Summary
الخنازير المصغرة (الخنازير الصغيرة) هي نموذج حيواني كبير مثالي للبحث في غرسات القوقعة الصناعية. يمكن استخدام جراحة زراعة قوقعة الأذن في الخنازير الصغيرة لتقديم دليل أولي على السلامة والأداء المحتمل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية الجديدة والأساليب الجراحية في نظام حي مشابه للبشر.
Abstract
غرسات القوقعة الصناعية (CI) هي الطريقة الأكثر فعالية لعلاج الأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد إلى الشديد. على الرغم من استخدام CIs في جميع أنحاء العالم ، لا يوجد نموذج قياسي للتحقيق في الفيزيولوجيا الكهربية وعلم أمراض الأنسجة في المرضى أو النماذج الحيوانية مع CI أو لتقييم نماذج جديدة من صفائف الأقطاب الكهربائية. قد يوفر نموذج حيواني كبير بخصائص قوقعة مماثلة لتلك الموجودة في البشر منصة بحث وتقييم للمصفوفات المتقدمة والمعدلة قبل استخدامها في البشر.
تحقيقا لهذه الغاية ، أنشأنا طرق CI القياسية مع خنازير باما الصغيرة ، التي يشبه تشريح أذنها الداخلية إلى حد كبير تشريح البشر. تم زرع المصفوفات المصممة للاستخدام البشري في قوقعة الخنازير الصغيرة من خلال غشاء نافذة مستديرة ، واتبع نهج جراحي مشابه لذلك المستخدم لمتلقي CI البشريين. تبع إدخال المصفوفة قياسات جهد الفعل المركب المثار (ECAP) لتقييم وظيفة العصب السمعي. تصف هذه الدراسة تحضير الحيوان ، والخطوات الجراحية ، وإدخال المصفوفة ، والقياسات الكهربية أثناء العملية.
أشارت النتائج إلى أن نفس CI المستخدم للبشر يمكن زرعه بسهولة في الخنازير الصغيرة من خلال نهج جراحي موحد وأسفر عن نتائج فسيولوجية كهربية مماثلة كما تم قياسها في متلقي CI البشريين. يمكن أن تكون الخنازير الصغيرة نموذجا حيوانيا قيما لتقديم دليل أولي على السلامة والأداء المحتمل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية الجديدة والأساليب الجراحية قبل تطبيقها على البشر.
Introduction
وفقا لمنظمة الصحة العالمية (WHO) ، فإن أكثر من مليار شخص معرضون لخطر فقدان السمع على مستوى العالم ، وتشير التقديرات إلى أنه بحلول عام 2050 ، سيعاني واحد من كل أربعة أشخاص من فقدان السمع1. على مدى العقود الماضية 2 ، كانت CIs التدخل الأكثر فعالية للأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد والعميق الدائم (SNHL). يحول CI الإشارات الفيزيائية للصوت إلى إشارات كهربائية حيوية تحفز الخلايا العصبية العقدية الحلزونية (SGNs) ، متجاوزة خلايا الشعر. بمرور الوقت ، تم توسيع مؤشرات CI بحيث تشمل الآن الأشخاص الذين يعانون من السمع المتبقي ، وفقدان السمع من جانب واحد ، وكبار السن أو الشباب2،3،4. وفي الوقت نفسه ، تم تطوير CIs القابلة للزرع بالكامل والمصفوفات المتقدمة5. ومع ذلك ، لا يوجد نموذج حيواني كبير مجد اقتصاديا للتحقيق في الفيزيولوجيا الكهربية وعلم أمراض الأنسجة في الأذن الداخلية باستخدام CI. هذا النقص في نموذج حيواني كبير يحد من الأبحاث التي تسعى إلى تحسين CIs واكتساب نظرة ثاقبة حول التأثير الكهربي ل CIs على الأذن الداخلية.
تم تطبيق العديد من نماذج القوارض في أبحاث CI ، مثل الفأر6 ، الجربيل7 ، الجرذ8 ، وخنزير غينيا9. ومع ذلك ، فإن خصائص التشكل والاستجابات الكهربية تختلف عن تلك الموجودة في البشر. تختلف هياكل القوقعة للنماذج الحيوانية المستخدمة تقليديا في دراسات CI ، مثل القطط وخنازير غينيا والحيوانات الأخرى ، اختلافا كبيرا عن تلك الموجودة في هياكل القوقعة البشرية10. على الرغم من إجراء إدخال المصفوفة على القطط11 والأرانب12 ، بسبب قوقعة الأذن الأصغر ، فقد تم ذلك باستخدام صفائف لم يتم تصميمها للاستخدام في البشر. كما تم استكشاف العديد من النماذج الحيوانية الكبيرة ل CI. الحملان مناسبة تماما كنموذج تدريبي لزراعة قوقعة الأذن الرضحية، لكن الحجم الأصغر للقوقعة يجعل إدخال المصفوفة الكاملة مستحيلا13. قد تكون الرئيسيات هي أنسب الحيوانات لأبحاث CI بسبب تشابهها التشريحي مع البشر14,15; ومع ذلك ، يتأخر النضج الجنسي للقرود (4-5 سنوات) ، وفترة الحمل تصل إلى حوالي 165 يوما ، وعادة ما تنتج كل أنثى ذرية واحدة فقط في السنة16. هذه الأسباب ، والتكلفة الباهظة ، تعيق التطبيق المكثف للقرود في أبحاث CI.
في المقابل ، تصل الخنازير إلى مرحلة النضج الجنسي في عمر 5-8 أشهر ولها فترة حمل تبلغ ~ 114 يوما ، مما يجعل الخنازير أكثر سهولة في الوصول إلى أبحاث CI كنموذج حيواني كبير16. نشأت خنازير باما الصغيرة (الخنازير الصغيرة) من نوع صغير الحجم من الخنازير في الصين في عام 1985 ، والتي تم فهم خلفيتها الوراثية جيدا. تتميز بصغر حجمها المتأصل ، والنضج الجنسي المبكر ، والتكاثر السريع ، وسهولة الإدارة17. الخنزير الصغير هو نموذج مثالي لطب الأذن والسمع بسبب تشابهه مع البشر في التشكل والفيزيولوجيا الكهربية18. يبلغ طول طبلة سكالا لخنزير باما الصغير 38.58 ملم ، وهو قريب من طول 36 ملم في البشر10. تحتوي قوقعة الخنزير الصغيرة على 3.5 دورة ، وهو ما يشبه 2.5-3 المنعطفات التي شوهدت في البشر10. بالإضافة إلى التشكل ، فإن الفيزيولوجيا الكهربية للخنازير الصغيرة باما تشبه إلى حد كبير تلك الخاصة بالبشر18. لذلك ، في الدراسة الحالية ، أدخلنا صفائف مصممة للاستخدام البشري في قوقعة الخنازير الصغيرة عبر غشاء النافذة المستديرة واتبعنا نهجا جراحيا مشابها لتلك المستخدمة في متلقي CI البشريين. تم تطبيق قياسات ECAP أثناء العملية لتقييم الإجراء. يمكن استخدام العملية التي وصفناها هنا لكل من الأبحاث الانتقالية قبل السريرية المرتبطة ب CIs وكمنصة لتدريب المقيمين.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تم إجراء جميع الإجراءات والعمليات الجراحية على الحيوانات وفقا لإرشادات لجنة الأخلاقيات في مستشفى PLA العام وتمت الموافقة عليها.
1. التخدير والتحضير الجراحي
- حقن الخنزير (ذكر ، 2 أشهر من العمر ، 5 كجم) عضليا مع البلطي والزولازيبام بجرعة 10-15 مجم / كجم وتنبيبه بأنبوب القصبة الهوائية الفرنسي 5.5. حافظ على التخدير عن طريق التنفس بمساعدة جهاز التنفس الصناعي مع استنشاق الأيزوفلوران. راقب تشبع الأكسجين (>90٪) والتنفس (15-20 / دقيقة) ومعدل ضربات القلب (60-120 نبضة / دقيقة) باستخدام مشبك قياس التأكسج النبضي لجهاز تخطيط القلب ، المتصل بلسان الخنزير.
- ضع الخنزير الصغير في وضع جانبي أيسر (عندما يتم زرع الجانب الأيمن) على وسادة تسخين منظمة حراريا لمنع انخفاض حرارة الجسم. تأكد من تخدير الخنزير بشكل كاف باستخدام محفزات مختلفة. تأكد من عدم وجود جميع الاستجابات (على سبيل المثال ، منعكس قرصة إصبع القدم). ضع مرهم المسيل للدموع الاصطناعي على عيون الخنزير الصغير لمنع القرنية من الجفاف. أبق العينين مغلقتين باستخدام رقعة طبية.
- حلق المنطقة الجراحية حول شحمة الأذن ، مع الحفاظ على قطرها 10 سم (الشكل 1) وتطهيرها بثلاث مسحات متناوبة من اليود والكحول في حركة دائرية من المركز نحو الخارج. تغطية المنطقة الجراحية بستائر جراحية معقمة.
- قم بتغطية المجهر بغلاف بلاستيكي معقم وقم بإزالة الأجزاء التي تغطي العدسات والهدف.
2. الإجراء الجراحي
- حدد موقع الإسقاط السطحي للقوقعة 1 سم خلف التلم الأذني الخلفي على مستوى شحمة الأذن. قم بعمل شق خلفي يبلغ طوله حوالي 5 سم مع موقع الإسقاط كمركز باستخدام مشرط #15. قسم الأنسجة تحت الجلد والغدة النكفية والعضلة القصية الترقوية الخشائية بمقص دقيق لكشف سطح عظم الخشاء (الشكل 2 أ). استخدم الكي ثنائي القطب عند الضرورة لتقليل النزيف.
- استئصال الخشاء القشري
- حفر الخشاء عند الإسقاط السطحي للقوقعة على عظم الخشاء (الشكل 2B) إلى القناة السمعية الخارجية (EAC) ، وهي كثيفة وزرقاء شاحبة (الشكل 2C). احرص على عدم إتلاف الجزء الرأسي الشاحب أو المحمر من العصب الوجهي الظهري إلى EAC لتجنب النزيف (الشكل 2C).
ملاحظة: في حالة تلف العصب الوجهي ، يعد الكي ثنائي القطب خيارا جيدا لوقف النزيف.
- حفر الخشاء عند الإسقاط السطحي للقوقعة على عظم الخشاء (الشكل 2B) إلى القناة السمعية الخارجية (EAC) ، وهي كثيفة وزرقاء شاحبة (الشكل 2C). احرص على عدم إتلاف الجزء الرأسي الشاحب أو المحمر من العصب الوجهي الظهري إلى EAC لتجنب النزيف (الشكل 2C).
- كشف طبلة الأذن عن طريق حفر العظم المحيط ب EAC العظمي الخلفي (الشكل 2D). افصل جلد EAC والعصب الوجهي بإبرة تحت الجلد لتجنب إتلاف العصب الوجهي. ادفع جلد EAC بعناية بعيدا لفضح طبلة الأذن (بما في ذلك السلسلة العظمية) ومكانة النافذة المستديرة (الشكل 3 أ).
- فضح غشاء النافذة المستديرة. قم بإزالة محراب النافذة المستديرة باستخدام نتوء ماسي صغير ، وحافظ على الري بالشفط المستمر لكشف الدوران القاعدي للقوقعة وغشاء النافذة المستديرة (الشكل 3 ب).
- إصلاح حزمة جهاز الاستقبال. افصل العضلة الجدارية القحفية لتشكيل جيب كبير بما يكفي لجهاز الاستقبال. ضع حزمة جهاز الاستقبال الداخلي في الجيب العضلي وقم بإصلاحها بخياطة تثبيت.
- أدخل صفيف الأقطاب الكهربائية ، المتصل بجهاز استقبال مثبت في جيب عضلي ، عن طريق فتح غشاء النافذة المستديرة بسكين جراحي مجهري حاد وإدخال المصفوفة باستخدام ملقط دقيق ببطء وثبات ومستمر فيما يتعلق ب modiolus من القوقعة (الشكل 3C). خياطة شق الجراحية مع خياطة قابلة للامتصاص 2-0.
- قياسات ECAP
ملاحظة: يتكون الإعداد من جهاز كمبيوتر مزود ببرنامج MAESTRO متصل بغرسة القوقعة الصناعية (CI) للمريض من خلال جهاز التحفيز (واجهة برمجة MAX) وملف CI.- قم بتوصيل ملف CI مغناطيسيا بجهاز استقبال CI عبر الجلد. تأكد من سلامة CI وتحقق من مقاومة القطب لجميع القنوات قبل قياسات ECAP باستخدام وظيفة القياس عن بعد الخاصة ب CI ، والتي يتم إجراؤها بواسطة MAESTRO Software تلقائيا (الشكل 4 أ ، ب).
- إجراء قياسات ECAP كما هو موضح سابقا19. حدد وحدة ECAP ، واختر جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 للتحفيز ، وانتظر حتى تكتمل اختبارات ECAP للأقطاب الكهربائية. راجع جدول المواد الخاص بالبرنامج وجهاز التحفيز المستخدم لقياس استجابات ECAP. تحفيز جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 لقياسات ECAP باستخدام محفزات ثنائية الطور لمدة طور 30 ميكرو ثانية ، مع نموذج قطبية متناوبة ، بمتوسط أكثر من 25 تكرارا ، ومعدل تحفيز يبلغ 45.1 نبضة / ثانية.
3. رعاية ما بعد الجراحة
- استمر في مراقبة الخنزير الصغير لتجنب الضرر بسبب الحركة اللاواعية حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على راقد القص. ضع الخنزير الصغير على وسادة التدفئة المنظمة حراريا لمنع انخفاض حرارة الجسم.
- ضع الخنزير الصغير مرة أخرى في قفص منزله وحده.
- حقن المضادات الحيوية لمنع العدوى بعد العملية الجراحية لمدة 7 أيام.
- افحص الخنزير الصغير بحثا عن أعراض الإصابة الدهليزية مثل الرأرأة أو الدوران أو التدحرج.
4. الأشعة المقطعية بعد العملية الجراحية
- يتم تطبيق الحقن العضلي 3٪ بنتوباربيتال الصوديوم 1 مل/كغ، و0.1 مل/كغ من السلفورافان إلى الخنزير الصغير للحث على التخدير. استخدم لوحة تسخين 37 درجة مئوية لإبقائها دافئة. بعد 3 أو 5 دقائق ، يمكن إجراء فحص بالأشعة المقطعية.
- لتأكيد الموضع الصحيح لمجموعة القطب ، قم بتخدير الخنزير الصغير باستخدام tiletamine و zolazepam بعد 1 أسبوع من العملية. قم بإجراء الفحص بالأشعة المقطعية وإعادة البناء ثلاثي الأبعاد20 باستخدام منصة حوسبة الصور ثلاثية الأبعاد (انظر جدول المواد). استيراد بيانات DICOM من CT وإجراء وحدة تقديم الحجم لتحقيق صور 3D من CI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
تم تأكيد سلامة (الشكل 4 أ) والمعاوقات (الشكل 4 ب) ل CI بواسطة MAESTRO Software. أظهرت نتائج ECAP أن جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 أظهرت استجابات عصبية جيدة (الشكل 4C) ، مما يعني أن مجموعة الأقطاب الكهربائية كانت متصلة جيدا بمحور القوقعة وحفزت العصب السمعي. يوضح الشكل 5 ملفات القطب الكهربائي المعاد بناؤها بعد العملية الجراحية ثلاثية الأبعاد في القوقعة اليمنى. لم يتم طي المصفوفة أو خلعها. تم لف مجموعة الأقطاب الكهربائية في المنعطف القاعدي للقوقعة (الشكل 5 أ) ، ويتم تقديم الأقطاب الكهربائية باللون الأخضر (الشكل 5 ب). توضح إعادة البناء ثلاثية الأبعاد أن مجموعة الأقطاب الكهربائية كانت ملفوفة حلزونيا في القوقعة (الشكل 5C).
الشكل 1: الوضع الجراحي والنتوء السطحي للقوقعة. كان الخنزير المخدر في وضع جانبي أيسر. تظهر الدائرة البيضاء المتقطعة الإسقاط السطحي للقوقعة: 1 سم خلف التلم الأذني الخلفي على مستوى شحمة الأذن. شريط المقياس = 2 سم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 2: استئصال الخشاء القشري. أ: قم بعمل شق خلفي للأذن وقسم الأنسجة تحت الجلد والغدة النكفية والعضلة القصية الترقوية الخشائية لكشف سطح عظم الخشاء. ب: حفر الخشاء عند النتوء السطحي للقوقعة على عظم الخشاء. ج: كشف EAC والجزء الرأسي من العصب الوجهي. (د) حفر العظم المحيط ب EAC الخلفي للكشف عن جلد EAC. قضبان المقياس = (أ) 1 سم ، (ب ، ج) 0.5 سم ، (د) 0.1 سم. اختصار: EAC = القناة السمعية الخارجية. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 3: تعريض طبلة الأذن . (أ) ادفع جلد EAC للأمام واكشف طبلة الأذن. يجب أن تكون معالم الأذن الوسطى ، و incus ، والركاب ، وكذلك حول مكانة النافذة ، مرئية بوضوح. (ب) قم بإزالة محراب النافذة المستديرة وكشف غشاء النافذة المستديرة. (ج) أدخل أقطاب كهربائية أثناء العملية عبر غشاء النافذة المستديرة. قضبان المقياس = (أ) 0.5 سم ، (ب) 0.2 سم ، (ج) 0.1 سم. اختصار: EAC = القناة السمعية الخارجية. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 4: القياس عن بعد لنتائج CI و ECAP ل 12 قطبا . (أ) اختبار سلامة CI. ب: اختبارات المعاوقة على الأقطاب الكهربائية. (ج) نتائج ECAP لجميع الأقطاب الكهربائية ال 12. الاختصارات: CI = زراعة القوقعة. ECAP = جهد الفعل المركب المثار. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 5: إعادة بناء الأقطاب الكهربائية CT 3D بعد العملية الجراحية (أقطاب كونشيرتو F28). (أ) مصفوفة الأقطاب ملتفة في المنعطف القاعدي للقوقعة. (ب) الأقطاب الكهربية باللون الأخضر. (ج) توضح إعادة البناء ثلاثية الأبعاد (3D) أن مصفوفة الأقطاب ملتفة حلزونيا في قوقعة الأذن. شريط المقياس = 10 مم. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يعاني حوالي 15٪ من سكان العالم من درجة ما من فقدان السمع ، وأكثر من 5٪ يعانون من ضعف السمعالمعطل 21. توفير CI هو العلاج الأكثر كفاءة لكل من المرضى البالغين والأطفال الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد والعميق. كأول محفز ناجح للأعصاب القحفية القابلة للزرع ، على مدى العقود الماضية 2 ، قدمت CIs لآلاف الأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الفرصة للعودة إلى عالم الصوت و (إعادة) الاندماج في المجتمع السائد. على الرغم من أن CIs الآن مختلفة تماما عن مظهرها الأصلي ووظيفتها ، إلا أن أبحاث CI لا تزال تفتقر إلى نموذج حيواني كبير مشابه للبشر. سيوفر نموذج حيواني كبير اقتصادي ويمكن الوصول إليه معلومات فسيولوجية كهربية ومرضية نسيجية مهمة ليس من السهل أو الأخلاقي الحصول عليها مباشرة من البشر.
يتم حاليا التحقيق في العديد من العلاجات الكهربائية الحيوية اعتمادا على CI. وجد Guo et al.22 أن التحفيز الكهربائي الصوتي عبر CI يمكن أن يعزز الخلايا الجذعية العصبية للتكاثر والتمايز إلى خلايا عصبية. علاوة على ذلك ، ثبت أن العديد من العوامل مثل هرمون النمو23 ، وعامل التغذية العصبية المشتق من خط الخلايا الدبقية (GDNF)24 ، وعامل التغذية العصبية المشتق من الدماغ (BDNF)25 تعزز تمديد الخلايا العصبية أو تزيد من معدل بقاء SGNs. قد تعطي هذه النتائج الأمل للمرضى الذين يعانون من تنكس SGN ، والذين قد لا يستفيدون من استخدام CI.
ومع ذلك ، فإن الأبحاث الواعدة التي قد تحسن أداء CI المذكورة أعلاه يتم إجراؤها في المختبر أو على نماذج حيوانية صغيرة. يجب إجراء التجارب على نماذج حيوانية كبيرة قبل إجرائها على البشر الأحياء. وبالتالي ، يوضح البروتوكول الموصوف هنا كيفية إجراء زراعة القوقعة في خنزير باما الصغير. الميزة الكبيرة لاستخدام هذا النموذج الحيواني هي أنه يمكن دراسة نفس الأجهزة في الحيوانات كما هو الحال في البشر ، أي أن الأجهزة أو الجرعات لا تحتاج إلى زيادة أو تقليل.
على عكس زراعة القوقعة في خنازير غينيا أو الفئران ، حيث يكون التخدير العام في يتنفس تلقائيا كافيا ، فإن زراعة القوقعة في خنازير باما الصغيرة تشبه تلك الموجودة في البشر من حيث وقت التشغيل والبروتوكولات. تم حقن تيلتامين وزولازيبام في العضل بجرعة 10-15 ملغم / كغم. بعد التحريض الناجح للتخدير ، كان التنبيب الرغامي والتنفس بمساعدة جهاز التنفس الصناعي باستخدام الأيزوفلوران ضروريين لضمان عمق التخدير أثناء الجراحة.
هناك خطوتان رئيسيتان لكشف النافذة المستديرة بنجاح. الأول هو موقف الحيوان أثناء الجراحة. يساعد وضع وسادة تحت رقبة الحيوان في وضع جانبي على كشف عظم الخشاء بوضوح. والثاني هو تحديد منطقة إسقاط القوقعة على سطح الخشاء ، والتي تقع على بعد 1 سم خلف التلم الأذني الخلفي على مستوى شحمة الأذن (الشكل 1). يتيح حفر الخشاء في هذا الموقع سهولة الوصول إلى EAC وعصب الوجه.
هناك معلمان تشريحيان مهمان ، EAC والجزء الرأسي من العصب الوجهي ، مفيدان في تحديد الأذن الوسطى. يظهر العصب الوجهي محمرا أو شاحبا ، بينما يبدو جلد EAC مزرقا (الشكل 2D). يجب على المرء إزالة EAC العظمي الخلفي ودفع جلد EAC بعناية إلى الأمام للكشف عن طبلة الأذن. يحمي مكان النافذة المستديرة غشاء النافذة المستديرة (الشكل 3 أ). إزالة مكانه مع الحفر يكشف الغشاء (الشكل 3B). قد يسد العصب الوجهي غشاء النافذة المستديرة ، وفي هذه الحالة يجب قطع العصب الوجهي لكشف الغشاء. يؤدي قطع العصب الوجهي إلى نزيف حاد ويحجب الرؤية الجراحية. يجب استخدام التخثر ثنائي القطب لوقف النزيف. على عكس جراحة زراعة القوقعة في البشر ، حيث يتم تثبيت الغرسة في أخدود عظمي على الجمجمة ، قمنا بتثبيت الغرسة في جيب عضلي لأن جمجمة خنزير صغير أرق من جمجمة الإنسان. يجب أن يؤدي تثبيت جهاز الاستقبال في الجزء العلوي من الجمجمة إلى تجنب التلف بسبب الاصطدام على كلا الجانبين ، لأن الخنازير غالبا ما تفرك قفصها بجوانب رؤوسها.
يمكن تطبيق الإجراء الموصوف هنا على البحث في أنواع جديدة من المصفوفات وفي العلاج الحيوي والعلاج الجيني جنبا إلى جنب مع CI. بسبب السمع الطبيعي للخنازير المستخدمة في هذا البحث ، من الصعب ملاحظة استجابات ما بعد الجراحة تجاه الصوت (على سبيل المثال ، صافرة الطعام). كموضوع للبحث المستقبلي ، نهدف إلى إنشاء سلسلة من الطرق لمراقبة استجابات الخنازير للصوت الذي تنقله CI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.
Acknowledgments
تم تمويل هذه الدراسة بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 81970890) ومشروع حوافز أداء مؤسسة تشونغتشينغ للبحث العلمي (رقم 19540). نشكر أناندان داناسينغ وزهي شو من شركة MED-EL على دعمهما.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S.
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
