Summary
Les souris et les rats sont implantés chirurgicalement avec des transpondeurs de température à distance, puis habitués à l’environnement et à la procédure de test. Les changements de température musculaire sont mesurés en réponse à des stimuli pharmacologiques ou contextuels dans la cage familiale ou pendant l’activité physique prescrite (c.-à-d. la marche sur tapis roulant à une vitesse constante).
Abstract
La thermogenèse des muscles squelettiques offre une avenue potentielle pour mieux comprendre l’homéostasie métabolique et les mécanismes sous-jacents à la dépense énergétique. Étonnamment, peu de preuves sont disponibles pour relier les mécanismes neuronaux, myocellulaires et moléculaires de la thermogenèse directement aux changements mesurables de la température musculaire. Cet article décrit une méthode dans laquelle des transpondeurs de température sont utilisés pour récupérer des mesures directes de la température des muscles squelettiques de souris et de rats.
Des transpondeurs à distance sont implantés chirurgicalement dans le muscle des souris et des rats, et les animaux ont le temps de récupérer. Les souris et les rats doivent ensuite être habitués à plusieurs reprises à l’environnement et à la procédure de test. Les changements de température musculaire sont mesurés en réponse à des stimuli pharmacologiques ou contextuels dans la cage domestique. La température musculaire peut également être mesurée pendant l’activité physique prescrite (c.-à-d. la marche sur tapis roulant à une vitesse constante) pour tenir compte des changements d’activité qui contribuent aux changements de température musculaire induits par ces stimuli.
Cette méthode a été utilisée avec succès pour élucider les mécanismes sous-jacents au contrôle thermogénique musculaire au niveau du cerveau, du système nerveux sympathique et du muscle squelettique. Des démonstrations de ce succès sont fournies en utilisant l’odeur de prédateur (PO; odeur de furet) comme stimulus contextuel et des injections d’ocytocine (Oxt) comme stimulus pharmacologique, où l’odeur de prédateur induit la thermogenèse musculaire et Oxt supprime la température musculaire. Ainsi, ces ensembles de données montrent l’efficacité de cette méthode dans la détection des changements rapides de température musculaire.
Introduction
Dans le cadre de la recherche métabolique, l’examen de la thermogenèse des muscles squelettiques est une nouvelle avenue prometteuse pour sonder l’homéostasie du poids corporel. La littérature publiée soutient l’idée que les réponses thermogéniques de l’un des plus grands systèmes organiques du corps – le muscle squelettique – fournissent un moyen d’augmenter la dépense énergétique et d’autres effets métaboliques, rééquilibrant ainsi efficacement les systèmes au sein de maladies telles que l’obésité 1,2,3. Si le muscle peut être considéré comme un organe thermogénique, les études doivent utiliser une méthodologie pratique pour étudier les changements thermogéniques dans cet organe. Le désir de comprendre l’impact endothermique des muscles squelettiques et l’utilité de cette méthodologie pour étudier la thermogenèse musculaire non frissonnante ne sont pas spécifiques aux études métaboliques. Des disciplines telles que l’évolution4, la physiologie comparative5 et l’écophysiologie 6,7 ont montré un intérêt direct à comprendre comment la thermogenèse musculaire peut contribuer à l’endothermie et comment ce mécanisme s’adapte à l’environnement. Le protocole présenté fournit les méthodes critiques nécessaires pour répondre à ces questions.
La méthode fournie peut être utilisée dans l’évaluation de la modulation contextuelle et pharmacologique des stimuli de la température musculaire, y compris la technique unique consistant à fournir une odeur de prédateur (PO) pour modifier le contexte afin de reproduire la menace du prédateur. Des rapports antérieurs ont démontré la capacité de la PO à induire rapidement une augmentation considérable de la thermogenèse musculaire8. De plus, les stimuli pharmacologiques peuvent également modifier la température musculaire. Cela a été démontré dans le contexte de la thermogenèse musculaire induite par PO, où le blocage pharmacologique des récepteurs périphériques β-adrénergiques, à l’aide de nadolol, a inhibé la capacité de PO à induire la thermogenèse musculaire sans affecter de manière significative la thermogenèse contractile pendant la marche sur tapisroulant 8. L’administration centrale d’agonistes des récepteurs de la mélanocortine chez le rat a également été utilisée pour discerner les mécanismes cérébraux altérant la thermogenèse 9,10.
Voici une étude préliminaire de la capacité de la neurohormone ocytocine (Oxt) à modifier la thermogenèse musculaire chez la souris. Semblable à la menace des prédateurs, les rencontres sociales avec un conspécifique de même sexe augmentent la température corporelle, un phénomène appelé hyperthermie sociale11. Compte tenu de la pertinence d’Oxt pour le comportement social12, il a été spéculé qu’Oxt est un médiateur de l’hyperthermie sociale chez la souris. En effet, un antagoniste des récepteurs de l’ocytocine diminue l’hyperthermie sociale chez la souris11, et les petits souris dépourvus d’Oxt présentent des déficits dans les aspects comportementaux et physiologiques de la thermorégulation, y compris la thermogenèse13. Étant donné que Harshaw et coll. (2021) n’ont pas trouvé de preuves à l’appui de la thermogenèse du tissu adipeux brun (MTD) dépendante des récepteurs adrénergiques β3 avec hyperthermie sociale11, il a été postulé que l’hyperthermie sociale pourrait être entraînée par l’induction de la thermogenèse musculaire par Oxt.
Pour mesurer la thermogenèse du muscle squelettique, le protocole suivant utilise l’implantation de transpondeurs IPTT-300 préprogrammés adjacents au muscle d’intérêt chez une souris ou un rat 8,10,14,15. Ces transpondeurs sont des micropuces encapsulées dans du verre qui sont lues à l’aide des lecteurs de transpondeur correspondants. Peu ou pas de recherche a utilisé cette technologie à ce titre, bien que des études aient suggéré la nécessité de la spécificité fournie par cette méthode16,17. Des études antérieures ont montré la fiabilité de cette méthode et diverses façons d’utiliser les transpondeurs de température par rapport à d’autres méthodes d’essai de température18 ou en conjonction avec des méthodes chirurgicales (par exemple, canulation19). Cependant, les études de cette nature reposent sur différents emplacements stratégiques pour mesurer la température corporelle globale 20,21,22 ou des tissus spécifiés tels que BAT23,24,25.
Plutôt que de mesurer la température à partir de ces endroits ou à l’aide de thermomètres auriculaires ou rectaux26, la méthode décrite ici fournit une spécificité pour le muscle d’intérêt. La capacité de cibler un site en implantant directement des transpondeurs adjacents aux muscles d’intérêt est plus efficace pour sonder spécifiquement la thermogenèse musculaire. Il offre une nouvelle voie en plus de celles fournies par la thermométrie infrarouge de surface 27,28 ou les mesures de température cutanée via thermocouple 29. En outre, les données fournies par cette méthode offrent une gamme de pistes de recherche, évitant le besoin d’équipements et de logiciels de haute technologie coûteux tels que la thermographie infrarouge30,31,32.
Cette méthode a été utilisée avec succès pour mesurer la température dans les quadriceps et le gastrocnémien, unilatéralement ou bilatéralement. Cette méthode s’est également avérée efficace en conjonction avec la chirurgie stéréotaxique14,15. À ~7-10 cm du membre du transpondeur, des lecteurs de transpondeur portables (DAS-8027/DAS-7007R) sont utilisés pour scanner, mesurer et afficher la température. Cette distance a été critique et précieuse pour les études antérieures 8,9,10 parce qu’elle minimise les facteurs de stress potentiels et les variables modifiant la température telles que la manipulation des animaux pendant les procédures d’essai. À l’aide de minuteries, les mesures peuvent ensuite être enregistrées et collectées sur une période de temps sans interaction directe avec les animaux.
Pour minimiser davantage la perturbation des souris pendant les essais, cette méthode décrit l’assemblage et l’utilisation de risers en tuyauterie en PVC pour permettre à l’expérimentateur d’accéder au fond des cages domestiques pendant les essais. En utilisant les colonnes montantes en tandem avec le lecteur numérique, les mesures de température du membre transpondeur peuvent être effectuées sans aucune interaction animale après la mise en place du stimulus. À un coût minime, cette méthode peut être utilisée en conjonction avec des stimuli pharmacologiques et contextuels, ce qui la rend tout à fait accessible aux chercheurs. De plus, cette méthode peut être utilisée avec un nombre important de sujets (~16 souris ou ~12 rats) à la fois, ce qui permet de gagner du temps en augmentant le débit global de tout projet de recherche.
Cette méthode introduit dans ce mécanisme est conçu pour présenter des odeurs aux souris à l’aide de boules d’infuseur à thé en treillis en acier inoxydable, désormais appelées « boules de thé ». Bien que ces boules de thé soient idéales pour contenir n’importe quel matériau odorant, dans ces études, des serviettes qui ont servi de litière en cage pendant 2-3 semaines pour les furets, un prédateur naturel des souris et des rats, sont placées dans chaque boule de thé de traitement. Chaque serviette est coupée en carrés de 5 cm x 5 cm. Cette aliquote est également répétée avec des serviettes de contrôle inodores par ailleurs identiques. La présentation de ces odeurs sans barrière (c’est-à-dire boule de thé) a conduit les souris à déchiqueter les fibres dans leurs cages, augmentant ainsi l’activité physique. Ce comportement n’était pas aussi saillant chez les rats. Les boules de thé fournissent un boîtier ventilé à la serviette, donnant un accès complet à l’odeur tout en restant protégé pendant toute la durée de l’essai expérimental. Ces boules de thé peuvent être désinfectées conformément aux protocoles d’utilisation des animaux, préparées et introduites directement après la chirurgie pour commencer à habituer les animaux à la structure avec le stimulus de contrôle. Les souris peuvent alors vivre avec l’enrichissement supplémentaire, diminuant l’importance de la présentation de stimulus aigu.
L’accoutumance à la présence de la boule de thé n’est qu’un aspect de l’accoutumance qui est essentiel à cette méthode. Le protocole d’habituation décrit consiste également en une exposition répétée à la procédure d’essai pour normaliser l’environnement d’essai (c.-à-d. personnel, transport et déplacement vers le lieu d’essai, exposition à un stimulus). Cette accoutumance prolongée minimise les réponses nuancées des animaux et concentre les mesures sur les variables dépendantes souhaitées (p. ex., stimuli pharmacologiques ou contextuels). L’évaluation antérieure de ce protocole a identifié quatre essais comme le nombre minimum d’accoutumances nécessaires avant l’essai de température dans des cages domestiques chez le rat8. Si les tests sont séparés par de longues périodes (plus de 2-3 semaines), les animaux doivent être habitués à nouveau. Pour une accoutumance répétée, un minimum d’un à deux essais suffisent. Cependant, si les tests de température sont séparés par des périodes de temps plus longues, il peut être nécessaire de répéter d’autres essais.
Dans l’effort continu pour habituer les souris et les rats à la procédure d’essai, une période d’acclimatation avant la présentation du stimulus devrait être incluse dans chaque essai expérimental. Ce temps d’acclimatation est essentiel pour rééquilibrer la température et l’activité après avoir été déplacé vers le lieu d’essai. Les rongeurs ont tendance à avoir de fortes augmentations de température en raison de la translocation. L’acclimatation doit consister en un minimum de 1 h sans interaction de la part de l’expérimentateur le jour de l’essai avant tout ajout d’un agent pharmacologique ou de stimuli contextuels. Ceci est nécessaire chaque jour de test.
Dans les tests de température décrits dans la cage domestique, les souris ont la liberté de leur cage à domicile pour se déplacer en réponse au stimulus testé. Cela peut entraîner des changements variables dans l’activité, ce qui a une incidence sur la précision des lectures de température et, par conséquent, sur l’analyse des effets thermogéniques de la variable indépendante (p. ex., stimulus pharmacologique ou contextuel). En reconnaissance des changements potentiels de température dus au niveau d’activité, un protocole décrit ci-dessous l’utilisation de la température pendant la marche sur tapis roulant. La littérature publiée décrit l’utilisation réussie de cette procédure chez le rat, et elle est actuellement utilisée avec des souris 8,10,14,15. La marche sur tapis roulant maintient une vitesse d’activité constante pour le sujet testé. Pour cette étude, les tapis roulants sont strictement utilisés pour contrôler le niveau d’activité et, par conséquent, sont réglés à la vitesse la plus basse disponible sur le tapis roulant pour favoriser la marche pour les souris et un réglage tout aussi bas pour les rats.
La procédure suivante est décrite pour la mesure de la température du gastrocnémien unilatéral chez la souris et la présentation de l’odeur du prédateur. La conception peut être utilisée en conjonction avec des agents pharmacologiques et est transférable aux rats et à d’autres groupes musculaires squelettiques (quadriceps) chez la souris. Pour les rats, les transpondeurs peuvent être placés dans le gastrocnémien bilatéralement et dans le tissu adipeux brun. En raison des limites de taille et de distance, un seul transpondeur peut être utilisé par souris. Des modifications mineures (p. ex., la suppression de stimuli contextuels) peuvent être apportées pour évaluer les réponses thermogéniques aux agents pharmacologiques.
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Protocol
Ces méthodes peuvent être appliquées à des modèles de rats et de souris et ont été réalisées avec l’approbation institutionnelle (Kent State University, IACUC Approval #359 et #340 CN 12-04). Avant la mise en œuvre du protocole, les animaux devraient être logés conformément au Guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
1. Préparation du lecteur de transpondeur
REMARQUE: Avant utilisation, le lecteur de transpondeur doit être réglé; Les étapes suivantes incluent uniquement les modifications de paramètres nécessaires pour cette étude. Cette partie du protocole est directement associée aux lecteurs portables DAS-8027-IUS ; Les autres modèles de lecteurs doivent suivre les instructions fournies par le manuel pour obtenir des résultats de programmation.
- Réglez le bip audio sur OFF.
- Allumez l’appareil en appuyant sur le bouton SCAN et attendez que l’éclairage apparaisse sur l’écran OLED. Appuyez sur le bouton RETOUR/MENU et maintenez-le enfoncé pour accéder à l’écran de menu .
- À l’aide du bouton SUIVANT/ENTRÉE , faites défiler les options jusqu’à OPERATIONAL SETUP. Ici, basculez les flèches vers le haut ou vers le bas pour activer OUI et ouvrez le sous-menu opérationnel.
- À l’aide du bouton NEXT/ENTRÉE, faites défiler jusqu’à AUDIO BEEP. Comme le paramètre par défaut est ON, basculez les flèches vers le haut ou vers le bas et définissez le paramètre sur OFF.
- Appuyez sur le bouton NEXT/ENTER pour enregistrer cette modification de paramètre.
- Réglez Vibrer lors de la lecture sur ON.
- Suivez les étapes 1.1 à 1.2 ou passez à l’étape suivante directement après l’étape 1.4.
- À l’aide du bouton SUIVANT/ENTRÉE , faites défiler jusqu’à VIBRATE UPON READ. Comme le paramètre par défaut est désactivé, basculez les flèches haut et bas et réglez le paramètre sur ON pour sentir, via vibration, lorsque la lecture est terminée, même si vous pouvez voir l’écran.
2. Transpondeurs de programmes
REMARQUE: Chaque transpondeur implanté doit d’abord être programmé avec une identification de l’animal (identification de l’animal ou identification du transpondeur). Cette nomenclature peut être utilisée comme identification secondaire pour le sujet d’essai (p. ex., quatre chiffres pour l’abréviation de la souche de souris, l’emplacement du transpondeur et trois à quatre chiffres supplémentaires pour indiquer le numéro de l’animal). La programmation peut être complétée des jours avant la chirurgie tout en gardant les transpondeurs stériles avant la chirurgie.
- Entrez le code d’identification sur le transpondeur.
- Appliquez une bobine d’amplification sur la tête du lecteur, un accessoire spécifique pour le modèle DAS 8027-IUS, qui facilite la procédure de programmation.
- À l’aide d’une main gantée, placez le transpondeur (à l’intérieur de l’applicateur) dans la bobine de surpression.
- Allumez l’appareil en appuyant sur le bouton SCAN et attendez que l’écran OLED s’allume. Appuyez sur le bouton RETOUR/MENU et maintenez-le enfoncé pour accéder à l’écran de menu .
- À l’aide du bouton NEXT/ENTER, faites défiler les options jusqu’à WRITE TRANSPONDER ID. Ici, basculez les flèches vers le haut ou vers le bas pour activer OUI.
- À l’aide du bouton SUIVANT/ENTRÉE , basculez vers ENTER ID CODE.
- Utilisez les touches fléchées haut et bas pour faire défiler les chiffres et les lettres. Appuyez sur SUIVANT/ENTRÉE après chaque sélection de caractère pour passer au caractère suivant.
- Lorsque le code d’identification est terminé, appuyez sur SCAN pour écrire le transpondeur.
- Retirez le transpondeur de la bobine d’appoint et répétez l’opération si nécessaire. Vérifiez que le transpondeur lit les changements de température en réchauffant les transpondeurs joints entre les mains gantées et en mesurant à l’aide du scanner de température.
REMARQUE : LES PARAMÈTRES AUTO MULTI WRITE et SEQUENTIAL COUNT peuvent être réglés sur ON pour permettre la programmation de transpondeurs multiples ou séquentiels pendant une session. Chaque transpondeur doit être testé pendant la programmation.
3. Préparez des « boules de cage à domicile »
- Placez une serviette inodore / de contrôle de 5 cm x 5 cm dans une boule de thé.
- Placez ces boules de cage à domicile dans de nouvelles cages après la chirurgie pour commencer à habituer l’animal à la méthode dans laquelle les stimuli contextuels seront présentés pendant les tests. Remplacez ces boules de cage toutes les 2 semaines.
4. Chirurgie et soins postopératoires
- Pesez et notez le poids corporel des sujets avant la chirurgie. À l’aide d’une chambre d’induction, administrer une anesthésie (p. ex. 2 à 5 % d’isoflurane) à l’animal.
- À l’aide de tondeuses électriques, rasez complètement le membre postérieur. Administrer une analgésie (p. ex. 5 mg/kg de kétoprofène, s.c.) conformément aux lignes directrices de l’établissement.
REMARQUE: Une analgésie supplémentaire peut être nécessaire si cette procédure est combinée avec d’autres méthodes chirurgicales. - Nettoyez la zone avec de l’alcool à 70 % (ou une lingette alcoolisée stérile disponible dans le commerce) et du lavage povidone-iode (ou des tampons de bétadine stériles et emballés individuellement disponibles dans le commerce) en alternant au moins trois fois, se terminant par de la povidone iodée.
- Remettez l’animal dans la chambre d’induction et anesthésiez-le à des niveaux chirurgicaux. Ensuite, installez la souris dans un masque facial pour une exposition continue à l’anesthésie. Appliquer une pommade ophtalmique néomycine sur les yeux de l’animal pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
REMARQUE : La procédure ne doit pas commencer tant que la souris ne montre aucun signe de réception de la douleur (c.-à-d. réflexe cornéen, réponse de pincement de la queue, réflexe de pincement des orteils). - En utilisant uniquement des ciseaux chirurgicaux, faites une coupe peu profonde à travers la peau sur le membre postérieur droit.
- En se déplaçant parallèlement au gastrocnémien, placez le bord tranchant d’un transpondeur stérile préprogrammé et non bouché dans l’incision. Assurez-vous que le piston vert est orienté vers le haut et visible. Continuez à pousser l’applicateur transpondeur dans l’incision jusqu’à ce que l’ouverture de l’applicateur transpondeur ne soit plus visible.
REMARQUE: N’appuyez pas accidentellement sur le piston vert de l’applicateur transpondeur pendant l’étape 4.6. Une décharge prématurée du transpondeur entraînera un mauvais placement. - Tournez l’applicateur de 180°, ce qui fait que le piston vert est orienté vers le bas vers le membre de la souris, qui n’est plus visible pour l’expérimentateur. Poussez l’applicateur transpondeur à l’emplacement final. Une fois dans un emplacement idéal, adjacent ou partiellement enfermé dans le gastrocnémien, poussez le piston vert, permettant à la pression de l’applicateur de guider la main de l’investigateur loin de la souris.
- À l’aide d’une pince, maintenez ensemble la peau ouverte et placez un clip de plaie avec un autoclip stérile ou une suture stérile. Si nécessaire, utilisez des sutures résorbables avant l’autoclip stérile pour fermer la couche de fascia. À l’aide du transpondeur-lecteur, vérifiez la température du muscle de la souris.
- Retirez la souris de l’anesthésie et placez-la dans une cage propre placée sur un coussin chauffant circulant d’eau réglé à basse température pour la récupération. Assurez-vous que la cage domestique comprend une boule de thé avec une serviette inodore pour commencer l’accoutumance.
REMARQUE: La souris devrait se réveiller de la chirurgie dans les 15 minutes. La nourriture peut être placée au fond de la cage pour un accès facile pendant les jours de récupération. - Soins postopératoires
- Enregistrer quotidiennement le poids et la température des souris à l’aide d’un transpondeur-lecteur pendant au moins 2 jours après la chirurgie ou jusqu’à ce que les souris retrouvent ou stabilisent leur poids corporel.
- Administrer une analgésie non narcotique (par ex. 5 mg/kg de kétoprofène, s.c.) une fois par jour aux souris pendant au moins 2 jours après la chirurgie, avec des doses supplémentaires fournies au besoin.
REMARQUE: Les souris et les rats devraient se rétablir complètement dans les 5 à 8 jours suivant la chirurgie et peuvent subir des procédures d’accoutumance et de test.
5. Préparation des tests - cage à domicile
- Construction de risers
REMARQUE: L’étape ci-dessous est basée sur des cages filtrantes de souris de 194 mm x 181 mm x 398 mm. Pour s’adapter à des cages plus grandes (par exemple, une cage domestique pour rats), la largeur devra être ajustée.- Couper le tuyau en PVC à l’aide d’une fraise en PVC à cliquet en huit sections et assembler en suivant la figure 1C. Cela donnera une structure de table ouverte pouvant contenir environ quatre cages. Faites le nombre souhaité de contremarches.
- Configuration de la salle
- Attribuez un emplacement à chaque riser dans la salle de test. Séparez les contremarches réglées pour recevoir différents stimuli contextuels (c.-à-d. odeurs) d’au moins 2 m pour éviter les variables confondantes.
REMARQUE: Chaque souris doit avoir un emplacement de test assigné dans la salle d’essai et sur les colonnes montantes physiques autant que possible pour éviter de développer des associations entre différents emplacements et stimuli thermogéniques. - À l’aide de bandes magnétiques, attachez des feuilles ou des blouses chirurgicales sur les contremarches, créant ainsi une barrière visuelle entre le chercheur et les sujets testés. Réglez cette barrière pour minimiser les changements de température résultant de l’activité de la souris lorsque vous observez les expérimentateurs se déplaçant vers la cage ou autour de la salle d’essai.
- (Facultatif) Placez des miroirs sur la surface sous les colonnes montantes pour faciliter la visualisation du fond de la cage pendant les essais.
REMARQUE: Les contremarches peuvent être désinfectées par un système de lavage en cage. Les draps en tissu ou chirurgicaux doivent être lavés avant l’accoutumance et les tests.
- Attribuez un emplacement à chaque riser dans la salle de test. Séparez les contremarches réglées pour recevoir différents stimuli contextuels (c.-à-d. odeurs) d’au moins 2 m pour éviter les variables confondantes.
- Préparation de boules de thé
- Préparez des boules de thé avec contrôle et serviettes PO (environ 5 cm x 5 cm). Pour éviter la contamination croisée, préparez d’abord des boules de thé de contrôle des odeurs.
REMARQUE: Les serviettes à odeur de prédateur doivent être testées contre les agents pathogènes avant utilisation. Ces serviettes doivent également être confinées et les matériaux qui interagissent avec elles doivent être immédiatement désinfectés (c.-à-d. lavage de la cage), empêchant l’exposition de l’odeur à d’autres animaux.
- Préparez des boules de thé avec contrôle et serviettes PO (environ 5 cm x 5 cm). Pour éviter la contamination croisée, préparez d’abord des boules de thé de contrôle des odeurs.
6. Test de température - cage domestique
NOTE: Les animaux doivent être habitués à l’ensemble de la procédure d’essai, à l’exclusion des stimuli contextuels expérimentaux ou pharmacologiques. Cela doit être complété au moins 4x avant le test.
- Transférer les animaux dans la salle d’essai préparée. Placez les animaux à un endroit prédéterminé sur la contremarche. Cet emplacement devrait être le même tout au long de toutes les procédures d’accoutumance et de test.
- Retirez la « boule de la cage à domicile » de la cage de la souris et recouvrez les cages avec un chiffon ou une feuille chirurgicale. Laissez les souris s’acclimater à l’espace de test pendant 1-2 h.
- Une fois l’acclimatation terminée, utilisez le scanner pour mesurer et enregistrer la température de base de chaque sujet. Évitez de manipuler les revêtements en tissu pendant les mesures.
NOTE: Les agents pharmacologiques peuvent être appliqués ici. Le temps d’attente après l’injection ou l’application peut être ajouté au besoin avant le test. Il est recommandé d’enregistrer une ligne de base secondaire directement avant le test après l’ajout d’un agent pharmacologique pour surveiller la réponse aux stimuli pharmacologiques. Si la réponse olfactive n’est pas testée, les mesures de température des souris peuvent commencer directement après l’injection. La randomisation doit être utilisée lors de la fourniture de stimuli. - Découvrez la cage et placez la boule de thé (témoin ou PO) sur le sol de la cage familiale. Remplacez le couvercle de la cage et le revêtement en tissu.
- Commencez le chronomètre. Mesurer les températures des sujets testés dans le même ordre de placement des boules de thé. Enregistrez les températures et le temps d’horloge des mesures en suivant les points de temps souhaités.
- Lorsque l’expérience est terminée, retirez la boule de traitement. Placez les souris qui ont reçu PO dans une nouvelle cage domestique avec la « boule de cage à domicile » originale. Retournez la « boule de cage à domicile » dans la cage des souris qui ont reçu l’odeur de contrôle. Transférez les souris à l’emplacement du logement.
REMARQUE: La procédure ci-dessus peut être traduite en modèles de rats dans des cages de taille appropriée. Des ajustements aux mesures suggérées à la figure 1C peuvent être nécessaires pour permettre un meilleur accès au fond de la cage domestique.
Figure 1 : Essais de température des transpondeurs et des cages domestiques. (A) Schéma de la mise en place unilatérale du transpondeur pour tester la température chez un gastrocnémien de souris. Une fois programmé et placé, le transpondeur-lecteur (DAS-8027-IUS, illustré) peut être utilisé pour mesurer la température. (B) À gauche, photo d’une boule à thé en acier inoxydable à mailles ouvertes et d’une serviette de 5 cm x 5 cm. À droite, boule de thé fermée, utilisée pour tenir les serviettes d’accoutumance et d’odeur dans les tests de cage à domicile. C) Schéma des colonnes montantes construites avec des tuyauteries en PVC pour les essais en cage domestique. (D) Déroulement du protocole d’essai des cages domestiques. (E) Images de l’installation de la zone d’essai de la cage domestique. À gauche, quatre cages à souris au sommet d’une contremarche. Des bandes magnétiques sont situées sur le mur adjacent, et des aimants et du tissu chirurgical sont sur la table. À droite, cages à souris couvertes sur des contremarches. (A), (C) et (D) ont été créés avec Biorender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
7. Test de température - marche sur tapis roulant
- Attribuez à chaque animal un tapis roulant comme emplacement assigné pour les procédures d’accoutumance et de test.
- Préparez les tapis roulants pour les tests, en vous assurant que les chocs sont fonctionnels.
REMARQUE: Pour la marche sur tapis roulant, les tapis roulants doivent être réglés au rythme le plus bas disponible qui favorise le mouvement continu, mais pas la course pour l’accoutumance et les tests. Pour le tapis roulant métabolique fermé modulaire 1012M-2, il s’agit de 5,2 m/min pour les souris et de 7 m/min pour les rats. Ce rythme peut devoir être ajusté en fonction de l’obésité du sujet. Les chocs doivent être réglés sur une intensité et un taux de répétition de 5,0. - Accoutumance
- Déplacez les souris dans la salle de test. Laissez les souris 1-2 h s’acclimater au transfert de la chambre dans leurs cages domestiques.
- Après l’acclimatation, guidez les souris jusqu’à l’ouverture du tapis roulant qui leur a été assigné et fermez le tapis roulant. Démarrez la ceinture, le choc et le chronomètre.
- Laissez les souris marcher sur les tapis roulants pendant 15 minutes, en utilisant le stimulus de choc comme motivation pour le mouvement. Arrêtez immédiatement le test si un animal reste sous choc actif pendant une période prolongée.
- Après le test, retirez les souris et remettez-les dans les cages domestiques.
- Nettoyez les tapis roulants avec un détergent liquide et de l’eau.
- Test
- Déplacez les souris dans la salle de test. Laissez les souris 1-2 h s’acclimater au transfert de la pièce dans leurs cages domestiques.
- Mesurez et enregistrez la température de base avant de déplacer la souris sur le tapis roulant.
NOTE: Pour les tests incluant des agents pharmacologiques, appliquez-les ou injectez-les ici, en suivant le schéma illustré à la figure 2A. Le temps d’attente après l’injection peut être ajouté au besoin avant que les souris ne soient placées sur le tapis roulant. La randomisation doit être utilisée lors de la fourniture de stimuli. - Placez des carrés de contrôle ou des serviettes PO de 5 cm x 5 cm dans le tapis roulant le plus proche de l’avant du tapis roulant. Collez les serviettes au plafond du tapis roulant ou en dessous pour faciliter le placement et le retrait.
- Guidez les souris dans le tapis roulant assigné. Allumez la ceinture du tapis roulant et le choc.
- Démarrez le chronomètre. Prenez les mesures des sujets testés dans le même ordre que celui dans lequel les souris ont été installées dans les tapis roulants. Enregistrez les températures et l’heure d’horloge des mesures en suivant les points de temps souhaités.
REMARQUE: La température peut être mesurée de manière fiable de l’extérieur du tapis roulant pendant qu’une souris est à l’intérieur d’un tapis roulant fermé pendant l’activité de marche. Pour les rats, la taille du tapis roulant et les limites de distance du transpondeur-lecteur peuvent nécessiter qu’un expérimentateur garde l’arrière du tapis roulant ouvert pour insérer le lecteur à l’intérieur du tapis roulant, plus près du sujet. - Lorsque le test est terminé, éteignez les chocs et les tapis roulants; Remettez les souris dans leurs cages d’origine. Transférez les souris à l’emplacement du logement.
- Nettoyez les tapis roulants avec un détergent liquide et de l’eau, en accordant une attention particulière à éliminer tout PO résiduel.
- Lorsque les expériences sont terminées, euthanasier les animaux (p. ex., en inhalant du CO2 ) et confirmer visuellement l’emplacement du transpondeur.
Figure 2 : Essais de température contrôlée par l’activité. (A) Déroulement des essais de température contrôlée par activité avec un agent pharmacologique utilisant la marche sur tapis roulant. (B) Images d’installations de tapis roulants. À gauche, une image de la configuration complète de l’équipement. À droite, une image plus rapprochée de tapis roulants individuels et de chocs. (A) a été créé avec Biorender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Representative Results
Des transpondeurs ont été implantés unilatéralement dans le gastrocnémien droit de dix souris de type sauvage (WT) âgées de 4 à 6 mois issues de la souche SF1-Cre (Tg(Nr5a1-cre)7Lowl/J, souche #012462, C57BL/6J et FVB; femelle N = 5; mâle N = 5). Après la récupération, les souris étaient habituées à une procédure d’analyse de la température de la cage domestique qui n’incluait pas de stimulus contextuel (p. ex. PO). Les mesures de température à l’aide d’une baguette transpondeur ont été enregistrées dans leur salle d’habitation et après le transfert vers le lieu d’essai. Les souris ont reçu 1-2 heures pour s’acclimater à la salle de test et à l’emplacement. À la fin de l’acclimatation, des mesures de référence et consécutives pendant 1 h ont été enregistrées pour chaque souris. Cette procédure a été effectuée quatre fois.
Dans l’ensemble, aucune différence entre les sexes n’a été observée. Les températures musculaires ont augmenté de manière significative après que les souris ont été déplacées vers la salle de test, puis ont diminué par la mesure de base après 60 minutes passées dans le contexte du test. L’analyse comparative entre les sexes de l’essai 4 n’a montré aucune différence significative entre les mesures de température « avant déplacement » et « de base » (test t bilatéral, p, p > 0,10), montrant l’efficacité d’une acclimatation de 1 h au contexte du test. De plus, la comparaison statistique des températures au départ et à 60 minutes a montré une diminution significative de la température (test t bilatéral et apparié, p < 0,01), ce qui prouve que les souris s’habituent au mouvement de l’investigateur pendant la mesure. Cependant, les femelles (mais pas les mâles) ont montré des réponses progressives où la température mesurée de 5 min à 15 min était plus faible avec des essais d’accoutumance successifs (Figure 3). Lorsqu’elles observent les effets aigus du déplacement ou de l’augmentation de la température après la ligne de base, les souris ont tendance à moins répondre au transport dans la salle d’essai au cours des essais d’accoutumance successifs (dossier supplémentaire 1, analyse des essais).
Les souris WT adultes habituées décrites ci-dessus ont été testées avec Oxt, un agent pharmacologique. Les souris ont reçu des injections intrapéritonéales (p.i., 2 mg / kg) d’Oxt ou de véhicule (solution saline stérile) dans un ordre aléatoire, et les températures musculaires ont été mesurées avant le mouvement dans la salle de test et après 5, 10, 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 et 180 minutes d’injection. Chaque souris a reçu les deux traitements. Une analyse de variance à mesures répétées (ANOVA) a révélé les principaux effets significatifs d’Oxt et du temps, où Oxt a diminué la température musculaire par rapport au véhicule. Oxt a diminué la température musculaire par rapport à la ligne de base aussi rapidement que 5 minutes après l’injection, avec une diminution maximale observée 30 minutes après l’injection (Figure 4). Les températures musculaires ont été normalisées 60 minutes après l’injection d’Oxt (test t bilatéral apparié, p > 0,10).
Des rats Sprague-Dawley mâles adultes (N = 4, âge ~ 6 mois) implantés bilatéralement avec des transpondeurs dans le gastrocnémien ont été habitués puis testés dans une cage domestique avec un stimulus PO (odeur de furet). Les mesures de base ont été enregistrées et chaque rat a reçu un PO sous la forme d’une serviette. L’odeur a ensuite été éliminée après 10 minutes d’exposition; Des mesures consécutives ont été prises avant et après le retrait du stimulus. Ces données préliminaires (Figure 5) suggèrent que la PO a un impact continu sur la thermogenèse des muscles squelettiques après l’élimination du stimulus.
Des données publiées précédemment ont évalué l’activation de la thermogenèse des muscles squelettiques chez les rats Sprague-Dawley mâles adultes (âgés de ~6 mois)8. Les rats avec des transpondeurs gastrocnémiens bilatéraux implantés ont présenté une odeur de prédateur (furet). Les mesures ont été prises dans une cage domestique (N = 8, figure 6A). Ces données ont révélé une forte augmentation de la température par rapport au contrôle des odeurs. Pour analyser les réactions thermogéniques aversives ou stressantes à l’odeur du furet, on a présenté aux rats mâles (N = 7, figure 6B) une odeur aversive (acide butyrique), une nouvelle odeur (2-méthylbenzoxazole) ou une odeur de renard, ou on les a retenus pendant 1 minute avant le test (stress modéré). Les mesures ont été prises dans une cage domestique sur une période de 2 heures. L’analyse de ces données a montré que l’odeur de furet produisait et maintenait un fort changement dans la thermogenèse par rapport à toutes les autres conditions. Ensemble, ces données fournissent des preuves de l’influence minimale et transitoire de l’odeur de contrôle sur la thermogenèse des muscles squelettiques.
Figure 3 : Analyse de la température musculaire pendant l’accoutumance pour les tests de température de la cage à domicile. Les souris implantées unilatéralement avec des transpondeurs dans le gastrocnémien droit étaient habituées à la procédure de test. Les souris ont été mesurées dans la salle de logement des animaux, « Before Move », dans la salle d’essai, « After Move », après acclimatation pendant 1-2 h, « Baseline », puis consécutivement sur 1 h. Toutes les comparaisons statistiques présentées ont été effectuées entre l’essai 1 et l’essai 4, * p < 0,05, ** p < 0,01 (test t, N = 10) ; † p < 0,05, †† p < 0,01, ‡ p < 0,001 essai sur l’effet principal (ANOVA, N [essais] = 4). Les barres d’erreur affichées affichent l’erreur type de la moyenne (MEB). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Température musculaire pendant la stimulation pharmacologique de l’ocytocine chez la souris. Les souris habituées, implantées unilatéralement avec des transpondeurs, ont reçu 2 mg/kg (i.p.) d’ocytocine ou de véhicule (solution saline stérile). Des diminutions significatives de la température musculaire ont été observées 5 minutes après l’injection d’ocytocine et normalisées par 60 min, ** p < 0,01, *** p < 0,001 (test t bilatéral apparié, N = 9). Les barres d’erreur affichées affichent l’erreur type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Thermogenèse de l’odeur de prédateur dans les essais de température des cages domestiques de rats. Mesures de température chez le rat avec transpondeurs implantés bilatéralement dans le gastrocnémien après exposition à l’odeur de prédateur (furet) pendant 10 min. Après une exposition de 10 min, les serviettes contenant le stimulus ont été retirées, comme indiqué par la flèche. Les rats ont maintenu une température accrue 20 minutes après l’élimination du stimulus. Significativement supérieur à la température de référence, * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001 (test t, N = 4). Les barres d’erreur affichées affichent l’erreur type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : L’odeur du furet induit une augmentation rapide de la température musculaire par rapport au contrôle. (A) La température gastrocnémienne était significativement élevée après odeur de prédateur (furet) par rapport à l’exposition témoin chez les rats mâles (test t apparié à deux queues, N = 8). (B) Les odeurs nouvelles, aversives ou de renard n’ont pas modifié de manière significative la température musculaire par rapport au contrôle. Le changement de température induit par un stress modéré a rapidement diminué après 5 minutes. L’odeur de furet a maintenu une réponse robuste, par rapport à d’autres conditions, pendant toute la durée du test (ANOVA, N = 7). † p < 0,05, odeur de furet > toutes les autres conditions; * p < 0,025, comparaison ponctuelle entre l’odeur de furet et le stress modéré par rapport à l’odeur de contrôle. Ce chiffre a été modifié avec la permission de Gorrell et al.8. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Fichier supplémentaire 1 : Démarque R pour l’analyse de l’accoutumance de la figure 3 . Le fichier Markdown pour l’analyse de l’accoutumance avec le code R montre des exemples de méthodes de codage et des façons dont le sexe peut être sondé dans les données. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Ce protocole de test de température fournit au domaine un moyen de mesurer directement la thermogenèse des muscles squelettiques. Ceci est essentiel alors que la recherche se penche sur l’identification des mécanismes sous-jacents à la thermogenèse musculaire33. La méthode fournit deux protocoles rentables pour mesurer la thermogenèse des muscles squelettiques dans des conditions contextuelles et pharmacologiques. Ce protocole souligne l’importance de l’accoutumance et de l’acclimatation dans le cadre de ces procédures. L’accoutumance est utilisée pour introduire à plusieurs reprises le sujet de test à la procédure de test sans introduire de stimuli pharmacologiques ou contextuels; C’est un élément essentiel des tests de température de la cage domestique et du tapis roulant. Cela donne le temps aux animaux de se familiariser avec l’environnement tout en diminuant l’importance du contexte expérimental. L’omission de cette étape peut conduire à des associations biaisées avec le stimulus expérimental, ainsi qu’à des réponses thermogéniques élevées pour contrôler les stimuli8. Les animaux doivent apprendre la procédure pour réduire les réactions au stress aux mouvements généraux et aux manipulations requises pour tester les animaux en vertu de ces protocoles. Les exemples de données recueillies démontrent la nécessité d’une accoutumance répétée (figure 3). Dans un effort similaire, l’acclimatation le jour du test est nécessaire pour chaque essai. L’acclimatation est un outil d’assimilation quotidien, donnant aux animaux le temps de se détendre des facteurs de stress de la translocation vers la salle d’essai. Sauter l’acclimatation peut donner des mesures de température de base inexactes, interagissant avec toute évaluation ultérieure.
Ici, des mesures thermogéniques musculaires ont été utilisées pour démontrer l’effet hypothermique de l’Oxt intrapéritonéal sur des souris. Ce résultat était surprenant compte tenu des preuves soutenant le rôle de Central Oxt dans la thermogenèse et, en particulier, dans l’hyperthermie sociale11,13. D’autres, cependant, ont démontré la capacité de l’Oxt et de la vasopressine à supprimer la température centrale ainsi que la fréquence cardiaque chez le rat, effets médiés par le récepteur Avpr1a34. Ce paradoxe apparent n’a pas été réconcilié. Il est possible que la capacité de l’Oxt à augmenter ou à diminuer la température dans différents contextes puisse provenir de l’action centrale versus périphérique de l’Oxt ou de la durée d’exposition 13,35,36,37. Quoi qu’il en soit, nous démontrons ici que la température musculaire de la souris montre une diminution importante de la température rapidement après l’injection périphérique d’Oxt (Figure 4), ce qui correspond aux changements de température du cœur du rat rapportés par Hicks et al. (2014)33.
Conformément à l’attente de l’Institut national de la santé (NIH) selon laquelle les chercheurs tiennent compte du sexe en tant que variable biologique, la thermogenèse musculaire est mesurée chez les mâles et les femelles chez les souris et les rats. Les données de thermogenèse des mâles et des femelles peuvent être comparées, bien que les études précédentes et actuelles n’aient pas réussi à identifier des différences robustes entre les sexes dans la thermogenèse contextuelle et la variation tout au long du cycle œstral chez les rats femelles8. Une exception est la différence évidente entre les sexes dans la température musculaire au départ et après le transport vers la zone d’essai, en particulier avant l’accoutumance8. Cela peut provenir de différences de locomotion après le transport, car les rats femelles ont une réponse locomotrice plus élevée à certains stimuli stressants que les mâles, séparable des mesures d’anxiété sous-jacentes38. Cela souligne la nécessité d’une accoutumance répétée au contexte expérimental, dans ce cas, pour éviter de déformer une différence entre les sexes dans la thermogenèse qui peut être attribuée au stimulus expérimental plutôt qu’aux différences sous-jacentes dans la réponse au stress.
La principale méthode d’analyse de la température dans les cages d’accueil des animaux présente certaines limites, l’une étant le contrôle des niveaux d’activité variables. Cela peut être critique car une activité accrue entraîne une augmentation de la température musculaire. Pour résoudre ce problème, une procédure pour la marche sur tapis roulant des souris et des rats a été décrite. Le contrôle des mouvements de l’animal minimise le potentiel d’un effet d’activité sur la température, en tenant compte des différences dans la thermogenèse contractile. Bien que la marche sur tapis roulant puisse être effectuée en solo, cette méthode peut être utilisée conjointement avec l’évaluation de la température de la cage à domicile. L’analyse combinée fournit des preuves supplémentaires pour affirmer que les changements de température des muscles squelettiques proviennent de stimuli pharmacologiques ou contextuels plutôt que secondairement de changements d’activité résultant de ces stimuli 8,14,15. De plus, cette méthode est limitée en ce sens qu’elle est légèrement invasive, ce qui ne répond pas à la nécessité de certaines études de recherche. Cependant, cette méthode ne nécessite qu’une seule intervention chirurgicale, ce qui permet aux chercheurs d’éviter la manipulation continue des animaux lors des tests tout en conservant la spécificité des mesures. De plus, la taille actuellement disponible du transpondeur IPTT-300 ne permet pas de placer le transpondeur directement dans le gastrocnémien d’une souris. Cela peut être complété dans les modèles de rats en raison de leur plus grande taille. Cette méthode fournit un mécanisme de mesure adjacent au muscle d’intérêt; Néanmoins, des versions remodelées ou plus petites de transpondeurs capables de mesurer la température seraient un grand atout pour le terrain et les études futures.
L’utilisation généralisée de la méthode décrite dans notre programme de recherche nous a donné l’occasion de gérer la variance en réponse aux procédures d’implantation et de testdu transpondeur 8,10,14,15. Après l’implantation du transpondeur, il est recommandé de surveiller la température des animaux immédiatement après la chirurgie et pendant la récupération. Bien que cela donne d’abord un aperçu de la santé de l’animal (par exemple, une température étrangement basse comme signe de maladie ou de décès imminent), cela fournit également la preuve que le transpondeur est toujours actif et fixé en place. Un rat ou une souris peut se gratter à l’emplacement de l’incision, ce qui peut entraîner une chute partielle ou complète du transpondeur. Conformément aux directives de l’établissement, cette chirurgie est considérée comme mineure. Par conséquent, en cas de placement unilatéral du transpondeur, si une souris perd son transpondeur ou si le transpondeur de la souris ne fonctionne plus, la chirurgie peut être répétée sur un autre membre. Un marquage (c.-à-d. l’identification du nouvel emplacement, ou « R » pour le remplacement) pour indiquer cette chirurgie répétée notée lors de la programmation du transpondeur comme faisant partie du nom d’identification de l’animal est recommandé. De plus, comme les animaux ont une liberté de leur cage, les chercheurs peuvent avoir de la difficulté à trouver l’animal pour prendre la lecture. Il est suggéré que les chercheurs utilisent la phase d’accoutumance pour pratiquer les mesures et évaluer leur configuration. Les modifications peuvent inclure l’augmentation du nombre d’expérimentateurs et de scanners à transpondeur ou la diminution du nombre de risers et, par conséquent, d’animaux testés dans chaque essai.
Ce protocole fournit des instructions pour la mesure directe de la température du muscle sans analyse logicielle supplémentaire, ce qui donne une voie réalisable et relativement peu coûteuse pour les études où les caméras infrarouges sont généralement utilisées. De plus, cette procédure permet de recueillir des données qui comblent l’écart observé par certaines études cherchant à relier les changements de gènes ou de protéines à la thermogenèse musculaire37. Dans l’ensemble, l’intérêt accru pour la thermogenèse musculaire et ses mécanismes est facilité par l’évaluation directe de la chaleur générée dans le muscle cible. La procédure décrite répond directement à ce vide méthodologique dans le domaine en fournissant un mécanisme pour étudier le muscle squelettique des souris et des rats.
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Disclosures
Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Ce travail est soutenu par R15 DK097644 et R15 DK108668. Nous remercions la Dre Chaitanya K Gavini et la Dre Megan Rich pour leurs contributions antérieures et le Dr Stanley Dannemiller pour avoir veillé à ce que nous respections les lignes directrices institutionnelles sur l’utilisation des animaux. Un merci spécial au Dr Tim Bartness pour avoir fourni la recherche fondamentale nécessaire à la construction de cette méthode et des études associées. Les figures 1A, C, D et 2A ont été créées à l’aide de Biorender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1012M-2 Modular Enclosed Metabolic Treadmill for Mice, 2 Lanes w/ Shock | Columbus Instruments | ||
| 1012R-2 Modular Enclosed Metabolic Treadmill for Rats, 2 Lanes w/ Shock | Columbus Instruments | ||
| 1-1/4 in. Ratcheting PVC Cutter | BrassCraft | ||
| 1 mL Syringes | Fisher Scientific | BD 309659 | |
| Betadine Swabs | Fisher Scientific | 19-898-945 | |
| Booster Coil | BioMedic Data Systems | Transponder Accessory | |
| Electric Clippers | Andis | 40 Ultraedge Clipper Blade | |
| Flexible Mirror Sheets | Amazon | Self Adhesive Non Glass Mirror Tiles | |
| Forceps | Fisher Scientific | 89259-940 | |
| Heating Pad | |||
| Induction Chamber (isoflurane) | Kent Scientific | VetFlo-0730 | 3.0 L Low Cost Chambers for Traditional Vaporizers |
| Ketoprophen | Med-Vet Intl. | RXKETO-50 | |
| Magnetic Strips | Amazon | ||
| Magnets | Amazon | DIYMAG Magnetic Hooks 40lbs | |
| Needles | Med-Vet Intl. | 26400 | |
| Neomycin/Polymixin/Bacitracin with Hydrocortisone Ophthalmic Ointment, 3.5 g | Med-Vet Intl. | RXNPB-HC | |
| Oasis Absorbable Suture | Med-Vet Intl. | MV-H821-V | |
| Predator (Ferret) Odor Towels | Marshall BioResources | ||
| PVC pipe | |||
| Reflex Wound Clip Remover | CellPoint Scientific | ||
| Reflex Wound Clip, 7 mm (mouse) | CellPoint Scientific | ||
| Reflex Wound Clip, 9 mm (rat) | CellPoint Scientific | ||
| Srerile Autoclip, 7 mm (mouse) | CellPoint Scientific | Wound Clip Applier (mouse) | |
| Stainless Strainers Interval Seasonings Tea Infuser | Amazon | ||
| Sterile Autoclip, 9 mm (rat) | CellPoint Scientific | Wound Clip Applier (rat) | |
| Sterile Saline | Med-Vet Intl. | RX0.9NACL-10 | |
| Surgical Scissors | Fisher Scientific | 08-951-5 | |
| Surgical Sheets | |||
| Towels (Control/Habituation) | Amazon | 100% Cotton Towels, white | |
| Transponders | BioMedic Data Systems | Model: IPTT-300 | |
| Transponders Reader | BioMedic Data Systems | Model: DAS-8027-IUS/ DAS-7007R | |
| Versaclean | Fisher Scientific | 18-200-700 | liquid detergent |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 22-246-073 | |
| Wedge pieces for PVC pipe |
References
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