Summary
Миниатюрные свиньи (мини-свиньи) являются идеальной моделью крупного животного для исследования кохлеарных имплантатов. Кохлеарная имплантационная хирургия у мини-свиней может быть использована для предоставления первоначальных доказательств безопасности и потенциальной производительности новых электродных массивов и хирургических подходов в живой системе, похожей на человека.
Abstract
Кохлеарные импланты (CI) являются наиболее эффективным методом лечения людей с тяжелой или глубокой сенсоневральной потерей слуха. Хотя КИ используются во всем мире, не существует стандартной модели для исследования электрофизиологии и гистопатологии у пациентов или животных моделей с КИ или для оценки новых моделей электродных массивов. Большая животная модель с характеристиками улитки, аналогичными характеристикам людей, может обеспечить исследовательскую и оценочную платформу для передовых и модифицированных массивов перед их использованием у людей.
С этой целью мы установили стандартные методы КИ с мини-свиньями Бама, чья анатомия внутреннего уха очень похожа на анатомию человека. Массивы, предназначенные для использования человеком, были имплантированы в улитку мини-свиньи через круглую оконную мембрану, и последовал хирургический подход, который был похож на тот, который использовался для реципиентов КН человека. За вставкой массива последовали измерения вызванного потенциала действия соединения (ECAP) для оценки функции слухового нерва. Это исследование описывает подготовку животного, хирургические этапы, введение массива и интраоперационные электрофизиологические измерения.
Результаты показали, что тот же КИ, используемый для людей, может быть легко имплантирован мини-свиньям с помощью стандартизированного хирургического подхода и дает аналогичные электрофизиологические результаты, измеренные у реципиентов КН человека. Мини-свиньи могут быть ценной животной моделью, чтобы предоставить первоначальные доказательства безопасности и потенциальной производительности новых электродных массивов и хирургических подходов, прежде чем применять их к людям.
Introduction
По данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), более 1 миллиарда человек подвержены риску потери слуха во всем мире, и, по оценкам, к 2050 году каждый четвертый человек будет страдать от потери слуха1. За последние 2 десятилетия КИ были наиболее эффективным вмешательством для людей с постоянной тяжелой и глубокой сенсоневральной потерей слуха (SNHL). CI преобразует физические сигналы звука в биоэлектрические сигналы, которые стимулируют спиральные ганглиозные нейроны (SGN), минуя волосковые клетки. Со временем показания к КИ были расширены, так что теперь они включают людей с остаточным слухом, односторонней потерей слуха и очень старых или молодых людей 2,3,4. Между тем, были разработаны полностью имплантируемые КИ и усовершенствованные массивы5. Однако не существует экономически целесообразной модели крупного животного для исследования электрофизиологии и гистопатологии внутреннего уха с КИ. Это отсутствие большой модели на животных ограничивает исследования, направленные на улучшение CI и получение понимания электрофизиологического воздействия CI на внутреннее ухо.
Несколько моделей грызунов на животных были применены в исследованиях CI, таких как мышь6, песчанка7, крыса8 и морская свинка9; однако характеристики морфологии и электрофизиологических реакций отличаются от характеристик у людей. Кохлеарные структуры животных моделей, традиционно используемых для исследований CI, таких как кошки, морские свинки и другие животные, сильно отличаются от структур кохлеарных структур человека10. Хотя вставка массива была проведена на кошках11 и кроликах12, из-за их меньших улиток, это было сделано с массивами, которые не были предназначены для использования у людей. Несколько моделей крупных животных также были изучены для КИ. Ягнята хорошо подходят в качестве тренировочной модели для атравматической кохлеарной имплантации, но меньший размер улитки делает невозможным введение полного массива13. Приматы могут быть наиболее подходящими животными для исследований CI из-за их анатомического сходства с людьми14,15; однако половая зрелость обезьян задерживается (4-5 лет), срок беременности составляет примерно до 165 дней, и каждая самка обычно производит только одно потомство в год16. Эти причины и дорогостоящая стоимость препятствуют широкому применению приматов в исследованиях КИ.
Напротив, свиньи достигают половой зрелости в 5-8 месяцев и имеют период беременности ~ 114 дней, что делает свиней более доступными для исследований CI в качестве модели крупного животного16. Мини-свиньи Bama (мини-свиньи) произошли от небольшого вида свиней в Китае в 1985 году, чей генетический фон хорошо изучен. Им присущи небольшие размеры, ранняя половая зрелость, быстрое размножение и простота управления17. Мини-свинья является идеальной моделью для отологии и аудиологии из-за ее сходства с людьми в морфологии и электрофизиологии18. Длина скалы тимпани у мини-свиньи Бама составляет 38,58 мм, что близко к длине 36 мм у людей10. Мини-свиная улитка имеет 3,5 оборота, что аналогично 2,5-3 оборотам, наблюдаемым у людей10. В дополнение к морфологии, электрофизиология мини-свиней Бама также очень похожа на электрофизиологию людей18. Поэтому в настоящем исследовании мы вставили массивы, предназначенные для использования человеком, в улитку мини-свиньи через мембрану круглого окна и следовали аналогичному хирургическому подходу, используемому у реципиентов КН человека. Для оценки процедуры были применены интраоперационные измерения ECAP. Процесс, который мы описываем здесь, может быть использован как для доклинических трансляционных исследований, связанных с КИ, так и в качестве платформы для обучения резидентов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры и операции на животных были проведены в соответствии с руководящими принципами Комитета по этике Больницы общего профиля НОАК и были одобрены.
1. Анестезия и хирургическая подготовка
- Вводят свинье (самцу, 2 месяца, 5 кг) мышечно тилетамина и золазепама в дозировке 10-15 мг/кг и интубируют ее 5,5-французской эндотрахеальной трубкой. Поддерживайте анестезию с помощью дыхания с помощью вентилятора с ингаляцией изофторана. Контролируйте насыщение кислородом (>90%), дыхание (15-20/мин) и частоту сердечных сокращений (60-120 уд/мин) с помощью пульсоксиметрического зажима монитора ЭКГ, который подключен к языку свиньи.
- Поместите мини-свинью в левое боковое положение (когда должна быть имплантирована правая сторона) на термостатически регулируемую грелку, чтобы предотвратить переохлаждение. Подтвердите, что свинья адекватно обезболена с использованием различных раздражителей. Убедитесь в отсутствии всех реакций (например, рефлекса защемления пальца ноги). Нанесите искусственную слезную мазь на глаза минипига, чтобы роговица не высохла. Держите глаза закрытыми с помощью медицинского пластыря.
- Побрейте хирургическую область вокруг мочки уха, сохраняя ее 10 см в диаметре (рисунок 1), и продезинфицируйте ее тремя чередующимися мазками йода и спирта круговыми движениями от центра к внешней стороне. Накройте хирургическую область стерильными хирургическими шторами.
- Накройте микроскоп стерильной пластиковой втулкой и снимите детали, покрывающие окуляры и объектив.
2. Хирургическая процедура
- Расположите участок поверхностной проекции улитки на 1 см позади задней ушной борозды на уровне мочки уха. Сделайте постаурикулярный разрез длиной около 5 см с участком проекции в качестве центра, используя скальпель No15. Разделите подкожную клетчатку, околоушную железу и грудино-ключично-сосцевидную мышцу микронарезами, чтобы обнажить поверхность сосцевидной кости (рисунок 2А). Используйте биполярное прижигание, когда это необходимо, чтобы свести к минимуму кровотечение.
- Кортикальная мастоидэктомия
- Просверлите сосцевидный на поверхности проекции улитки на сосцевидную кость (рисунок 2B) на наружный слуховой проход (EAC), который плотный и бледно-голубой (Рисунок 2C). Будьте осторожны, чтобы не повредить бледный или красноватый вертикальный сегмент спинного лицевого нерва к EAC, чтобы избежать кровотечения (рисунок 2C).
ПРИМЕЧАНИЕ: Если лицевой нерв поврежден, биполярное прижигание является хорошим выбором для остановки кровотечения.
- Просверлите сосцевидный на поверхности проекции улитки на сосцевидную кость (рисунок 2B) на наружный слуховой проход (EAC), который плотный и бледно-голубой (Рисунок 2C). Будьте осторожны, чтобы не повредить бледный или красноватый вертикальный сегмент спинного лицевого нерва к EAC, чтобы избежать кровотечения (рисунок 2C).
- Обнажите тимпан, просверлив кость, окружающую задний костный EAC (рисунок 2D). Отделите кожу EAC и лицевой нерв с помощью подкожной иглы, чтобы избежать повреждения лицевого нерва. Осторожно оттолкните кожу EAC, чтобы обнажить тимпан (включая косточковую цепь) и круглую оконную нишу (рисунок 3A).
- Обнажите круглую оконную мембрану. Снимите круглую оконную нишу с помощью небольшого алмазного заусенца и сохраните непрерывное всасывание-орошение, чтобы обнажить базальный поворот улитки и круглой оконной мембраны (рисунок 3B).
- Исправьте пакет приемника. Отделите черепно-париетальную мышцу, чтобы сформировать карман, достаточно большой для приемника. Поместите внутренний пакет приемника в мышечный карман и зафиксируйте его фиксирующим швом.
- Вставьте электродную решетку, которая соединена с приемником, закрепленным в мышечном кармане, открывая круглую оконную мембрану острым микрохирургическим ножом и вставляя массив с помощью микрощипцов медленно, неуклонно и непрерывно по отношению к модиолу улитки (рисунок 3C). Зашить хирургический разрез рассасывающимся швом 2-0.
- Измерения ECAP
ПРИМЕЧАНИЕ: Установка состоит из ПК с программным обеспечением MAESTRO, подключенным к кохлеарной имплантации пациента (CI) через устройство стимуляции (MAX Programming Interface) и катушку CI.- Магнитно подключите катушку CI к приемнику CI через кожу. Подтвердите целостность CI и проверьте сопротивление электрода для всех каналов перед измерениями ECAP с помощью телеметрической функции CI, которая проводится программным обеспечением MAESTRO автоматически (рисунок 4A,B).
- Проведите измерения ECAP, как описановыше 19. Выберите модуль ECAP, выберите все 12 электродов для стимуляции и дождитесь завершения ECAP-тестов электродов. См. Таблицу материалов для программного обеспечения и стимулирующего устройства, используемого для измерения реакций ECAP. Стимулируйте все 12 электродов для измерений ECAP с использованием двухфазных стимулов длительностью фазы 30 мкс, с парадигмой переменной полярности, в среднем более 25 итераций, и скоростью стимуляции 45,1 импульс/с.
3. Послеоперационный уход
- Продолжайте следить за мини-свиньей, чтобы избежать вреда из-за бессознательного движения, пока она не придет в достаточное сознание для поддержания грудинного покоя. Положите минипиг на термостатически регулируемую грелку, чтобы предотвратить переохлаждение.
- Поместите мини-свинью обратно в домашнюю клетку в одиночестве.
- Вводят антибиотики для предотвращения послеоперационной инфекции в течение 7 дней.
- Проверьте мини-свинью на наличие симптомов вестибулярной травмы, таких как нистагм, кружение или опрокидывание.
4. Послеоперационная компьютерная томография
- Вводят внутримышечно 3% пентобарбитала натрия 1 мл/кг и 0,1 мл/кг сульфорафана до минипига, чтобы вызвать анестезию. Используйте нагревательную пластину 37 ° C, чтобы держать ее в тепле. Через 3 или 5 минут может быть проведена компьютерная томография.
- Чтобы подтвердить правильное положение электродного массива, наркотизируйте мини-свинью тилетамином и золазепамом через 1 неделю после операции. Выполните компьютерную томографию и 3D-реконструкцию20 с помощью вычислительной платформы 3D-слайсерных изображений (см. Таблицу материалов). Импортируйте данные DICOM КТ и проводите модуль объемного рендеринга для получения 3D-изображений CI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Целостность (рисунок 4A) и импедансы (рисунок 4B) CI были подтверждены программным обеспечением MAESTRO. Результаты ECAP показали, что все 12 электродов продемонстрировали хорошие нейронные реакции (рисунок 4C), что означает, что электродная решетка была хорошо прикреплена к кохлеарной оси и стимулировала слуховой нерв. На рисунке 5 показаны послеоперационные 3D-реконструированные электродные катушки в правой улитке. Массив не складывался и не смещался. Электродная решетка была свернута в базальном повороте улитки (рисунок 5А), а электроды выполнены зеленым цветом (рисунок 5В). 3D-реконструкция показывает, что электродная решетка была спирально свернута в улитке (рисунок 5C).
Рисунок 1: Хирургическое положение и поверхностная проекция улитки. Обезболенная свинья находилась в левом боковом положении. Белый пунктирный круг показывает поверхностную проекцию улитки: 1 см за задней ушной бороздой на уровне мочки уха. Шкала = 2 см. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Кортикальная мастоидэктомия. (А) Сделайте постаурикулярный разрез и разделите подкожную клетчатку, околоушную железу и грудино-ключично-сосцевидную мышцу, чтобы обнажить поверхность сосцевидной кости. (B) Просверлить сосцевидную мышцу в поверхностной проекции улитки на сосцевидную кость. (C) Обнажить EAC и вертикальный сегмент лицевого нерва. (D) Просверлить кость, окружающую задний EAC, чтобы выявить кожу EAC. Шкала стержней = (A) 1 см, (B,C) 0,5 см, (D) 0,1 см. Аббревиатура: EAC = внешний слуховой канал. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Обнажение тимпана. (A) Вытолкните кожу EAC вперед и обнажите тимпан. Ориентиры среднего уха, инков, ставок, а также круглые оконные ниши должны быть хорошо видны. (B) Снимите круглую оконную нишу и обнажите круглую оконную мембрану. (C) Вставьте интраоперационные электроды через круглую оконную мембрану. Шкала стержней = (A) 0,5 см, (B) 0,2 см, (C) 0,1 см. Аббревиатура: EAC = внешний слуховой канал. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Телеметрия результатов CI и ECAP 12 электродов. (A) Испытание целостности CI. (B) Испытания на импеданс электродах. (C) Результаты ECAP всех 12 электродов. Сокращения: CI = кохлеарный имплант; ECAP = вызванный потенциал действия соединения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Послеоперационная КТ 3D реконструкция электродов (Электроды Концерта F28). (A) Электродная решетка свернута в базальном повороте улитки. (B) Электроды выделены зеленым цветом. (C) 3D-реконструкция демонстрирует, что электродная решетка спирально свернута в улитке. Шкала = 10 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Около 15% населения мира имеют некоторую степень потери слуха, и более 5% имеют инвалидизирующую потерю слуха21. Предоставление КН является наиболее эффективным методом лечения как взрослых, так и педиатрических пациентов с тяжелой и глубокой сенсоневральной тугоухостью. Будучи первым успешным имплантируемым стимулятором черепного нерва, за последние 2 десятилетия КИ предложили тысячам людей с потерей слуха возможность вернуться в мир звука и (ре)интегрироваться в основное общество. Несмотря на то, что КИ в настоящее время сильно отличаются от их первоначального внешнего вида и функции, исследованиям CI по-прежнему не хватает большой модели на животных, похожей на людей. Экономичная и доступная модель крупных животных обеспечит важную электрофизиологическую и гистопатологическую информацию, которую нелегко или этично получить непосредственно от людей.
В настоящее время исследуется несколько биоэлектрических методов лечения в зависимости от ДИ. Guo et al.22 обнаружили, что электроакустическая стимуляция через CI может способствовать пролиферации нервных стволовых клеток и дифференцировке в нейроны. Кроме того, было доказано, что несколько факторов, таких как гормон роста23, нейротрофический фактор глиальной клеточной линии (GDNF)24 и нейротрофический фактор мозга (BDNF)25 , способствуют расширению нейритов или увеличению выживаемости SGN. Эти результаты могут дать надежду пациентам с дегенерацией SGN, которые могут не извлечь выгоду из использования CI.
Тем не менее, перспективные исследования, которые могут улучшить эффективность КИ, упомянутые выше, выполняются in vitro или на моделях мелких животных. Эксперименты должны проводиться на крупных животных моделях, прежде чем проводить их на живых людях. Таким образом, протокол, описанный в настоящем описании, демонстрирует, как выполнять кохлеарную имплантацию в мини-свинье Бама. Большим преимуществом использования этой животной модели является то, что те же устройства могут быть изучены на животных, что и у людей, то есть устройства или дозировки не нужно масштабировать вверх или вниз.
В отличие от кохлеарной имплантации у морских свинок или мышей, где достаточно общей анестезии у спонтанно дышащего животного, кохлеарная имплантация у мини-свиней Бама аналогична таковой у людей с точки зрения времени операции и протоколов. Тилетамин и золазепам вводили внутримышечно в дозировке 10-15 мг/кг. После успешной индукции анестезии эндотрахеальная интубация и дыхание с помощью вентилятора изофлораном имели важное значение для обеспечения глубины анестезии интраоперационно.
Есть два ключевых шага для успешного раскрытия круглого окна. Первый – это положение животного во время операции. Размещение подушки под шеей животного в боковом положении помогает четко обнажить сосцевидную кость. Второй заключается в определении области проекции улитки на поверхность сосцевидной кости, которая расположена на 1 см позади задней ушной борозды на уровне мочки уха (рисунок 1). Сверление сосцевидной кости на этом участке обеспечивает легкий доступ к EAC и лицевому нерву.
Два важных анатомических ориентира, EAC и вертикальный сегмент лицевого нерва, полезны для идентификации среднего уха. Лицевой нерв выглядит красноватым или бледным, в то время как кожа EAC выглядит синюшной (рисунок 2D). Следует удалить задний костный EAC и осторожно подтолкнуть кожу EAC вперед, чтобы выявить тимпан. Круглая оконная ниша укрывает круглую оконную мембрану (рисунок 3А). Удаление ниши с помощью дрели обнажает мембрану (рисунок 3B). Лицевой нерв может блокировать круглую оконную мембрану, и в этом случае лицевой нерв должен быть разрезан, чтобы обнажить мембрану. Перерезание лицевого нерва приводит к массивному кровотечению и скрывает хирургический вид. Биполярная коагуляция должна использоваться для остановки кровотечения. В отличие от операции кохлеарной имплантации у людей, при которой имплантат фиксируется в костной бороздке на черепе, мы фиксируем имплантат в мышечном кармане, потому что череп мини-свиньи тоньше, чем у человека. Фиксация приемника на верхней части черепа должна позволить избежать повреждений из-за столкновения с обеих сторон, ведь свиньи часто трут свою клетку боками головы.
Процедура, описанная в настоящем описании, может быть применена для исследования новых типов массивов, а также для биотерапии и генной терапии в сочетании с КИ. Из-за нормального слуха свиней, используемых в этом исследовании, трудно наблюдать послеоперационные реакции на звук (например, свисток для еды). В качестве темы будущих исследований мы стремимся установить ряд методов для наблюдения за реакцией свиней на звук, передаваемый КИ.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.
Acknowledgments
Это исследование финансировалось за счет грантов Национального фонда естественных наук Китая (No 81970890) и проекта стимулирования эффективности Чунцинского научно-исследовательского института (No 19540). Мы благодарим Анандхана Дханасинха и Чжи Шу из компании MED-EL за поддержку.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| 5 mm diamond burr | |||
| 2-0 suture silk | |||
| 3D Slicer image computing platform | 3D reconstruction of CT image | ||
| Alcohol | |||
| Bipolar cautery | |||
| Bipolar electrocoagulation | Stop bleeding | ||
| CI designed for human use (CONCERTO FLEX28) | MED-EL | Concerto F28 | |
| Dressing forceps | |||
| ECG monitor | |||
| Iodine tincture | |||
| Isoflurane | 3.6 mL/h | ||
| Laryngoscope | |||
| MAESTRO Software | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Micro forceps | |||
| Micro spatula | |||
| Mosquito forceps | |||
| Needle holder | |||
| Needle probe | |||
| Negative pressure suction device | |||
| Otological surgical instruments | |||
| Respiratory Anesthesia Machine | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Shaver | |||
| Stimulation device (MAX Programming Interface) | MED-EL | Measure ECAP responses | |
| Surgery microscope | Leica | ||
| Surgical drill | |||
| Surgical Power Device | |||
| Tiletamine and zolazepan | 10-15 mg/kg | ||
| Tissue forceps | |||
| Trachea cannula |
References
- World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
- Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382 (2022).
- Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
- Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
- Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. Future of implantable auditory devices. Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).
- Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216 (2021).
- Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315 (2021).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
- Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
- Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
- Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
- de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
- Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
- Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
- Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
- Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
- Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
- Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
- The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351 (2016).
- Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
- Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
- Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
- Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890 (2022).
