Summary
미니어처 돼지(미니 돼지)는 인공와우 연구에 이상적인 대형 동물 모델입니다. 미니 돼지의 인공와우 이식 수술은 인간과 유사한 생체 시스템에서 새로운 전극 어레이 및 수술 접근법의 안전성과 잠재적 성능에 대한 초기 증거를 제공하는 데 활용될 수 있습니다.
Abstract
인공와우(CI)는 고심도 감각신경성 난청 환자를 치료하는 가장 효과적인 방법입니다. CI는 전 세계적으로 사용되지만 CI를 사용한 환자 또는 동물 모델에서 전기 생리학 및 조직 병리학을 조사하거나 전극 어레이의 새로운 모델을 평가하기위한 표준 모델은 없습니다. 인간과 유사한 달팽이관 특성을 가진 대형 동물 모델은 인간에게 사용하기 전에 고급 및 수정 된 어레이에 대한 연구 및 평가 플랫폼을 제공 할 수 있습니다.
이를 위해 우리는 내이 해부학이 인간과 매우 유사한 Bama 미니 돼지로 표준 CI 방법을 확립했습니다. 인간용으로 설계된 어레이를 둥근 창 막을 통해 미니 돼지 달팽이관에 이식하고 인간 CI 수혜자에게 사용되는 것과 유사한 외과적 접근 방식을 따랐습니다. 어레이 삽입에 이어 청각 신경의 기능을 평가하기 위해 유발 복합 활동 전위 (ECAP) 측정이 이어졌습니다. 이 연구는 동물의 준비, 수술 단계, 배열 삽입 및 수술 중 전기 생리 학적 측정을 설명합니다.
결과는 인간에게 사용 된 동일한 CI가 표준화 된 외과 적 접근법을 통해 미니 돼지에 쉽게 이식 될 수 있고 인간 CI 수혜자에서 측정 된 것과 유사한 전기 생리 학적 결과를 산출 할 수 있음을 나타냅니다. 미니 돼지는 인간에게 적용하기 전에 새로운 전극 어레이 및 수술 접근법의 안전성과 잠재적 성능에 대한 초기 증거를 제공하는 귀중한 동물 모델이 될 수 있습니다.
Introduction
세계보건기구(WHO)에 따르면 전 세계적으로 10억 명이 넘는 사람들이 난청의 위험에 처해 있으며, 2050년까지 4명 중 1명이난청을 겪을 것으로 추정됩니다1. 지난 2 년 동안 CI는 영구적 인 중증 및 심도 감각 신경성 난청 (SNHL) 환자에게 가장 효과적인 중재였습니다. CI는 소리의 물리적 신호를 유모 세포를 우회하여 나선형 신경절 뉴런(SGN)을 자극하는 생체 전기 신호로 변환합니다. 시간이 지남에 따라 CI의 적응증이 확대되어 이제 잔여 청력, 편측성 난청, 매우 노인 또는 젊은 사람들을 포함합니다 2,3,4. 한편, 완전히 이식 가능한 CI 및 고급 어레이가 개발되었습니다5. 그러나 CI로 내이의 전기 생리학 및 조직 병리학을 조사하기위한 경제적으로 실현 가능한 대형 동물 모델은 없습니다. 이러한 대형 동물 모델의 부족은 CI를 개선하고 CI가 내이에 미치는 전기 생리 학적 영향에 대한 통찰력을 얻으려는 연구를 제한합니다.
여러 설치류 동물 모델이 CI 연구에 적용되었습니다 (예 : 마우스6, 저빌7, 쥐8 및 기니피그9); 그러나 형태 및 전기 생리 학적 반응의 특성은 인간의 특성과 다릅니다. 고양이, 기니피그 및 기타 동물과 같이 CI 연구에 전통적으로 사용되는 동물 모델의 달팽이관 구조는 인간 달팽이관 구조10의 구조와 크게 다릅니다. 배열 삽입은 고양이11 및 토끼12에서 수행되었지만 달팽이관이 작기 때문에 인간에게 사용하도록 설계되지 않은 배열로 수행되었습니다. CI에 대한 몇 가지 대형 동물 모델도 조사되었습니다. 어린 양은 외상성 인공와우 이식을 위한 훈련 모델로 적합하지만 달팽이관의 크기가 작기 때문에 전체 배열 삽입이 불가능합니다13. 영장류는 인간과의 해부학 적 유사성 때문에 CI 연구에 가장 적합한 동물 일 수 있습니다14,15; 그러나 원숭이의 성적 성숙은 지연되고 (4-5 년), 임신 기간은 최대 약 165 일이며, 각 암컷은 보통 1 년에 한 마리의 자손 만 생산합니다16. 이러한 이유와 값 비싼 비용은 CI 연구에서 영장류의 광범위한 적용을 방해합니다.
대조적으로, 돼지는 5-8 개월에 성적으로 성숙하고 임신 기간은 ~ 114 일이므로 돼지는 대형 동물 모델16으로 CI 연구에 더 쉽게 접근 할 수 있습니다. 바마 미니 돼지(미니 돼지)는 1985년 중국의 소형 돼지 종에서 유래했으며 유전적 배경이 잘 알려져 있습니다. 그들은 고유 한 작은 크기, 조기 성적 성숙, 빠른 번식 및 관리 용이성을 특징으로합니다17. 미니 돼지는 형태학 및 전기 생리학에서 인간과 유사하기 때문에 이학 및 청력학에 이상적인 모델입니다18. 바마 미니 돼지의 스칼라 팀파니 길이는 38.58mm로 인간10의 36mm 길이에 가깝습니다. 미니 돼지 달팽이관은 3.5 회전을하며 이는 인간10에서 볼 수있는 2.5-3 회전과 유사합니다. 형태학 외에도 Bama 미니 돼지의 전기 생리학은 인간18의 전기 생리학과 매우 유사합니다. 따라서 본 연구에서는 둥근 창 막을 통해 미니 돼지 달팽이관에 인간용으로 설계된 어레이를 삽입하고 인간 CI 수혜자에게 사용되는 것과 유사한 외과적 접근 방식을 따랐습니다. 수술 중 ECAP 측정은 절차를 평가하기 위해 적용되었습니다. 본원에서 설명하는 프로세스는 CI와 관련된 전임상 중개 연구 및 레지던트 교육을 위한 플랫폼으로 모두 사용될 수 있습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
모든 절차와 동물 수술은 PLA 종합병원 윤리위원회의 지침에 따라 수행되었으며 승인되었습니다.
1. 마취 및 수술 준비
- 돼지 (수컷, 2 개월, 5kg)에게 10-15 mg / kg의 용량으로 틸레타민과 졸라 제팜을 근육으로 주사하고 5.5- 프랑스 기관 내 튜브로 삽관하십시오. 이소플루오란 흡입으로 인공호흡기 보조 호흡으로 마취를 유지하십시오. 돼지 혀에 연결된 ECG 모니터의 맥박 산소 측정 클램프를 사용하여 산소 포화도 (>90 %), 호흡 (15-20 / 분) 및 심박수 (60-120 회 / 분)를 모니터링합니다.
- 저체온증을 예방하기 위해 자동 온도 조절 식 가열 패드에 미니 돼지를 왼쪽 측면 위치 (오른쪽을 이식 할 때)에 놓습니다. 돼지가 다양한 자극을 사용하여 적절하게 마취되었는지 확인하십시오. 모든 반응(예: 발가락 꼬집음 반사)이 없는지 확인합니다. 각막이 마르지 않도록 미니 돼지의 눈에 인공 눈물 연고를 바르십시오. 의료용 패치를 사용하여 눈을 감고 유지하십시오.
- 귓볼 주변의 수술 부위를 직경 10cm로 유지하고(그림 1) 요오드와 알코올을 번갈아 가며 중앙에서 바깥쪽으로 원을 그리며 세 면봉으로 소독합니다. 멸균 수술 커튼으로 수술 부위를 덮으십시오.
- 멸균 플라스틱 슬리브로 현미경을 덮고 접안렌즈와 대물렌즈를 덮고 있는 부품을 제거합니다.
2. 수술 절차
- lo 불 수준에서 후방 귀 고랑 뒤 1cm 떨어진 달팽이관의 표면 투영 부위를 찾으십시오. #5 메스를 사용하여 투영 부위를 중심으로 약 15cm 길이의 귀 후 절개를하십시오. 피하 조직, 이하선 및 흉쇄 유돌근을 미세 가위로 나누어 유양 돌기 뼈의 표면을 노출시킵니다 (그림 2A). 출혈을 최소화하기 위해 필요한 경우 양극성 소작을 사용하십시오.
- 피질 유양 절제술
- 유양 돌기 뼈 (그림 2B)에있는 달팽이관의 표면 돌출부에서 유양 돌기를 빽빽하고 옅은 파란색 (그림 2C) 인 외이도 (EAC)까지 뚫습니다. 출혈을 피하기 위해 EAC에 대한 안면 신경 등쪽의 창백하거나 붉은 수직 부분을 손상시키지 않도록주의하십시오 (그림 2C).
알림: 안면 신경이 손상된 경우 양극성 소작술이 출혈을 멈추는 좋은 선택입니다.
- 유양 돌기 뼈 (그림 2B)에있는 달팽이관의 표면 돌출부에서 유양 돌기를 빽빽하고 옅은 파란색 (그림 2C) 인 외이도 (EAC)까지 뚫습니다. 출혈을 피하기 위해 EAC에 대한 안면 신경 등쪽의 창백하거나 붉은 수직 부분을 손상시키지 않도록주의하십시오 (그림 2C).
- 후방 뼈 EAC를 둘러싼 뼈를 뚫어 고막을 노출시킵니다(그림 2D). 안면 신경의 손상을 피하기 위해 피하 주사 바늘로 EAC의 피부와 안면 신경을 분리하십시오. EAC의 피부를 조심스럽게 밀어 고막(이소골 사슬 포함)과 둥근 창 틈새를 노출시킵니다(그림 3A).
- 둥근 창 멤브레인을 노출시킵니다. 작은 다이아몬드 버로 둥근 창 틈새를 제거하고 달팽이관과 둥근 창 막의 기저 회전을 노출시키기 위해 지속적인 흡입 관개를 유지하십시오 (그림 3B).
- 수신기 패키지를 수정합니다. 두개골 정수리 근육을 분리하여 수신기에 충분히 큰 주머니를 만듭니다. 내부 수신기 패키지를 근육 주머니에 넣고 고정 봉합사로 고정하십시오.
- 날카로운 미세 수술 칼로 둥근 창 막을 열고 달팽이관의 modiolus와 관련하여 마이크로 집게를 사용하여 어레이를 천천히, 꾸준히, 연속적으로 삽입하여 근육 주머니에 고정 된 수신기에 연결된 전극 어레이를 삽입합니다 (그림 3C). 흡수성 봉합사 2-0으로 수술 절개 부위를 봉합하십시오.
- ECAP 측정
참고: 설정은 자극 장치(MAX 프로그래밍 인터페이스)와 CI 코일을 통해 환자의 인공와우(CI)에 연결된 MAESTRO 소프트웨어가 있는 PC로 구성됩니다.- 피부를 통해 CI 코일을 CI 수신기에 자석으로 연결합니다. MAESTRO Software에서 자동으로 수행하는 CI의 원격 측정 기능을 사용하여 ECAP 측정 전에 CI의 무결성을 확인하고 모든 채널의 전극 임피던스를 확인합니다(그림 4A,B).
- 앞서 설명한 대로 ECAP 측정을 수행합니다19. ECAP 모듈을 선택하고 자극할 12개의 전극을 모두 선택한 다음 전극의 ECAP 테스트가 완료될 때까지 기다립니다. ECAP 반응을 측정하는 데 사용되는 소프트웨어 및 자극 장치에 대한 재료 표를 참조하십시오. 30μs 위상 지속 시간의 이상성 자극을 사용하여 ECAP 측정을 위해 12개의 전극을 모두 자극하고, 교류 극성 패러다임, 평균 25회 이상 반복, 45.1펄스/초의 자극 속도를 제공합니다.
3. 수술 후 관리
- 흉골 누운 자세를 유지하기에 충분한 의식을 회복 할 때까지 무의식적 인 움직임으로 인한 피해를 피하기 위해 미니 돼지를 계속 모니터링하십시오. 저체온증을 예방하기 위해 자동 온도 조절 식 가열 패드에 미니 돼지를 놓습니다.
- 미니 돼지를 집 우리에만 다시 넣으십시오.
- 수술 후 감염을 예방하기 위해 항생제를 7 일 동안 주사하십시오.
- 미니 돼지에게 안진 증, 선회 또는 전복과 같은 전정 부상의 증상이 있는지 확인하십시오.
4. 수술 후 CT 스캔
- 미니피그에게 펜토바르비탈 나트륨 1ml/kg, 설포라판 0.1ml/kg을 근육주사하여 마취를 유도한다. 37°C 보온판을 사용하여 따뜻하게 유지하십시오. 3 분 또는 5 분 후에 CT 스캔을 수행 할 수 있습니다.
- 전극 배열의 정확한 위치를 확인하려면 수술 1 주일 후에 틸레타민과 졸라 제팜으로 미니 돼지를 마약 처리하십시오. 3D 슬라이서 이미지 컴퓨팅 플랫폼을 사용하여 CT 스캔 및 3D 재구성(20 )을 수행한다( 재료 표 참조). CT의 DICOM 데이터를 가져오고 볼륨 렌더링 모듈을 수행하여 CI의 3D 이미지를 얻습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
CI의 무결성 (그림 4A)과 임피던스 (그림 4B)는 MAESTRO 소프트웨어에 의해 확인되었습니다. ECAP 결과는 12개의 전극 모두 우수한 신경 반응을 나타냈으며(그림 4C), 이는 전극 어레이가 달팽이관 축에 잘 부착되어 청각 신경을 자극했음을 의미합니다. 그림 5 는 오른쪽 달팽이관의 수술 후 3D 재구성 전극 코일을 보여줍니다. 배열이 접히거나 탈구되지 않았습니다. 전극 어레이는 달팽이관의 기저부에 감겨 있고(그림 5A), 전극은 녹색으로 렌더링됩니다(그림 5B). 3D 재구성은 전극 어레이가 달팽이관에 나선형으로 감겨 있음을 보여줍니다(그림 5C).
그림 1: 달팽이관의 수술 위치 및 표면 투영. 마취 된 돼지는 왼쪽 측면에있었습니다. 흰색 점선 원은 달팽이관의 표면 투영을 보여줍니다 : lo 불 수준에서 후방 귀의 고랑 뒤에 1cm. 스케일 바 = 2cm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2 : 피질 유양 돌기 절제술. (A) 귀 후 절개를하고 피하 조직, 이하선 및 흉쇄 유돌근을 나누어 유양 돌기 뼈의 표면을 노출시킵니다. (B) 유양 돌기 뼈의 달팽이관 표면 돌출부에 유양 돌기를 뚫습니다. (C) EAC와 안면 신경의 수직 부분을 노출시킵니다. (D) EAC의 피부를 드러내기 위해 후방 EAC를 둘러싼 뼈를 뚫습니다. 스케일 바 = (A) 1cm, (B, C) 0.5cm, (D) 0.1cm. 약어 : EAC = 외이도. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 고막 노출. (A) EAC의 피부를 앞으로 밀고 고막을 노출시킵니다. 중이의 랜드 마크, incus, 등골, 둥근 창문 틈새가 명확하게 보여야합니다. (B) 둥근 창 틈새를 제거하고 둥근 창 막을 노출시킵니다. (C) 둥근 창 막을 통해 수술 중 전극을 삽입합니다. 스케일 바 = (A) 0.5cm, (B) 0.2cm, (C) 0.1cm. 약어 : EAC = 외이도. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 12개 전극의 CI 및 ECAP 결과의 원격 측정 . (A) CI의 무결성 테스트. (B) 전극에 대한 임피던스 테스트. (C) 12개 전극 모두의 ECAP 결과. 약어: CI = 인공와우; ECAP = 유발 된 복합 활동 전위. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 5 : 전극의 수술 후 CT 3D 재구성 (협주곡 F28의 전극). (A) 전극 어레이는 달팽이관의 기저부에 감겨 있습니다. (B) 전극은 녹색으로 렌더링됩니다. (C) 3D 재구성은 전극 어레이가 달팽이관에 나선형으로 감겨 있음을 보여줍니다. 스케일 바 = 10mm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
전 세계 인구의 약 15%가 어느 정도의 청력 손실이 있으며 5% 이상이 장애 난청을 가지고 있습니다21. CI 제공은 중증 및 심도 감각신경성 난청이 있는 성인 및 소아 환자 모두에게 가장 효율적인 치료법이다. 최초의 성공적인 이식형 뇌신경 자극기로서 지난 2년 동안 CI는 수천 명의 난청 환자에게 소리의 세계로 돌아가 주류 사회에 (재)통합할 수 있는 기회를 제공했습니다. CI는 이제 원래의 모양과 기능과 매우 다르지만 CI 연구에는 여전히 인간과 유사한 대형 동물 모델이 부족합니다. 경제적이고 접근 가능한 대형 동물 모델은 인간으로부터 직접 얻기가 쉽지 않거나 윤리적이지 않은 중요한 전기 생리 학적 및 조직 병리학 적 정보를 제공합니다.
CI에 따른 여러 생체 전기 치료가 현재 조사 중입니다. Guo et al.22는 CI를 통한 전기 음향 자극이 신경 줄기 세포가 증식하고 뉴런으로 분화하도록 촉진 할 수 있음을 발견했습니다. 또한 성장 호르몬23, 신경교 세포주 유래 신경영양 인자(GDNF)24 및 뇌 유래 신경영양 인자(BDNF)25와 같은 여러 요인이 신경돌기 확장을 촉진하거나 SGN의 생존율을 증가시키는 것으로 입증되었습니다. 이러한 결과는 CI 사용의 혜택을 받지 못할 수 있는 SGN 변성 환자에게 희망을 줄 수 있습니다.
그럼에도 불구하고, 위에서 언급 한 CI 성능을 향상시킬 수있는 유망한 연구는 시험관 내 또는 작은 동물 모델에서 수행됩니다. 실험은 살아있는 인간에게 수행하기 전에 대형 동물 모델에서 수행해야합니다. 따라서, 본원에 기재된 프로토콜은 바마미니돼지에서 인공와우 이식을 수행하는 방법을 보여준다. 이 동물 모델을 사용하는 것의 큰 이점은 인간에서 사용되는 것과 동일한 장치를 동물에서 연구할 수 있다는 것, 즉 장치 또는 투여량을 확대 또는 축소할 필요가 없다는 것이다.
자연 호흡 동물에서 전신 마취로 충분한 기니피그 또는 생쥐의 인공와우 이식과 달리 Bama 미니 돼지의 인공와우 이식은 수술 시간 및 프로토콜 측면에서 인간과 유사합니다. 틸레타민과 졸라제팜을 10-15 mg/kg의 용량으로 근육 내 주사하였다. 성공적인 마취 유도 후, 기관 내 삽관 및 이소 플루오란을 사용한 인공 호흡기 보조 호흡은 수술 중 마취의 깊이를 보장하는 데 필수적이었습니다.
둥근 창을 성공적으로 노출하는 두 가지 주요 단계가 있습니다. 첫 번째는 수술 중 동물의 위치입니다. 동물의 목 아래에 쿠션을 옆으로 배치하면 유양 돌기 뼈가 명확하게 노출됩니다. 두 번째는 lo 불 수준에서 후방 귀 고랑 뒤 1cm에 위치한 유양 돌기 표면의 달팽이관의 투영 영역을 결정하는 것입니다 (그림 1). 이 부위에서 유양 돌기를 뚫으면 EAC와 안면 신경에 쉽게 접근 할 수 있습니다.
두 가지 중요한 해부학적 랜드마크인 EAC와 안면 신경의 수직 부분은 중이를 식별하는 데 도움이 됩니다. 안면 신경은 붉거나 창백하게 보이지만 EAC의 피부는 푸르스름하게 보입니다 (그림 2D). 후방 뼈 EAC를 제거하고 EAC의 피부를 조심스럽게 앞으로 밀어 고막을 드러내야합니다. 둥근 창 틈새는 둥근 창 막을 보호합니다 (그림 3A). 드릴로 틈새를 제거하면 멤브레인이 노출됩니다(그림 3B). 안면 신경은 둥근 창 막을 막을 수 있으며,이 경우 안면 신경을 절단하여 막을 노출시켜야합니다. 안면 신경을 절단하면 대량 출혈이 발생하고 수술 시야가 가려집니다. 양극성 응고는 출혈을 멈추기 위해 사용해야합니다. 임플란트가 두개골의 뼈 홈에 고정되는 인간의 인공와우 이식 수술과 달리, 미니 돼지의 두개골이 인간의 두개골보다 얇기 때문에 임플란트를 근육 주머니에 고정했습니다. 수신기를 두개골 상단에 고정하면 돼지가 종종 새장을 머리 옆으로 문지르기 때문에 양쪽의 충돌로 인한 손상을 피할 수 있습니다.
본원에 기술된 절차는 새로운 유형의 어레이에 대한 연구 및 CI와 결합된 생물요법 및 유전자 요법에 적용될 수 있다. 이 연구에 사용 된 돼지의 정상적인 청력으로 인해 소리에 대한 수술 후 반응 (예 : 음식에 대한 휘파람)을 관찰하기가 어렵습니다. 향후 연구의 주제로 CI가 전달하는 소리에 대한 돼지의 반응을 관찰하는 일련의 방법을 확립하는 것을 목표로 합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 이해 상충이 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단 (Nos. 81970890)과 충칭 과학 연구 기관 성과 인센티브 프로젝트 (Nos. 19540)의 보조금으로 지원되었습니다. MED-EL 회사의 Anandhan Dhanasingh와 Zhi Shu의 지원에 감사드립니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. Future of implantable auditory devices. Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
