Summary
Miniatuurvarkens (minivarkens) zijn een ideaal groot diermodel voor onderzoek naar cochleaire implantaten. Cochleaire implantatiechirurgie bij minivarkens kan worden gebruikt om het eerste bewijs te leveren van de veiligheid en potentiële prestaties van nieuwe elektrode-arrays en chirurgische benaderingen in een levend systeem dat vergelijkbaar is met mensen.
Abstract
Cochleaire implantaten (CI) zijn de meest effectieve methode om mensen met ernstig tot zeer ernstig perceptief gehoorverlies te behandelen. Hoewel CI's wereldwijd worden gebruikt, bestaat er geen standaardmodel voor het onderzoeken van de elektrofysiologie en histopathologie bij patiënten of diermodellen met een CI of voor het evalueren van nieuwe modellen van elektrode-arrays. Een groot diermodel met slakkenhuiskenmerken die vergelijkbaar zijn met die van mensen, kan een onderzoeks- en evaluatieplatform bieden voor geavanceerde en gemodificeerde arrays voordat ze bij mensen worden gebruikt.
Hiertoe hebben we standaard CI-methoden vastgesteld met Bama-minivarkens, waarvan de anatomie van het binnenoor sterk lijkt op die van mensen. Arrays ontworpen voor menselijk gebruik werden geïmplanteerd in het mini-varkens slakkenhuis via een rond raammembraan en er volgde een chirurgische aanpak die vergelijkbaar was met die voor menselijke CI-ontvangers. Array insertie werd gevolgd door evoked compound action potential (ECAP) metingen om de functie van de gehoorzenuw te evalueren. Deze studie beschrijft de voorbereiding van het dier, chirurgische stappen, array-insertie en intraoperatieve elektrofysiologische metingen.
De resultaten gaven aan dat hetzelfde CI dat voor mensen werd gebruikt, gemakkelijk kon worden geïmplanteerd in minivarkens via een gestandaardiseerde chirurgische aanpak en vergelijkbare elektrofysiologische resultaten opleverde als gemeten bij menselijke CI-ontvangers. Minivarkens kunnen een waardevol diermodel zijn om het eerste bewijs te leveren van de veiligheid en potentiële prestaties van nieuwe elektrode-arrays en chirurgische benaderingen voordat ze op mensen worden toegepast.
Introduction
Volgens de Wereldgezondheidsorganisatie (WHO) lopen wereldwijd meer dan 1 miljard mensen het risico op gehoorverlies en wordt geschat dat in 2050 één op de vier mensen gehoorverlies zal lijden1. In de afgelopen 2 decennia zijn CI's de meest effectieve interventie geweest voor mensen met permanent ernstig en ernstig perceptief gehoorverlies (SNHL). Een CI zet fysieke geluidssignalen om in bio-elektrische signalen die de spiraalvormige ganglionneuronen (SGN's) stimuleren en haarcellen omzeilen. In de loop van de tijd zijn de indicaties voor een CI verbreed, zodat ze nu ook mensen met een restgehoor, eenzijdig gehoorverlies en zeer oude of jonge mensenvan 2,3,4 omvatten. Ondertussen zijn volledig implanteerbare CI's en geavanceerde arrays ontwikkeld5. Er is echter geen economisch haalbaar groot diermodel voor het onderzoeken van de elektrofysiologie en histopathologie van het binnenoor met een CI. Dit ontbreken van een groot diermodel beperkt onderzoek om CI's te verbeteren en inzicht te krijgen in de elektrofysiologische impact van CI's op het binnenoor.
Verschillende knaagdierdiermodellen zijn toegepast in CI-onderzoek, zoals muis6, gerbil7, rat8 en cavia9; de kenmerken van morfologie en elektrofysiologische reacties zijn echter anders dan die bij mensen. Cochleaire structuren van diermodellen die traditioneel worden gebruikt voor CI-studies, zoals katten, cavia's en andere dieren, verschillen sterk van die van menselijke cochleaire structuren10. Hoewel array-insertie is uitgevoerd op katten11 en konijnen12, vanwege hun kleinere slakkenhuis, werd dit gedaan met arrays die niet waren ontworpen voor gebruik bij mensen. Verschillende grote diermodellen zijn ook onderzocht voor CI. Lammeren zijn zeer geschikt als trainingsmodel voor atraumatische cochleaire implantatie, maar de kleinere omvang van het slakkenhuis maakt full array insertie onmogelijk13. Primaten zijn misschien wel de meest geschikte dieren voor CI-onderzoek vanwege hun anatomische gelijkenis met mensen 14,15; de geslachtsrijpheid van apen is echter vertraagd (4-5 jaar), de draagtijd is maximaal ongeveer 165 dagen en elk vrouwtje produceert meestal slechts één nakomeling per jaar16. Deze redenen, en de dure kosten, belemmeren de uitgebreide toepassing van primaten in CI-onderzoek.
Varkens bereiken daarentegen geslachtsrijpheid na 5-8 maanden en hebben een draagtijd van ~ 114 dagen, waardoor varkens toegankelijker zijn voor CI-onderzoek als een groot diermodel16. Bama minivarkens (minivarkens) zijn in 1985 afkomstig van een kleine varkenssoort in China, waarvan de genetische achtergrond goed wordt begrepen. Ze worden gekenmerkt door een inherent klein formaat, vroege geslachtsrijpheid, snelle fokkerij en managementgemak17. Het minivarken is een ideaal model voor otologie en audiologie vanwege de gelijkenis met mensen in morfologie en elektrofysiologie18. De scala tympani lengte van een Bama mini-varken is 38,58 mm, wat dicht bij de 36 mm lengte bij mensen10. Het mini-varkens slakkenhuis heeft 3,5 beurten, wat vergelijkbaar is met de 2,5-3 beurten die bij mensen10 worden gezien. Naast morfologie lijkt de elektrofysiologie van Bama minivarkens ook sterk op die van mensen18. Daarom hebben we in de huidige studie arrays die zijn ontworpen voor menselijk gebruik via het ronde venstermembraan in het minivarken slakkenhuis ingebracht en een vergelijkbare chirurgische benadering gevolgd als die bij menselijke CI-ontvangers. Intraoperatieve ECAP-metingen werden toegepast om de procedure te evalueren. Het proces dat we hierin beschrijven, kan zowel worden gebruikt voor preklinisch translationeel onderzoek in verband met CI's als als een platform voor bewonerstraining.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedures en dieroperaties werden uitgevoerd volgens de richtlijnen van de ethische commissie van het PLA General Hospital en werden goedgekeurd.
1. Anesthesie en chirurgische voorbereiding
- Injecteer het varken (mannelijk, 2 maanden oud, 5 kg) gespierd met tiletamine en zolazepam met een dosering van 10-15 mg / kg en intubeer het met een 5,5-Franse endotracheale buis. Onderhoud de anesthesie door beademingsondersteunde ademhaling met isofluoraaninhalatie. Controleer de zuurstofverzadiging (>90%), ademhaling (15-20/min) en hartslag (60-120 slagen/min) met behulp van de pulsoximetrieklem van een ECG-monitor, die is verbonden met de tong van het varken.
- Plaats het minivarken in een linker laterale positie (wanneer de rechterkant moet worden geïmplanteerd) op een thermostatisch geregeld verwarmingskussen om onderkoeling te voorkomen. Bevestig dat het varken voldoende is verdoofd met behulp van verschillende stimuli. Zorg voor de afwezigheid van alle reacties (bijv. Teenknijpreflex). Breng kunstmatige traanzalf aan op de ogen van de minipig om te voorkomen dat het hoornvlies uitdroogt. Houd de ogen gesloten met behulp van een medische pleister.
- Scheer het operatiegebied rond de oorlel, houd het 10 cm in diameter (figuur 1) en desinfecteer het met drie afwisselende wattenstaafjes jodium en alcohol in een cirkelvormige beweging van het midden naar buiten. Bedek het operatiegebied met steriele chirurgische gordijnen.
- Bedek de microscoop met een steriele plastic hoes en verwijder de onderdelen die de oculairs en het objectief bedekken.
2. Chirurgische ingreep
- Zoek de oppervlakteprojectieplaats van het slakkenhuis 1 cm achter de achterste auriculaire sulcus ter hoogte van de oorlel. Maak een postauriculaire incisie van ongeveer 5 cm lang met de projectieplaats als middelpunt met behulp van een # 15 scalpel. Verdeel het onderhuidse weefsel, de parotisklier en de sternocleidomastoïde spier met een microschaar om het oppervlak van het mastoïde bot bloot te leggen (figuur 2A). Gebruik bipolaire cauterie indien nodig om bloedingen te minimaliseren.
- Corticale mastoïdectomie
- Boor de mastoïde bij de oppervlakteprojectie van het slakkenhuis op het mastoïde bot (figuur 2B) naar de uitwendige gehoorgang (EAC), die dicht en lichtblauw is (figuur 2C). Zorg ervoor dat u het bleke of roodachtige verticale segment van de gezichtszenuw dorsaal niet aan de EAC beschadigt om bloedingen te voorkomen (figuur 2C).
OPMERKING: Als de aangezichtszenuw beschadigd is, is bipolaire cauterie een goede keuze om het bloeden te stoppen.
- Boor de mastoïde bij de oppervlakteprojectie van het slakkenhuis op het mastoïde bot (figuur 2B) naar de uitwendige gehoorgang (EAC), die dicht en lichtblauw is (figuur 2C). Zorg ervoor dat u het bleke of roodachtige verticale segment van de gezichtszenuw dorsaal niet aan de EAC beschadigt om bloedingen te voorkomen (figuur 2C).
- Leg het timpaan bloot door het bot rond de achterste benige EAC te boren (figuur 2D). Scheid de huid van de EAC en de aangezichtszenuw met een hypodermische naald om beschadiging van de aangezichtszenuw te voorkomen. Duw de huid van de EAC voorzichtig weg om het timpaan (inclusief de ossiculaire ketting) en de ronde vensternis (figuur 3A) bloot te leggen.
- Leg het ronde raammembraan bloot. Verwijder de ronde raamnis met een kleine diamantbraam en houd continue zuigirrigatie om de basale draai van het slakkenhuis en het ronde raammembraan bloot te leggen (figuur 3B).
- Repareer het ontvangerpakket. Scheid de craniale pariëtale spier om een zak te vormen die net groot genoeg is voor de ontvanger. Plaats het interne ontvangerpakket in de gespierde zak en bevestig het met een fixatienaad.
- Plaats de elektrode-array, die is aangesloten op een ontvanger die is bevestigd in een gespierde zak, door het ronde raammembraan te openen met een scherp microchirurgisch mes en de array langzaam, gestaag en continu in te brengen met behulp van een microtang in relatie tot de modiolus van het slakkenhuis (figuur 3C). Hecht de chirurgische incisie met een absorbeerbare hechting 2-0.
- ECAP-metingen
OPMERKING: De opstelling bestaat uit een pc met MAESTRO-software die is aangesloten op het cochleaire implantaat (CI) van de patiënt via het stimulatieapparaat (MAX Programming Interface) en de CI-spoel.- Sluit de CI-spoel magnetisch aan op de CI-ontvanger via de huid. Bevestig de integriteit van het CI en controleer de elektrode-impedantie voor alle kanalen vóór ECAP-metingen met behulp van de telemetriefunctie van het CI, die automatisch door MAESTRO Software wordt uitgevoerd (figuur 4A, B).
- Voer de ECAP-metingen uit zoals eerder beschreven19. Selecteer de ECAP-module, kies alle 12 elektroden voor stimulatie en wacht tot de ECAP-tests van de elektroden zijn voltooid. Zie de materiaaltabel voor de software en het stimulatieapparaat die worden gebruikt om ECAP-reacties te meten. Stimuleer alle 12 elektroden voor ECAP-metingen met behulp van bifasische stimuli van 30 μs faseduur, met een alternerend polariteitsparadigma, gemiddeld meer dan 25 iteraties, en een stimulatiesnelheid van 45,1 pulsen / s.
3. Postoperatieve zorg
- Blijf het minivarken in de gaten houden om schade als gevolg van onbewuste beweging te voorkomen totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om sternale lighouding te behouden. Plaats de minipig op het thermostatisch geregelde verwarmingskussen om onderkoeling te voorkomen.
- Plaats het minivarken alleen terug in zijn thuiskooi.
- Injecteer antibiotica om postoperatieve infectie gedurende 7 dagen te voorkomen.
- Controleer het minivarken op symptomen van vestibulair letsel zoals nystagmus, cirkelen of omrollen.
4. Postoperatieve CT-scan
- Intramusculaire injectie van 3% natriumpentobarbital 1 ml/kg en 0,1 ml/kg Sulforafaan toedienen aan minipig om anesthesie te induceren. Gebruik een 37°C opwarmplaat om het warm te houden. Na 3 of 5 minuten kan een CT-scan worden uitgevoerd.
- Om de juiste positie van de elektrode-array te bevestigen, narcotiseer het minivarken met tiletamine en zolazepam 1 week na de operatie. Voer de CT-scan en 3D-reconstructie20 uit met behulp van het 3D slicer image computing-platform (zie de materiaaltabel). Importeer DICOM-gegevens van de CT en voer de volumerenderingsmodule uit om 3D-beelden van het CI te verkrijgen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De integriteit (figuur 4A) en impedanties (figuur 4B) van het CI werden bevestigd door MAESTRO Software. ECAP-resultaten toonden aan dat alle 12 elektroden goede neurale reacties vertoonden (figuur 4C), wat betekent dat de elektrode-array goed was bevestigd aan de cochleaire as en de gehoorzenuw stimuleerde. Figuur 5 toont postoperatieve 3D gereconstrueerde elektrodespoelen in het rechter slakkenhuis. De array vouwde of ontwrichtte niet. De elektrode-array werd opgerold in de basale draai van het slakkenhuis (figuur 5A) en de elektroden zijn groen weergegeven (figuur 5B). 3D-reconstructie toont aan dat de elektrode-array spiraalvormig in het slakkenhuis was opgerold (figuur 5C).
Figuur 1: De chirurgische positie en oppervlakteprojectie van het slakkenhuis. Het verdoofde varken bevond zich in een linker zijwaartse positie. De witte stippelcirkel toont de oppervlakteprojectie van het slakkenhuis: 1 cm achter de achterste auriculaire sulcus ter hoogte van de oorlel. Schaalbalk = 2 cm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Corticale mastoidectomie. (A) Maak een postauriculaire incisie en deel het onderhuidse weefsel, de parotisklier en de sternocleidomastoïde spier om het oppervlak van het mastoïde bot bloot te leggen. (B) Boor de mastoïde bij de oppervlakteprojectie van het slakkenhuis op het mastoïde bot. (C) Blootstellen van de EAC en het verticale segment van de aangezichtszenuw. (D) Boor het bot rond de achterste OAG om de huid van de OAG te onthullen. Schaalstaven = (A) 1 cm, (B,C) 0,5 cm, (D) 0,1 cm. Afkorting: EAC = externe gehoorgang. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Het timpaan blootleggen. (A) Duw de huid van de EAC naar voren en leg het timpaan bloot. De oriëntatiepunten van het middenoor, de incus, nietjes, evenals rond de raamnis, moeten duidelijk zichtbaar zijn. (B) Verwijder de ronde raamnis en leg het ronde raammembraan bloot. (C) Plaats intraoperatieve elektroden door het ronde raammembraan. Schaalstaven = (A) 0,5 cm, (B) 0,2 cm, (C) 0,1 cm. Afkorting: EAC = externe gehoorgang. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Telemetrie van de CI- en ECAP-resultaten van 12 elektroden. (A) Integriteitstest van het CI. (B) Impedantieproeven op elektroden. (C) ECAP-resultaten van alle 12 elektroden. Afkortingen: CI = cochleair implantaat; ECAP = evoked compound action potential. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Postoperatieve CT 3D reconstructie van elektroden (Elektroden van Concerto F28). (A) De elektrode-array wordt opgerold in de basale draaiing van het slakkenhuis. (B) De elektroden zijn groen gesmolten. (C) 3D-reconstructie toont aan dat de elektrode-array spiraalvormig in het slakkenhuis is opgerold. Schaalbalk = 10 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ongeveer 15% van de wereldbevolking heeft een zekere mate van gehoorverlies en meer dan 5% heeft invaliderend gehoorverlies21. CI-verstrekking is de meest efficiënte behandeling voor zowel volwassen als pediatrische patiënten met ernstig en ernstig perceptief gehoorverlies. Als de eerste succesvolle implanteerbare hersenzenuwstimulator hebben CI's in de afgelopen 2 decennia duizenden mensen met gehoorverlies de mogelijkheid geboden om terug te keren naar de wereld van geluid en (re)integreren in de reguliere samenleving. Hoewel CI's nu heel anders zijn dan hun oorspronkelijke uiterlijk en functie, mist CI-onderzoek nog steeds een groot diermodel dat vergelijkbaar is met mensen. Een economisch en toegankelijk groot diermodel zou belangrijke elektrofysiologische en histopathologische informatie opleveren die niet gemakkelijk of ethisch is om rechtstreeks van mensen te verkrijgen.
Verschillende bio-elektrische behandelingen afhankelijk van CI worden momenteel onderzocht. Guo et al.22 vonden dat elektrisch-akoestische stimulatie via een CI neurale stamcellen kon bevorderen om zich te vermenigvuldigen en te differentiëren in neuronen. Bovendien is bewezen dat verschillende factoren zoals groeihormoon23, van gliacellijn afgeleide neurotrofe factor (GDNF)24 en van de hersenen afgeleide neurotrofe factor (BDNF)25 neurietuitbreiding bevorderen of de overlevingskans van SGN's verhogen. Deze resultaten kunnen hoop geven aan patiënten met SGN-degeneratie, die mogelijk geen baat hebben bij CI-gebruik.
Niettemin wordt het hierboven genoemde veelbelovende onderzoek dat de ci-prestaties kan verbeteren , uitgevoerd in vitro of op modellen met kleine dieren. Experimenten moeten worden uitgevoerd op grote diermodellen voordat ze op levende mensen worden uitgevoerd. Het hierin beschreven protocol laat dus zien hoe cochleaire implantatie kan worden uitgevoerd bij een Bama-minivarken. Het grote voordeel van het gebruik van dit diermodel is dat bij dieren dezelfde apparaten kunnen worden bestudeerd als bij mensen, d.w.z. de apparaten of doseringen hoeven niet omhoog of omlaag te worden geschaald.
In tegenstelling tot cochleaire implantatie bij cavia's of muizen, waar algemene anesthesie bij een spontaan ademend dier voldoende is, is cochleaire implantatie bij Bama-minivarkens vergelijkbaar met die bij mensen in termen van operatietijd en protocollen. Tiletamine en zolazepam werden intramusculair geïnjecteerd met een dosering van 10-15 mg/kg. Na de succesvolle inductie van anesthesie waren endotracheale intubatie en beademingsondersteunde ademhaling met isofluoraan essentieel om de diepte van de anesthesie intraoperatief te waarborgen.
Er zijn twee belangrijke stappen om het ronde venster met succes bloot te leggen. De eerste is de positie van het dier tijdens de operatie. Het plaatsen van een kussen onder de nek van het dier in een laterale positie helpt om het mastoïde bot duidelijk bloot te leggen. De tweede is om het projectiegebied van het slakkenhuis op het oppervlak van de mastoïde te bepalen, dat zich 1 cm achter de achterste auriculaire sulcus bevindt ter hoogte van de oorlel (figuur 1). Het boren van de mastoïde op deze locatie zorgt voor gemakkelijke toegang tot de EAC en de aangezichtszenuw.
Twee belangrijke anatomische oriëntatiepunten, de EAC en het verticale segment van de aangezichtszenuw, zijn nuttig om het middenoor te identificeren. De aangezichtszenuw lijkt roodachtig of bleek, terwijl de huid van de EAC blauwachtig lijkt (figuur 2D). Men moet de achterste benige EAC verwijderen en voorzichtig de huid van de EAC naar voren duwen om het timpaan te onthullen. De ronde raamnis beschermt het ronde raammembraan (figuur 3A). Door de nis met een boor te verwijderen, wordt het membraan blootgelegd (figuur 3B). De aangezichtszenuw kan het ronde venstermembraan blokkeren, in welk geval de gezichtszenuw moet worden doorgesneden om het membraan bloot te leggen. Het snijden van de aangezichtszenuw resulteert in massale bloedingen en verduistert het chirurgische zicht. Bipolaire coagulatie moet worden gebruikt om bloedingen te stoppen. In tegenstelling tot cochleaire implantatiechirurgie bij mensen, waarbij het implantaat in een botgroef op de schedel wordt gefixeerd, hebben we het implantaat in een spierzak bevestigd omdat de schedel van een minivarken dunner is dan die van een mens. Het bevestigen van de ontvanger aan de bovenkant van de schedel moet schade als gevolg van botsing aan beide zijden voorkomen, omdat varkens hun kooi vaak wrijven met de zijkanten van hun hoofd.
De hierin beschreven procedure kan worden toegepast op onderzoek naar nieuwe soorten arrays en naar biotherapie en gentherapie in combinatie met CI. Vanwege het normale gehoor van de varkens die in dit onderzoek worden gebruikt, is het moeilijk om de postoperatieve reacties op geluid (bijvoorbeeld een fluitje voor voedsel) waar te nemen. Als onderwerp van toekomstig onderzoek willen we een reeks methoden vaststellen om de reacties van de varkens op geluid dat door het CI wordt overgedragen, te observeren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.
Acknowledgments
Deze studie werd gefinancierd door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (nrs. 81970890) en het Chongqing Scientific Research Institution Performance incentive project (nrs. 19540). We bedanken Anandhan Dhanasingh en Zhi Shu van het MED-EL bedrijf voor hun steun.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S.
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
