.5 mM DTT, 0.2 mM ATP | |
HEK Buffer | Homemade | 20 mM HEPES (pH 7.5), 1 mM EDTA (pH 8.0), 50 mM KCl | |
Ice | |||
Ice bucket | |||
Imaging chambers | IBIDI, Fitchburg, WI | 80666 | Order chambers with no bottom to utilize different coverslip coatings |
iXon Life 897 EMCCD camera | Andor, Belfast, Northern Ireland | 8114137 | |
LASX Premium microscope software | Leica Microsystems | 11640611 | |
Methylcellulose (4,000 cp) | Sigma Aldrich Inc | M0512 | |
Microscope base equipped with TIRF module | Leica Microsystems, Wetzlar, Germany | 11889146 | |
mPEG-silane (MW 2,000) | Laysan Bio Inc, Arab, AL | mPEG-SIL-2000 | Dispensed into 10-15 mg aliquots, backfilled with nitrogen, parafilmed closed, and stored at -20 oC with desiccant until use |
Objective heater and heated stage insert | OKO labs, Pozzioli, Italy | 8113569 | Set temperature controls to 35-37 oC. Use manufacturer suggestions for accurate calibration. |
Perfusion pump | Harvard Apparatus, Holliston, MA | 704504 | A syringe and tubing can be substituted. |
Petri Dish, 100 x 15 mm | Genesee Scientific, San Diego, CA | 32-107 | |
Plastic slide mailer container | Fisher Scientific | HS15986 | |
SA-S-1L-SecureSeal 0.12 mm thick | Grace Biolabs, Bend, OR | 620001 | Double-sided tape of precise manufactured dimensions is strongly recommended. |
Small styrofoam container | Abcam, Cambridge, UK | Reused from shipping | |
Small weigh boat | Fisher Scientific | 02-202-100 | |
Spectrophotometer | |||
Tau | Cytoskeleton Inc | TA01 | Three isoforms of Tau are present in the commercially available preparation of Tau. The concentration in this protocol was determined from the highest molecular weight band (14.3 µM, when resuspended per manufacturer’s recommendations with 50 µL of ddH20). |
Temperature corrected 63× Plan Apo 1.47 N.A. oil immersion TIRF objective | Leica Microsystems | 11506319 | |
Tubulin stock | Homemade; this protocol | A tubulin stock consisting of 7.2 µL recycled 100 µM unlabeled tubulin and 3 µL of 10 µM resuspended commercially available fluorescently labeled tubulin. One tubulin stock is used per reaction and thawed/stored on ice. The final concentration of free tubulin in each reaction is 15 µM (4% labeled). More than 15 µM tubulin will result in hyperstabilized (not dynamic) microtubules, whereas concentrations below 7.5 µM free tubulin do not polymerize well. Careful determination of protein concentration and handling is required. | |
Unlabeled actin (dark) | Cytoskeleton Inc; Homemade | AKL99 | Actin nucleates are almost always present in commercially available (lyophilized) or frozen actins and contribute to variability in quantitative measurements (Spudich et al. (1971)47; Liu et al. (2022)48). Rabbit muscle actin is stored in G-buffer at -80 oC and precleared via ultracentrifugation for 60 min at 278,000 × g before use. Several actin stock solutions are made throughout the day (making no more than enough for six reactions at a time is strongly recommended). |