Summary
Miniaturschweine (Minischweine) sind ein ideales Großtiermodell für die Erforschung von Cochlea-Implantaten. Die Cochlea-Implantationschirurgie bei Minischweinen kann verwendet werden, um erste Beweise für die Sicherheit und potenzielle Leistungsfähigkeit neuartiger Elektrodenarrays und chirurgischer Ansätze in einem lebenden System ähnlich dem Menschen zu liefern.
Abstract
Cochlea-Implantate (CI) sind die effektivste Methode zur Behandlung von Menschen mit schwerem bis hochgradigem sensorineuralem Hörverlust. Obwohl CIs weltweit verwendet werden, existiert kein Standardmodell für die Untersuchung der Elektrophysiologie und Histopathologie bei Patienten oder Tiermodellen mit einem CI oder für die Bewertung neuer Modelle von Elektrodenarrays. Ein großes Tiermodell mit Cochlea-Eigenschaften, die denen des Menschen ähneln, kann eine Forschungs- und Bewertungsplattform für fortgeschrittene und modifizierte Arrays vor ihrer Verwendung beim Menschen bieten.
Dazu haben wir Standard-CI-Methoden mit Bama-Minischweinen etabliert, deren Innenohranatomie der des Menschen sehr ähnlich ist. Für den menschlichen Gebrauch konzipierte Arrays wurden durch eine runde Fenstermembran in die Mini-Schweinecochlea implantiert, und es folgte ein chirurgischer Ansatz, der dem für menschliche CI-Empfänger ähnelte. Auf die Array-Insertion folgten ECAP-Messungen (evoziertes Compound Action Potential), um die Funktion des Hörnervs zu bewerten. Diese Studie beschreibt die Vorbereitung des Tieres, chirurgische Schritte, Array-Insertion und intraoperative elektrophysiologische Messungen.
Die Ergebnisse zeigten, dass das gleiche CI, das für Menschen verwendet wird, leicht in Mini-Schweine über einen standardisierten chirurgischen Ansatz implantiert werden konnte und ähnliche elektrophysiologische Ergebnisse lieferte wie bei menschlichen CI-Empfängern. Minischweine könnten ein wertvolles Tiermodell sein, um erste Beweise für die Sicherheit und potenzielle Leistungsfähigkeit neuartiger Elektrodenarrays und chirurgischer Ansätze zu liefern, bevor sie auf den Menschen angewendet werden.
Introduction
Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation (WHO) sind weltweit über 1 Milliarde Menschen von Hörverlust bedroht, und es wird geschätzt, dass bis 2050 einer von vier Menschen einen Hörverlust erleiden wird1. In den letzten 2 Jahrzehnten waren CIs die effektivste Intervention für Menschen mit dauerhaft schwerem und hochgradigem sensorineuralem Hörverlust (SNHL). Ein CI wandelt physikalische Schallsignale in bioelektrische Signale um, die die spiralförmigen Ganglienneuronen (SGNs) stimulieren und Haarzellen umgehen. Im Laufe der Zeit wurden die Indikationen für ein CI erweitert, so dass sie nun Menschen mit Resthörvermögen, einseitigem Hörverlust und sehr alten oder jungen Menschen umfassen 2,3,4. In der Zwischenzeit wurden vollständig implantierbare CIs und fortschrittliche Arrays entwickelt5. Es gibt jedoch kein wirtschaftlich realisierbares Großtiermodell zur Untersuchung der Elektrophysiologie und Histopathologie des Innenohrs mit einem CI. Dieses Fehlen eines großen Tiermodells schränkt die Forschung ein, die CIs verbessern und Einblicke in die elektrophysiologischen Auswirkungen von CIs auf das Innenohr gewinnen möchte.
Mehrere Nagetiermodelle wurden in der CI-Forschung angewendet, wie Maus6, Rennmaus7, Ratte8 und Meerschweinchen9; Die Merkmale der Morphologie und der elektrophysiologischen Reaktionen unterscheiden sich jedoch von denen beim Menschen. Cochlea-Strukturen von Tiermodellen, die traditionell für CI-Studien verwendet werden, wie Katzen, Meerschweinchen und andere Tiere, unterscheiden sich stark von denen menschlicher Cochlea-Strukturen10. Obwohl die Array-Insertion bei Katzen11 und Kaninchen12 aufgrund ihrer kleineren Cochleae durchgeführt wurde, wurde dies mit Arrays durchgeführt, die nicht für die Anwendung beim Menschen ausgelegt waren. Mehrere große Tiermodelle wurden auch für CI untersucht. Lämmer eignen sich gut als Trainingsmodell für die atraumatische Cochlea-Implantation, aber die geringere Größe der Cochlea macht eine vollständige Insertion unmöglich13. Primaten könnten wegen ihrer anatomischen Ähnlichkeit mit Menschen die am besten geeigneten Tiere für die CI-Forschung sein14,15; Die Geschlechtsreife von Affen ist jedoch verzögert (4-5 Jahre), die Tragzeit beträgt bis zu etwa 165 Tage, und jedes Weibchen produziert normalerweise nur einen Nachwuchs pro Jahr16. Diese Gründe und die teuren Kosten behindern die umfangreiche Anwendung von Primaten in der CI-Forschung.
Im Gegensatz dazu erreichen Schweine die Geschlechtsreife nach 5-8 Monaten und haben eine Tragzeit von ~ 114 Tagen, was Schweine für die CI-Forschung als großes Tiermodell besser zugänglich macht16. Bama-Minischweine (Minischweine) stammen 1985 von einer kleinen Schweineart in China ab, deren genetischer Hintergrund gut verstanden ist. Sie zeichnen sich durch eine inhärente geringe Größe, frühe Geschlechtsreife, schnelle Fortpflanzung und einfache Handhabung aus17. Das Minischwein ist aufgrund seiner Ähnlichkeit mit dem Menschen in Morphologie und Elektrophysiologie ein ideales Modell für die Otologie und Audiologie18. Die Scala tympani Länge eines Bama Mini-Schweins beträgt 38,58 mm, was nahe an der Länge von 36 mm beim Menschen10 liegt. Die Mini-Schweine-Cochlea hat 3,5 Windungen, was den 2,5-3 Drehungen bei Menschen10 ähnelt. Neben der Morphologie ist auch die Elektrophysiologie von Bama-Minischweinen der des Menschen sehr ähnlich18. Daher haben wir in der vorliegenden Studie für den menschlichen Gebrauch konzipierte Arrays über die runde Fenstermembran in die Mini-Schweine-Cochlea eingeführt und einen ähnlichen chirurgischen Ansatz wie bei menschlichen CI-Empfängern verfolgt. Zur Bewertung des Verfahrens wurden intraoperative ECAP-Messungen durchgeführt. Der hierin beschriebene Prozess könnte sowohl für die präklinische translationale Forschung im Zusammenhang mit CIs als auch als Plattform für die Ausbildung von Assistenzärzten verwendet werden.
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Protocol
Alle Verfahren und Tieroperationen wurden nach den Richtlinien der Ethikkommission des Allgemeinen Krankenhauses der Volksbefreiungsarmee durchgeführt und genehmigt.
1. Anästhesie und chirurgische Vorbereitung
- Injizieren Sie dem Schwein (männlich, 2 Monate alt, 5 kg) mit Tiletamin und Zolazepam in einer Dosierung von 10-15 mg/kg muskulär und intubieren Sie es mit einem 5,5-französischen Endotrachealtubus. Aufrechterhaltung der Anästhesie durch beatmungsunterstützte Beatmung mit Isofluoran-Inhalation. Überwachen Sie die Sauerstoffsättigung (>90%), die Atmung (15-20/min) und die Herzfrequenz (60-120 Schläge/min) mit der Pulsoximetrieklemme eines EKG-Monitors, der mit der Zunge des Schweins verbunden ist.
- Legen Sie das Mini-Schwein in eine linke seitliche Position (wenn die rechte Seite implantiert werden soll) auf ein thermostatisch reguliertes Heizkissen, um Unterkühlung zu vermeiden. Bestätigen Sie, dass das Schwein mit verschiedenen Reizen ausreichend betäubt ist. Stellen Sie sicher, dass keine Reaktionen vorhanden sind (z. B. Zehenklebereflex). Tragen Sie künstliche Tränensalbe auf die Augen des Minischweins auf, um das Austrocknen der Hornhaut zu verhindern. Halten Sie die Augen mit einem medizinischen Pflaster geschlossen.
- Rasieren Sie den Operationsbereich um das Ohrläppchen herum, halten Sie ihn 10 cm im Durchmesser (Abbildung 1) und desinfizieren Sie ihn mit drei abwechselnden Jod- und Alkoholtupfern in kreisenden Bewegungen von der Mitte nach außen. Decken Sie den Operationsbereich mit sterilen OP-Abdecktüchern ab.
- Decken Sie das Mikroskop mit einer sterilen Kunststoffhülse ab und entfernen Sie die Teile, die die Okulare und das Objektiv bedecken.
2. Chirurgischer Eingriff
- Lokalisieren Sie die Oberflächenprojektionsstelle der Cochlea 1 cm hinter dem hinteren Ohrmuschelsulcus auf Höhe des Ohrläppchens. Machen Sie einen postaurikulären Schnitt von etwa 5 cm Länge mit der Projektionsstelle als Zentrum mit einem # 15 Skalpell. Teilen Sie das Unterhautgewebe, die Ohrspeicheldrüse und den Musculus sternocleidomastoideus mit einer Mikroschere, um die Oberfläche des Warzenknochens freizulegen (Abbildung 2A). Verwenden Sie bei Bedarf bipolare Kauterisation, um Blutungen zu minimieren.
- Kortikale Mastoidektomie
- Bohren Sie den Mastoid an der Oberflächenprojektion der Cochlea auf dem Warzenknochen (Abbildung 2B) zum äußeren Gehörgang (EAC), der dicht und hellblau ist (Abbildung 2C). Achten Sie darauf, das blasse oder rötliche vertikale Segment des Gesichtsnervs dorsal zum EAC nicht zu beschädigen, um Blutungen zu vermeiden (Abbildung 2C).
HINWEIS: Wenn der Gesichtsnerv beschädigt ist, ist die bipolare Kauterisation eine gute Wahl, um Blutungen zu stoppen.
- Bohren Sie den Mastoid an der Oberflächenprojektion der Cochlea auf dem Warzenknochen (Abbildung 2B) zum äußeren Gehörgang (EAC), der dicht und hellblau ist (Abbildung 2C). Achten Sie darauf, das blasse oder rötliche vertikale Segment des Gesichtsnervs dorsal zum EAC nicht zu beschädigen, um Blutungen zu vermeiden (Abbildung 2C).
- Legen Sie das Tympanon frei, indem Sie den Knochen bohren, der das hintere knöcherne EAC umgibt (Abbildung 2D). Trennen Sie die Haut des EAC und des Gesichtsnervs mit einer Injektionsnadel, um eine Beschädigung des Gesichtsnervs zu vermeiden. Schieben Sie die Haut des EAC vorsichtig weg, um das Tympanon (einschließlich der Gehörknöchelchenkette) und die runde Fensternische freizulegen (Abbildung 3A).
- Belichten Sie die runde Fenstermembran. Entfernen Sie die runde Fensternische mit einem kleinen Diamantgrat, und führen Sie eine kontinuierliche Saugbewässerung durch, um die Basaldrehung der Cochlea und der runden Fenstermembran freizulegen (Abbildung 3B).
- Reparieren Sie das Empfängerpaket. Trennen Sie den kranialen Parietalmuskel, um eine Tasche zu bilden, die gerade groß genug für den Empfänger ist. Legen Sie das interne Empfängerpaket in die Muskeltasche und fixieren Sie es mit einer Fixierungsnaht.
- Führen Sie die Elektrodenanordnung, die mit einem in einer Muskeltasche befestigten Empfänger verbunden ist, ein, indem Sie die runde Fenstermembran mit einem scharfen mikrochirurgischen Messer öffnen und die Anordnung mit einer Mikrozange langsam, stetig und kontinuierlich in Bezug auf den Modiolus der Cochlea einführen (Abbildung 3C). Nähen Sie den chirurgischen Schnitt mit einer resorbierbaren Naht 2-0.
- ECAP-Messungen
HINWEIS: Das Setup besteht aus einem PC mit MAESTRO-Software, der über das Stimulationsgerät (MAX Programming Interface) und die CI-Spule mit dem Cochlea-Implantat (CI) des Patienten verbunden ist.- Verbinden Sie die CI-Spule magnetisch mit dem CI-Empfänger durch die Haut. Bestätigen Sie die Integrität des CI und überprüfen Sie die Elektrodenimpedanz für alle Kanäle vor ECAP-Messungen mit der Telemetriefunktion des CI, die von MAESTRO Software automatisch durchgeführt wird (Abbildung 4A, B).
- Führen Sie die ECAP-Messungen wie zuvor beschriebendurch 19. Wählen Sie das ECAP-Modul aus, wählen Sie alle 12 Elektroden für die Stimulation aus und warten Sie, bis die ECAP-Tests der Elektroden abgeschlossen sind. In der Materialtabelle finden Sie die Software und das Stimulationsgerät, die zur Messung von ECAP-Antworten verwendet werden. Stimulieren Sie alle 12 Elektroden für ECAP-Messungen mit biphasischen Stimuli von 30 μs Phasendauer, mit einem Wechselpolaritätsparadigma, durchschnittlich über 25 Iterationen und einer Stimulationsrate von 45,1 Pulsen / s.
3. Nachsorge
- Überwachen Sie das Minischwein weiterhin, um Schäden durch unbewusste Bewegungen zu vermeiden, bis es wieder ausreichend Bewusstsein erlangt hat, um das sternale Liegen aufrechtzuerhalten. Legen Sie das Minipig auf das thermostatisch regulierte Heizkissen, um Unterkühlung zu vermeiden.
- Setzen Sie das Mini-Schwein allein in seinen heimischen Käfig zurück.
- Injizieren Sie Antibiotika, um eine postoperative Infektion für 7 Tage zu verhindern.
- Überprüfen Sie das Mini-Schwein auf Symptome einer vestibulären Verletzung wie Nystagmus, Kreisen oder Überrollen.
4. Postoperativer CT-Scan
- Minipig intramuskuläre Injektion von 3% Natriumpentobarbital 1 ml/kg und 0,1 ml/kg Sulforaphan verabreichen, um eine Anästhesie einzuleiten. Verwenden Sie eine 37°C warme Platte, um es warm zu halten. Nach 3 oder 5 Minuten kann ein CT-Scan durchgeführt werden.
- Um die korrekte Position des Elektrodenarrays zu bestätigen, betäuben Sie das Mini-Schwein 1 Woche nach der Operation mit Tiletamin und Zolazepam. Führen Sie den CT-Scan und die 3D-Rekonstruktion20 mit der 3D-Slicer-Bildverarbeitungsplattform durch (siehe Materialtabelle). Importieren Sie DICOM-Daten des CT und führen Sie das Volumen-Rendering-Modul durch, um 3D-Bilder des CI zu erhalten.
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Representative Results
Die Integrität (Abbildung 4A) und Impedanzen (Abbildung 4B) des CI wurden von MAESTRO Software bestätigt. ECAP-Ergebnisse zeigten, dass alle 12 Elektroden gute neuronale Reaktionen zeigten (Abbildung 4C), was bedeutet, dass das Elektrodenarray gut mit der Cochlea-Achse verbunden war und den Hörnerv stimulierte. Abbildung 5 zeigt postoperative 3D-rekonstruierte Elektrodenspulen in der rechten Cochlea. Das Array konnte nicht gefaltet oder verschoben werden. Das Elektrodenarray wurde in der Basaldrehung der Cochlea aufgewickelt (Abbildung 5A), und die Elektroden sind grün dargestellt (Abbildung 5B). Die 3D-Rekonstruktion zeigt, dass das Elektrodenarray spiralförmig in der Cochlea aufgewickelt war (Abbildung 5C).
Abbildung 1: Die chirurgische Position und Oberflächenprojektion der Cochlea. Das betäubte Schwein befand sich in einer linken Seitenlage. Der weiß gestrichelte Kreis zeigt die Oberflächenprojektion der Cochlea: 1 cm hinter dem hinteren Ohrmuschelsulcus auf Höhe des Ohrläppchens. Maßstabsbalken = 2 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Kortikale Mastoidektomie. (A) Machen Sie einen postaurikulären Schnitt und teilen Sie das Unterhautgewebe, die Ohrspeicheldrüse und den sternocleidomastoideus Muskel, um die Oberfläche des Warzenknochens freizulegen. (B) Bohren Sie den Mastoid an der Oberflächenprojektion der Cochlea auf den Mastoidknochen. (C) Belichten Sie die EAC und das vertikale Segment des Gesichtsnervs. (D) Bohren Sie den Knochen, der das hintere EAC umgibt, um die Haut des EAC freizulegen. Maßstäbe = (A) 1 cm, (B,C) 0,5 cm, (D) 0,1 cm. Abkürzung: EAC = externer Gehörgang. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Freilegen des Tympanons. (A) Schieben Sie die Haut des EAC nach vorne und legen Sie das Tympanon frei. Die Landmarken des Mittelohrs, der Incus, Steigbügel sowie rund um die Fensternische, müssen deutlich sichtbar sein. (B) Entfernen Sie die runde Fensternische und legen Sie die runde Fenstermembran frei. (C) Führen Sie intraoperative Elektroden durch die runde Fenstermembran ein. Maßstäbe = (A) 0,5 cm, (B) 0,2 cm, (C) 0,1 cm. Abkürzung: EAC = externer Gehörgang. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Telemetrie der CI- und ECAP-Ergebnisse von 12 Elektroden . (A) Integritätstest des CI. (B) Impedanzprüfungen an Elektroden. (C) ECAP-Ergebnisse aller 12 Elektroden. Abkürzungen: CI = Cochlea-Implantat; ECAP = evoziertes zusammengesetztes Aktionspotential. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Postoperative CT 3D-Rekonstruktion von Elektroden (Elektroden des Concerto F28). (A) Das Elektrodenarray ist in der basalen Drehung der Cochlea aufgewickelt. (B) Die Elektroden sind grün dargestellt. (C) Die 3D-Rekonstruktion zeigt, dass das Elektrodenarray spiralförmig in der Cochlea aufgewickelt ist. Maßstabsbalken = 10 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Etwa 15 % der Weltbevölkerung haben einen gewissen Grad an Hörverlust, und über 5 % haben einen behindernden Hörverlust21. Die CI-Versorgung ist die effizienteste Behandlung für erwachsene und pädiatrische Patienten mit schwerem und hochgradigem sensorineuralen Hörverlust. Als erster erfolgreicher implantierbarer Hirnnervenstimulator haben CIs in den letzten 2 Jahrzehnten Tausenden von Menschen mit Hörverlust die Möglichkeit geboten, in die Welt des Klangs zurückzukehren und sich (wieder) in die Mehrheitsgesellschaft zu integrieren. Obwohl sich CIs heute stark von ihrem ursprünglichen Aussehen und ihrer Funktion unterscheiden, fehlt der CI-Forschung immer noch ein großes Tiermodell, das dem Menschen ähnelt. Ein wirtschaftliches und zugängliches Großtiermodell würde wichtige elektrophysiologische und histopathologische Informationen liefern, die nicht einfach oder ethisch direkt vom Menschen zu erhalten sind.
Mehrere bioelektrische Behandlungen, die von CI abhängig sind, werden derzeit untersucht. Guo et al.22 fanden heraus, dass die elektrisch-akustische Stimulation über ein CI neuronale Stammzellen dazu bringen könnte, sich zu vermehren und zu Neuronen zu differenzieren. Darüber hinaus wurde nachgewiesen, dass mehrere Faktoren wie Wachstumshormon23, Gliazelllinien-abgeleiteter neurotropher Faktor (GDNF)24 und hirnabgeleiteter neurotropher Faktor (BDNF)25 die Neuritenverlängerung fördern oder die Überlebensrate von SGNs erhöhen. Diese Ergebnisse können Patienten mit SGN-Degeneration, die möglicherweise nicht von der CI-Anwendung profitieren, Hoffnung geben.
Nichtsdestotrotz wird die vielversprechende Forschung, die die oben erwähnte CI-Leistung verbessern kann, in vitro oder an Kleintiermodellen durchgeführt. Experimente müssen an großen Tiermodellen durchgeführt werden, bevor sie an lebenden Menschen durchgeführt werden. Somit zeigt das hier beschriebene Protokoll, wie die Cochlea-Implantation in einem Bama-Minischwein durchgeführt wird. Der große Vorteil der Verwendung dieses Tiermodells besteht darin, dass bei Tieren die gleichen Geräte untersucht werden können wie beim Menschen, d.h. die Geräte oder Dosierungen müssen nicht nach oben oder unten skaliert werden.
Im Gegensatz zur Cochlea-Implantation bei Meerschweinchen oder Mäusen, bei denen eine Vollnarkose bei einem spontan atmenden Tier ausreicht, ähnelt die Cochlea-Implantation bei Bama-Minischweinen der beim Menschen in Bezug auf Operationszeit und Protokolle. Tiletamin und Zolazepam wurden intramuskulär mit einer Dosierung von 10-15 mg/kg injiziert. Nach der erfolgreichen Einleitung der Narkose waren die endotracheale Intubation und die beatmungsunterstützte Beatmung mit Isofluoran unerlässlich, um die Tiefe der Anästhesie intraoperativ sicherzustellen.
Es gibt zwei wichtige Schritte, um das runde Fenster erfolgreich freizulegen. Die erste ist die Position des Tieres während der Operation. Das Platzieren eines Kissens unter dem Hals des Tieres in einer seitlichen Position hilft, den Warzenknochen deutlich freizulegen. Die zweite besteht darin, die Projektionsfläche der Cochlea auf der Oberfläche des Warzens zu bestimmen, die sich 1 cm hinter dem hinteren Ohrmuschelsulcus auf Höhe des Ohrläppchens befindet (Abbildung 1). Das Bohren des Warzens an dieser Stelle ermöglicht einen einfachen Zugang zum EAC und zum Gesichtsnerv.
Zwei wichtige anatomische Orientierungspunkte, das EAC und das vertikale Segment des Gesichtsnervs, sind hilfreich, um das Mittelohr zu identifizieren. Der Gesichtsnerv erscheint rötlich oder blass, während die Haut des EAC bläulich erscheint (Abbildung 2D). Man sollte das hintere knöcherne EAC entfernen und die Haut des EAC vorsichtig nach vorne schieben, um das Tympanon freizulegen. Die runde Fensternische schützt die runde Fenstermembran (Abbildung 3A). Durch Entfernen der Nische mit einem Bohrer wird die Membran freigelegt (Abbildung 3B). Der Gesichtsnerv kann die runde Fenstermembran blockieren, in diesem Fall muss der Gesichtsnerv geschnitten werden, um die Membran freizulegen. Das Schneiden des Gesichtsnervs führt zu massiven Blutungen und verdeckt die chirurgische Sicht. Bipolare Koagulation sollte verwendet werden, um Blutungen zu stoppen. Im Gegensatz zur Cochlea-Implantationsoperation beim Menschen, bei der das Implantat in einer Knochenrille am Schädel fixiert wird, haben wir das Implantat in einer Muskeltasche fixiert, weil der Schädel eines Minischweins dünner ist als der eines Menschen. Die Befestigung des Empfängers auf der Oberseite des Schädels sollte Schäden durch Kollision auf beiden Seiten vermeiden, da Schweine ihren Käfig oft mit den Seiten ihres Kopfes reiben.
Das hierin beschriebene Verfahren könnte zur Erforschung neuer Arten von Arrays und zur Biotherapie und Gentherapie in Kombination mit CI angewendet werden. Aufgrund des normalen Gehörs der Schweine, die in dieser Forschung verwendet werden, ist es schwierig, die postoperativen Reaktionen auf Geräusche (z. B. eine Pfeife für Nahrung) zu beobachten. Als Thema zukünftiger Forschung wollen wir eine Reihe von Methoden etablieren, um die Reaktionen der Schweine auf Schall zu beobachten, der vom CI übertragen wird.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.
Acknowledgments
Diese Studie wurde durch Zuschüsse der National Natural Science Foundation of China (Nr. 81970890) und des Chongqing Scientific Research Institution Performance Incentive Project (Nr. 19540) finanziert. Wir danken Anandhan Dhanasingh und Zhi Shu von der Firma MED-EL für ihre Unterstützung.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S.
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
