Summary
חזירים מיניאטוריים (מיני חזירים) הם מודל אידיאלי של בעלי חיים גדולים למחקר על שתלי שבלול. ניתן להשתמש בניתוח השתלת שבלול במיני חזירים כדי לספק ראיות ראשוניות לבטיחות ולביצועים הפוטנציאליים של מערכי אלקטרודות חדשניים וגישות ניתוחיות במערכת חיה הדומה לבני אדם.
Abstract
שתלי שבלול (CI) הם השיטה היעילה ביותר לטיפול באנשים עם ליקוי שמיעה תחושתי עצבי חמור עד עמוק. למרות ש-CIs משמשים ברחבי העולם, לא קיים מודל סטנדרטי לחקר האלקטרופיזיולוגיה וההיסטופתולוגיה בחולים או מודלים של בעלי חיים עם CI או להערכת מודלים חדשים של מערכי אלקטרודות. מודל של בעלי חיים גדולים עם מאפייני שבלול דומים לאלה של בני אדם עשוי לספק פלטפורמת מחקר והערכה למערכים מתקדמים ומותאמים לפני השימוש בהם בבני אדם.
לשם כך, הקמנו שיטות CI סטנדרטיות עם מיני חזירים של Bama, שהאנטומיה של האוזן הפנימית שלהם דומה מאוד לזו של בני אדם. מערכים המיועדים לשימוש אנושי הושתלו בשבלול מיני חזירים דרך קרום חלון עגול, ובעקבותיהם נקטה גישה כירורגית שהייתה דומה לזו ששימשה מושתלי CI אנושיים. החדרת המערך לוותה במדידות של פוטנציאל פעולה תרכובת מעורר (ECAP) כדי להעריך את תפקודו של עצב השמיעה. מחקר זה מתאר את הכנת החיה, שלבים כירורגיים, החדרת מערך ומדידות אלקטרופיזיולוגיות תוך ניתוחיות.
התוצאות הצביעו על כך שניתן היה להשתיל בקלות את אותו CI המשמש לבני אדם במיני חזירים באמצעות גישה כירורגית סטנדרטית ולהניב תוצאות אלקטרופיזיולוגיות דומות כפי שנמדדו אצל מושתלי CI אנושיים. מיני-חזירים יכולים להיות מודל רב ערך של בעלי חיים כדי לספק ראיות ראשוניות לבטיחות ולביצועים הפוטנציאליים של מערכי אלקטרודות חדשניים וגישות כירורגיות לפני החלתם על בני אדם.
Introduction
על פי ארגון הבריאות העולמי (WHO), יותר ממיליארד אנשים נמצאים בסיכון לליקוי שמיעה ברחבי העולם, וההערכה היא שעד שנת 2050, אחד מכל ארבעה אנשים יסבול מליקוי שמיעה1. במהלך שני העשורים האחרונים, CIs היו ההתערבות היעילה ביותר עבור אנשים עם ליקוי שמיעה תחושתי עצבי חמור ועמוק קבוע (SNHL). CI ממיר אותות פיזיקליים של קול לאותות ביו-חשמליים הממריצים את נוירוני הגנגליון הספירליים (SGNs), תוך עקיפת תאי השערה. עם הזמן, האינדיקציות עבור CI הורחבו כך שהם כוללים כעת אנשים עם שמיעה שיורית, ליקוי שמיעה חד צדדי, ואנשים מבוגרים מאוד או צעירים 2,3,4. בינתיים, פותחו CIs מושתלים לחלוטין ומערכים מתקדמים5. עם זאת, אין מודל בעל חיים גדול בעל היתכנות כלכלית לחקר האלקטרופיזיולוגיה וההיסטופתולוגיה של האוזן הפנימית באמצעות CI. היעדר מודל גדול של בעלי חיים מגביל את המחקרים המבקשים לשפר את ה-CIs ולהשיג תובנות לגבי ההשפעה האלקטרופיזיולוגית של CIs על האוזן הפנימית.
מספר מודלים של חיות מכרסמים יושמו במחקרי CI, כגון עכבר6, גרביל7, חולדה8 ושרקן9; עם זאת, המאפיינים של מורפולוגיה ותגובות אלקטרופיזיולוגיות שונים מאלה שבבני אדם. מבנים שבלוליים של מודלים של בעלי חיים המשמשים באופן מסורתי למחקרי CI, כגון חתולים, שרקנים ובעלי חיים אחרים, שונים מאוד מאלה של מבני שבלול אנושיים10. למרות שהכנסת מערך נעשתה על חתולים11 וארנבות12, בגלל השבלול הקטן יותר שלהם, הדבר נעשה עם מערכים שלא תוכננו לשימוש בבני אדם. מספר מודלים גדולים של בעלי חיים נחקרו גם עבור CI. הטלאים מתאימים היטב כמודל אימון להשתלת שבלול א-טראומטית, אך גודלו הקטן יותר של השבלול הופך את החדרת המערך המלא לבלתי אפשרית13. פרימטים עשויים להיות בעלי החיים המתאימים ביותר למחקר CI בגלל הדמיון האנטומי שלהם לבני אדם14,15; עם זאת, הבגרות המינית של קופים מתעכבת (4-5 שנים), תקופת ההריון היא עד כ 165 ימים, וכל נקבה בדרך כלל מייצרת רק צאצא אחד בשנה16. סיבות אלה, והעלות היקרה, מעכבות את היישום הנרחב של פרימטים במחקר CI.
לעומת זאת, חזירים מגיעים לבגרות מינית בגיל 5-8 חודשים ויש להם תקופת הריון של ~ 114 ימים, מה שהופך את החזירים לנגישים יותר למחקר CI כמודל חיה גדול16. מקורם של חזירי באמה מיני (מיני חזירים) הוא במין חזיר קטן בסין בשנת 1985, שהרקע הגנטי שלו מובן היטב. הם מאופיינים בגודל קטן אינהרנטי, בגרות מינית מוקדמת, רבייה מהירה וקלות ניהול17. המיני-חזיר הוא מודל אידיאלי לאוטולוגיה ואודיולוגיה בגלל הדמיון שלו לבני אדם במורפולוגיה ובאלקטרופיזיולוגיה18. אורך הסקאלה טימפני של מיני חזיר באמה הוא 38.58 מ"מ, שהוא קרוב לאורך 36 מ"מ בבני אדם10. לשבלול המיני-חזיר יש 3.5 סיבובים, בדומה ל-2.5-3 סיבובים שנראים בבני אדם10. בנוסף למורפולוגיה, האלקטרופיזיולוגיה של מיני חזירי באמה דומה מאוד לזו של בני אדם18. לכן, במחקר הנוכחי, הכנסנו מערכים המיועדים לשימוש אנושי לתוך שבלול מיני-חזיר דרך קרום החלון העגול ונקטנו בגישה כירורגית דומה לזו המשמשת במקבלי CI אנושיים. מדידות ECAP תוך ניתוחיות יושמו כדי להעריך את ההליך. התהליך שאנו מתארים כאן יכול לשמש הן למחקר תרגומי פרה-קליני הקשור ל-CIs והן כפלטפורמה להכשרת תושבים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל ההליכים והניתוחים בבעלי חיים נערכו על פי הנחיות ועדת האתיקה של בית החולים הכללי PLA ואושרו.
1. הרדמה והכנה כירורגית
- להזריק את החזיר (זכר, בן חודשיים, 5 ק"ג) באופן שרירי עם tiletamine ו zolazepam עם מינון של 10-15 מ"ג / ק"ג ו intubate אותו עם צינור endotracheal 5.5-צרפתית. לשמור על הרדמה על ידי הנשמה בסיוע הנשמה עם שאיפת איזופלואורן. עקוב אחר רוויון החמצן (>90%), הנשימה (15-20 לדקה) וקצב הלב (60-120 פעימות לדקה) באמצעות מהדק אוקסימטריית הדופק של צג אק"ג, המחובר ללשון החזיר.
- שים את המיני חזיר במצב צדדי שמאלי (כאשר יש להשתיל את הצד הימני) על כרית חימום מווסתת תרמוסטטית כדי למנוע היפותרמיה. אשר את החזיר הוא מורדם כראוי באמצעות גירויים שונים. ודא היעדר כל התגובות (למשל, רפלקס צביטה בבוהן). יש למרוח משחת דמעות מלאכותית על עיני המיניפיג כדי למנוע את התייבשות הקרנית. יש לעצום את העיניים באמצעות מדבקה רפואית.
- לגלח את אזור הניתוח סביב תנוך האוזן, לשמור על קוטרו 10 ס"מ (איור 1) ולחטא אותו עם שלוש ספוגיות מתחלפות של יוד ואלכוהול בתנועה מעגלית מהמרכז לכיוון חוץ. כסו את אזור הניתוח בווילונות כירורגיים סטריליים.
- מכסים את המיקרוסקופ בשרוול פלסטיק סטרילי ומסירים את החלקים המכסים את העיניים ואת המטרה.
2. הליך כירורגי
- אתר את אתר ההקרנה של פני השטח של השבלול 1 ס"מ מאחורי הסולקוס האוריקולרי האחורי בגובה תנוך האוזן. בצע חתך פוסט-אוריקולרי באורך של כ-5 ס"מ כאשר אתר ההקרנה הוא המרכז באמצעות אזמל #15. חלקו את הרקמה התת-עורית, בלוטת הפרוטיד והשריר הסטרנוקלידומסטואידי במיקרו-מספריים כדי לחשוף את פני השטח של עצם המסטואיד (איור 2A). יש להשתמש בצריבה דו קוטבית בעת הצורך כדי למזער את הדימום.
- כריתת מסטואידקטומיה של קליפת המוח
- קדחו את המסטואיד בהקרנת פני השטח של השבלול על עצם המסטואיד (איור 2B) לתעלת השמע החיצונית (EAC), שהיא צפופה וכחולה בהירה (איור 2C). היזהרו שלא לפגוע במקטע האנכי החיוור או האדמדם של עצב הפנים הגבי ל-EAC כדי למנוע דימום (איור 2C).
הערה: אם עצב הפנים פגום, צריבה דו קוטבית היא בחירה טובה כדי לעצור דימום.
- קדחו את המסטואיד בהקרנת פני השטח של השבלול על עצם המסטואיד (איור 2B) לתעלת השמע החיצונית (EAC), שהיא צפופה וכחולה בהירה (איור 2C). היזהרו שלא לפגוע במקטע האנכי החיוור או האדמדם של עצב הפנים הגבי ל-EAC כדי למנוע דימום (איור 2C).
- חשוף את הטימפנום על-ידי קידוח העצם המקיפה את ה-EAC הגרמי האחורי (איור 2D). הפרד את העור של EAC ואת עצב הפנים עם מחט hypodermic כדי למנוע נזק לעצב הפנים. דחפו בזהירות את העור של ה-EAC כדי לחשוף את הטימפנום (כולל שרשרת ה-OSSICULAR) ואת גומחת החלון העגול (איור 3A).
- חשוף את קרום החלון העגול. הסירו את גומחת החלון העגול בעזרת בור יהלום קטן, ושמרו על שאיבה-השקיה רציפה כדי לחשוף את הסיבוב הבסיסי של השבלול ואת קרום החלון העגול (איור 3B).
- תקן את חבילת המקלט. הפרידו את שריר הקודקוד הגולגולתי כדי ליצור כיס גדול מספיק עבור המקלט. מניחים את חבילת המקלט הפנימי בכיס השרירי ומתקנים אותה עם תפר קיבוע.
- הכנס את מערך האלקטרודות, המחובר למקלט הקבוע בכיס שרירי, על-ידי פתיחת קרום החלון העגול באמצעות סכין מיקרו-כירורגית חדה והחדרת המערך באמצעות מיקרו-מלקחיים באיטיות, בהתמדה וברציפות ביחס למודיולוס של השבלול (איור 3C). לתפור את החתך הניתוחי עם תפר נספג 2-0.
- מדידות ECAP
הערה: ההתקנה מורכבת ממחשב עם תוכנת MAESTRO המחוברת לשתל השבלול (CI) של המטופל באמצעות התקן הגירוי (ממשק תכנות MAX) וסליל CI.- חבר באופן מגנטי את סליל ה- CI למקלט ה- CI דרך העור. אשר את תקינות ה-CI ובדוק את עכבת האלקטרודה עבור כל הערוצים לפני מדידות ECAP באמצעות פונקציית הטלמטריה של ה-CI, המתבצעת על-ידי MAESTRO Software באופן אוטומטי (איור 4A,B).
- בצע את מדידות ה- ECAP כפי שתואר קודםלכן 19. בחר את מודול ה- ECAP, בחר את כל 12 האלקטרודות לגירוי והמתן להשלמת בדיקות ה- ECAP של האלקטרודות. עיין בטבלת החומרים עבור התוכנה והתקן הגירוי המשמשים למדידת תגובות ECAP. עורר את כל 12 האלקטרודות למדידות ECAP באמצעות גירויים דו-פאזיים של משך פאזה של 30 μs, עם פרדיגמת קוטביות מתחלפת, ממוצע של מעל 25 איטרציות, וקצב גירוי של 45.1 פולסים לשנייה.
3. טיפול לאחר הניתוח
- המשיכו לעקוב אחר המיני-חזיר כדי למנוע נזק כתוצאה מתנועה לא מודעת עד שהוא יחזור להכרה מספקת כדי לשמור על שכיבה סטרנלית. שים את המיניפיג על כרית החימום המווסתת תרמוסטטית כדי למנוע היפותרמיה.
- החזירו את המיני-חזיר לכלוב הביתי שלו לבדו.
- להזריק אנטיביוטיקה כדי למנוע זיהום לאחר הניתוח במשך 7 ימים.
- בדוק את מיני חזיר עבור סימפטומים של פגיעה שיווי המשקל כגון ניסטגמוס, סיבוב, או גלגול.
4. סריקת CT לאחר הניתוח
- מתן הזרקה תוך שרירית של 3% נתרן פנטוברביטל 1 מ"ל/ק"ג, ו-0.1 מ"ל/ק"ג סולפוראפן למיניפיג להשראת הרדמה. השתמשו בצלחת חימום בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס כדי לשמור על חום גופה. לאחר 3 או 5 דקות, ניתן לבצע בדיקת CT.
- כדי לאשר את המיקום הנכון של מערך האלקטרודות, narcotize מיני חזיר עם tiletamine ו zolazepam 1 שבוע לאחר הניתוח. בצע את סריקת ה-CT ואת השחזור בתלת-ממד20 באמצעות פלטפורמת מחשוב התמונות של כלי הפריסה התלת-ממדיים (ראה טבלת חומרים). יבא נתוני DICOM של ה- CT ונהל את מודול עיבוד אמצעי האחסון כדי להשיג תמונות תלת-ממדיות של ה- CI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
השלמות (איור 4A) והעכבות (איור 4B) של ה-CI אושרו על-ידי MAESTRO Software. תוצאות ECAP הראו שכל 12 האלקטרודות הדגימו תגובות עצביות טובות (איור 4C), כלומר מערך האלקטרודות היה מחובר היטב לציר השבלול ועורר את עצב השמיעה. איור 5 מדגים סלילי אלקטרודות משוחזרים בתלת-ממד לאחר הניתוח בשבלול הימני. המערך לא התקפל או התנתק. מערך האלקטרודות התפתל בסיבוב הבסיסי של השבלול (איור 5A), והאלקטרודות מעובדות בירוק (איור 5B). שחזור תלת-ממדי מדגים שמערך האלקטרודות היה מפותל באופן ספירלי בשבלול (איור 5C).
איור 1: המיקום הניתוחי והקרנת פני השטח של השבלול. החזיר המרדים היה במצב צדדי שמאלי. העיגול המקווקו הלבן מראה את הקרנת פני השטח של השבלול: 1 ס"מ מאחורי הסולקוס האוריקולרי האחורי בגובה תנוך האוזן. סרגל קנה מידה = 2 ס"מ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: כריתת מסטואידקטומיה של קליפת המוח . (A) לבצע חתך פוסט-אוריקולרי ולחלק את הרקמה התת-עורית, בלוטת הפרוטיד ושריר הסטרנוקלידומסטואיד כדי לחשוף את פני השטח של עצם המסטואיד. (B) קדחו את המסטואיד בהקרנה על פני השטח של השבלול על עצם המסטואיד. (C) חשוף את ה-EAC ואת המקטע האנכי של עצב הפנים. (D) קדחו את העצם המקיפה את ה-EAC האחורי כדי לחשוף את העור של ה-EAC. פסי קנה מידה = (A) 1 ס"מ, (B,C) 0.5 ס"מ, (D) 0.1 ס"מ. קיצור: EAC = תעלת שמיעה חיצונית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: חשיפת הטימפנום . (A) לדחוף את העור של EAC קדימה ולחשוף את הטימפנום. ציוני הדרך של האוזן התיכונה, האינקוס, הסטפס, כמו גם סביב נישת החלון, חייבים להיות גלויים בבירור. (B) הסר את גומחת החלון העגולה וחשוף את קרום החלון העגול. (C) יש להכניס אלקטרודות תוך-ניתוחיות דרך קרום החלון העגול. פסי קנה מידה = (A) 0.5 ס"מ, (B) 0.2 ס"מ, (C) 0.1 ס"מ. קיצור: EAC = תעלת שמיעה חיצונית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 4: טלמטריה של תוצאות CI ו-ECAP של 12 אלקטרודות . (A) בדיקת תקינות של CI. (B) בדיקות עכבה על אלקטרודות. (C) תוצאות ECAP של כל 12 האלקטרודות. קיצורים: CI = שתל שבלול; ECAP = פוטנציאל פעולה מורכב מעורר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 5: שחזור תלת-ממדי CT לאחר הניתוח של אלקטרודות (אלקטרודות של קונצ'רטו F28). (A) מערך האלקטרודות מפותל בסיבוב הבסיסי של השבלול. (B) האלקטרודות מעובדות בירוק. (C) שחזור תלת-ממדי מדגים שמערך האלקטרודות מפותל באופן ספירלי בשבלול. סרגל קנה מידה = 10 מ"מ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
כ-15% מאוכלוסיית העולם סובלים מליקוי שמיעה כלשהו, ומעל 5% סובלים מליקוי שמיעהמשבית 21. מתן CI הוא הטיפול היעיל ביותר הן במבוגרים והן בילדים עם ליקוי שמיעה תחושתי עצבי חמור ועמוק. כמגרה העצבים הגולגולתי המושתל המוצלח הראשון, במהלך 2 העשורים האחרונים, CIs הציעו לאלפי אנשים עם ליקוי שמיעה את ההזדמנות לחזור לעולם הצלילים ולהשתלב (מחדש) בחברה המיינסטרים. אף על פי ש-CIs שונים כיום מאוד מהמראה והתפקיד המקוריים שלהם, מחקר CI עדיין חסר מודל בעלי חיים גדול הדומה לבני אדם. מודל חסכוני ונגיש של בעלי חיים גדולים יספק מידע אלקטרופיזיולוגי והיסטופתולוגי חשוב שאינו קל או אתי להשגה ישירות מבני אדם.
מספר טיפולים ביואלקטריים התלויים ב- CI נחקרים כעת. Guo et al.22 מצאו כי גירוי חשמלי-אקוסטי באמצעות CI יכול לקדם תאי גזע עצביים להתרבות ולהתמיין לנוירונים. יתר על כן, מספר גורמים כגון הורמון גדילה 23, גורם נוירוטרופי שמקורו בקו תאי גליה (GDNF)24, וגורם נוירוטרופי שמקורו במוח (BDNF)25 הוכחו כמקדמים הארכת נויריט או מגבירים את שיעור ההישרדות של SGNs. תוצאות אלה עשויות לתת תקווה לחולים עם ניוון SGN, אשר עשויים שלא להפיק תועלת משימוש ב- CI.
עם זאת, המחקר המבטיח שעשוי לשפר את ביצועי CI שהוזכרו לעיל מתבצע במבחנה או במודלים של בעלי חיים קטנים. ניסויים חייבים להתבצע על מודלים גדולים של בעלי חיים לפני ביצועם על בני אדם חיים. לפיכך, הפרוטוקול המתואר כאן מדגים כיצד לבצע השתלת שבלול במיני חזיר באמה. היתרון הגדול של שימוש במודל חייתי זה הוא שניתן לחקור את אותם מכשירים בבעלי חיים כפי שהם משמשים בבני אדם, כלומר, אין צורך להגדיל או להקטין את המכשירים או המינונים.
בניגוד להשתלת שבלול אצל שרקנים או עכברים, שבה הרדמה כללית בחיה נושמת באופן ספונטני מספיקה, השתלת שבלול במיני חזירים באמה דומה לזו שבבני אדם מבחינת זמן הפעולה והפרוטוקולים. טילטמין וזולאזפאם הוזרקו תוך שרירית במינון של 10-15 מ"ג/ק"ג. לאחר אינדוקציה מוצלחת של הרדמה, אינטובציה אנדוטרכאלית ונשימה בסיוע הנשמה עם איזופלואורן היו חיוניים כדי להבטיח את עומק ההרדמה תוך ניתוחית.
ישנם שני שלבים מרכזיים לחשיפה מוצלחת של החלון העגול. הראשון הוא המיקום של החיה במהלך הניתוח. הנחת כרית מתחת לצוואר החיה במצב לרוחב מסייעת לחשוף בבירור את עצם המסטואיד. השנייה היא לקבוע את שטח ההקרנה של השבלול על פני השטח של המסטואיד, שנמצא 1 ס"מ מאחורי הסולקוס האוריקולרי האחורי בגובה תנוך האוזן (איור 1). קידוח המסטואיד באתר זה מאפשר גישה נוחה ל-EAC ולעצב הפנים.
שני ציוני דרך אנטומיים חשובים, ה-EAC והקטע האנכי של עצב הפנים, עוזרים לזהות את האוזן התיכונה. עצב הפנים נראה אדמדם או חיוור, בעוד שהעור של ה-EAC נראה כחלחל (איור 2D). יש להסיר את ה- EAC הגרמי האחורי ולדחוף בזהירות את העור של EAC קדימה כדי לחשוף את הטימפנום. גומחת החלון העגול מגינה על קרום החלון העגול (איור 3A). הסרת הגומחה באמצעות מקדחה חושפת את הממברנה (איור 3B). עצב הפנים עשוי לחסום את קרום החלון העגול, ובמקרה זה יש לחתוך את עצב הפנים כדי לחשוף את הממברנה. חיתוך עצב הפנים גורם לדימום מסיבי ומטשטש את הנוף הניתוחי. קרישה דו קוטבית יש להשתמש כדי לעצור דימום. בניגוד לניתוח השתלת שבלול בבני אדם, שבו השתל מקובע בחריץ עצם על הגולגולת, תיקנו את השתל בכיס שריר מכיוון שגולגולתו של מיני חזיר דקה יותר מזו של אדם. תיקון המקלט בחלק העליון של הגולגולת צריך למנוע נזק עקב התנגשות משני הצדדים, כי חזירים לעתים קרובות לשפשף את הכלוב שלהם עם הצדדים של הראש שלהם.
ההליך המתואר כאן יכול להיות מיושם למחקר על סוגים חדשים של מערכים ועל ביותרפיה וריפוי גנטי בשילוב עם CI. בשל השמיעה הרגילה של החזירים ששימשו במחקר זה, קשה לצפות בתגובות שלאחר הניתוח לקול (למשל, שריקה למזון). כנושא למחקר עתידי, אנו שואפים להקים סדרה של שיטות להתבוננות בתגובות החזירים לקול המועבר על ידי ה- CI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
המחברים מצהירים כי אין להם ניגודי עניינים.
Acknowledgments
מחקר זה מומן על ידי מענקים מהקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (מס '81970890) ופרויקט התמריצים לביצועים של מכון המחקר המדעי בצ'ונגצ'ינג (מס '19540). אנו מודים לאננדהאן דאנסינג וז'י שו מחברת MED-EL על תמיכתם.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S.
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
