Summary
Mus og rotter blir kirurgisk implantert med fjerntemperaturtranspondere og deretter habituert til testmiljøet og prosedyren. Endringer i muskeltemperatur måles som respons på farmakologiske eller kontekstuelle stimuli i hjemmeburet eller under foreskrevet fysisk aktivitet (dvs. tredemølle som går med konstant hastighet).
Abstract
Skjelettmuskulaturtermogenese gir en potensiell vei for bedre forståelse av metabolsk homeostase og mekanismene som ligger til grunn for energiforbruket. Overraskende lite bevis er tilgjengelig for å knytte nevrale, myocellulære og molekylære mekanismer for termogenese direkte til målbare endringer i muskeltemperatur. Denne artikkelen beskriver en metode der temperaturtranspondere brukes til å hente direkte målinger av muskeltemperaturen hos mus og rotter.
Fjerntranspondere blir kirurgisk implantert i muskelen til mus og rotter, og dyrene får tid til å komme seg. Mus og rotter må da gjentatte ganger vennes til testmiljøet og prosedyren. Endringer i muskeltemperatur måles som respons på farmakologiske eller kontekstuelle stimuli i hjemmeburet. Muskeltemperatur kan også måles under foreskrevet fysisk aktivitet (dvs. tredemølle som går med konstant hastighet) for å faktorisere endringer i aktivitet som bidragsytere til endringene i muskeltemperatur indusert av disse stimuliene.
Denne metoden har blitt brukt til å belyse mekanismer som ligger til grunn for muskeltermogen kontroll på hjernenivå, sympatisk nervesystem og skjelettmuskulatur. Forutsatt er demonstrasjoner av denne suksessen ved hjelp av rovdyr lukt (PO; ilder lukt) som en kontekstuell stimulus og injeksjoner av oksytocin (Oxt) som en farmakologisk stimulus, hvor rovdyr lukt induserer muskeltermogenese, og Oxt undertrykker muskeltemperatur. Dermed viser disse datasettene effekten av denne metoden for å oppdage raske endringer i muskeltemperaturen.
Introduction
Innen metabolsk forskning er undersøkelsen av skjelettmuskulaturtermogenese en lovende ny vei for sondering av kroppsvekthomeostase. Den publiserte litteraturen støtter ideen om at termogene responser fra et av kroppens største organsystemer - skjelettmuskulaturen - gir en mulighet for å øke energiforbruket og andre metabolske effekter, og dermed effektivt balansere systemer innen sykdommer som fedme 1,2,3. Hvis muskelen kan betraktes som et termogent organ, må studiene bruke en praktisk metodikk for å studere termogene endringer i dette organet. Ønsket om å forstå den endotermiske effekten av skjelettmuskler og nytten av denne metoden for å studere ikke-skjelvende muskeltermogenese er ikke spesifikk for metabolske studier. Disipliner inkludert evolusjon4, komparativ fysiologi5 og økofysiologi 6,7 har vist en egeninteresse i å forstå hvordan muskeltermogenese kan bidra til endotermi og hvordan denne mekanismen tilpasser seg miljøet. Den presenterte protokollen gir de kritiske metodene som er nødvendige for å løse disse spørsmålene.
Den angitte metoden kan brukes i vurderingen av både kontekstuell og farmakologisk stimulimodulering av muskeltemperatur, inkludert den unike teknikken for å gi rovdyrlukt (PO) for å skifte konteksten for å replikere rovdyrtrussel. Tidligere rapporter har vist POs evne til raskt å indusere en betydelig økning i muskeltermogenese8. Videre kan farmakologiske stimuli også endre muskeltemperaturen. Dette har blitt demonstrert i sammenheng med PO-indusert muskeltermogenese, hvor farmakologisk blokkering av perifere β-adrenerge reseptorer, ved bruk av nadolol, hemmet POs evne til å indusere muskeltermogenese uten signifikant å påvirke kontraktil termogenese under tredemøllevandring8. Sentral administrasjon av melanokortinreseptoragonister hos rotter har også blitt brukt til å skille hjernemekanismer som endrer termogenese 9,10.
Gitt her er en foreløpig undersøkelse av evnen til nevrohormonet oksytocin (Oxt) til å endre muskeltermogenese hos mus. I likhet med rovdyrtrussel øker sosiale møter med en likekjønnet konspecifik kroppstemperaturen, et fenomen som kalles sosial hypertermi11. Gitt relevansen av Oxt for sosial atferd12, har det blitt spekulert i at Oxt er en formidler av sosial hypertermi hos mus. Faktisk reduserer en oksytocinreseptorantagonist sosial hypertermi hos mus11, og musevalper som mangler Oxt viser underskudd i atferdsmessige og fysiologiske aspekter ved termoregulering, inkludert termogenese13. Gitt at Harshaw og medarbeidere (2021) ikke fant bevis som støtter β3 adrenerg reseptoravhengig brunt fettvev (BAT) termogenese med sosial hypertermi11, har det blitt hevdet at sosial hypertermi kan være drevet av Oxts induksjon av muskeltermogenese.
For å måle skjelettmuskulaturtermogenese bruker følgende protokoll implantasjon av forhåndsprogrammerte IPTT-300-transpondere ved siden av muskelen av interesse i en mus eller rotte 8,10,14,15. Disse transpondere er glassinnkapslede mikrochips som leses ved hjelp av tilsvarende transponderlesere. Lite eller ingen forskning har benyttet denne teknologien i denne kapasiteten, selv om studier har antydet et behov for spesifisiteten som tilbys av denne metoden16,17. Tidligere undersøkelser har vist påliteligheten til denne metoden og en rekke måter som temperaturtranspondere kan brukes i sammenligning med andre temperaturtestmetoder18 eller i forbindelse med kirurgiske metoder (f.eks. Kanylering19). Imidlertid er studier av denne art avhengige av forskjellige strategiske plasseringer for å måle total kroppstemperatur 20,21,22 eller spesifisert vev som BAT23,24,25.
I stedet for å måle temperaturen fra disse stedene eller mens du bruker øre- eller rektaltermometre26, gir metoden beskrevet her spesifisitet for muskelen av interesse. Evnen til å målrette mot et sted ved direkte implantering av transpondere ved siden av musklene av interesse er mer effektiv for å undersøke muskeltermogenese spesielt. Det gir en ny vei i tillegg til de som tilbys av overflate infrarød termometri 27,28 eller kutane temperaturmålinger via termoelement 29. Videre tilbyr dataene som leveres gjennom denne metoden en rekke forskningsveier, og unngår behovet for stort, dyrt, høyteknologisk utstyr og programvare som infrarød termografi30,31,32.
Denne metoden har blitt brukt til å måle temperaturen i quadriceps og gastrocnemius, enten ensidig eller bilateralt. Denne metoden har også vært effektiv i forbindelse med stereotaksisk kirurgi14,15. Innenfor ~7-10 cm fra transponderlemmen brukes bærbare transponderlesere (DAS-8027/DAS-7007R) til å skanne, måle og vise temperaturen. Denne avstanden har vært kritisk og verdifull for tidligere undersøkelser 8,9,10 fordi den minimerer potensielle stressorer og temperaturreduserende variabler som dyrehåndtering under testprosedyrene. Ved hjelp av tidtakere kan målinger deretter registreres og samles inn over en periode uten direkte interaksjon med dyrene.
For ytterligere å minimere forstyrrelsen av mus under testing, beskriver denne metoden montering og bruk av stigerør laget av PVC-rør for å gi eksperimentøren tilgang til bunnen av hjemmeburene under testing. Ved hjelp av stigerørene i tandem med den digitale leseren, kan temperaturmålinger av transponderlemmen gjøres uten dyreinteraksjon etter at stimulansen er plassert. Til en minimal kostnad kan denne metoden brukes sammen med farmakologiske og kontekstuelle stimuli, noe som gjør den ganske tilgjengelig for forskere. I tillegg kan denne metoden brukes med et betydelig antall (~ 16 mus eller ~ 12 rotter) om gangen, noe som sparer tid for å øke den totale gjennomstrømningen for ethvert forskningsprosjekt.
Introdusert i denne metoden er en utformet mekanisme for å presentere lukt til mus ved hjelp av rustfritt stål mesh te infuser baller, fra nå av referert til som "te baller". Selv om disse teballene er ideelle for å inneholde luktmateriale, er håndklær som fungerte som sengetøy i buret over 2-3 uker for ildere, et naturlig rovdyr av mus og rotter, plassert i hver behandling teball. Hvert håndkle er kuttet i 5 cm x 5 cm firkanter. Denne aliquotingen gjentas også med ellers identiske luktfrie kontrollhåndklær. Å presentere disse luktene uten en barriere (dvs. teball) førte til at mus makulerte fibrene i burene sine, og økte fysisk aktivitet. Denne oppførselen var ikke så fremtredende hos rotter. Teballer gir et ventilert foringsrør til håndkleet, noe som gir full tilgang til lukten mens de forblir beskyttet for hele den eksperimentelle forsøket. Disse teballene kan desinfiseres i samsvar med dyrebruksprotokoller, tilberedes og introduseres direkte etter operasjonen for å begynne å tilvenne dyrene til strukturen sammen med kontrollstimuleringen. Mus kan da leve med den ekstra anrikningen, og redusere salience av den akutte stimuluspresentasjonen.
Tilvenning til tilstedeværelsen av teballen er bare ett aspekt av habituation som er kritisk for denne metoden. Den beskrevne tilvenningsprotokollen består også av gjentatt eksponering for testprosedyren for å normalisere testmiljøet (dvs. personell, transport og bevegelse til teststedet, eksponering for stimulans). Denne utvidede tilvenningen minimerer nyanserte responser fra dyrene og fokuserer målinger på de ønskede avhengige variablene (f.eks. Farmakologiske eller kontekstuelle stimuli). Tidligere vurdering av denne protokollen har identifisert fire forsøk som minimum antall habituations nødvendig før temperaturtesting i hjemmebur hos rotter8. Hvis testingen er atskilt med lange perioder (mer enn 2-3 uker), må dyrene tilvennes igjen. For gjentatt tilvenning er minst en til to forsøk tilstrekkelig. Men hvis temperaturtester er atskilt med mer langvarige anfall av tid, kan det være nødvendig å gjenta flere forsøk.
I den fortsatte innsatsen for å venne mus og rotter til testprosedyren, bør en akklimatiseringsperiode før stimuluspresentasjon inkluderes i hver eksperimentell studie. Denne akklimatiseringstiden er avgjørende for å balansere temperatur og aktivitet etter å ha blitt flyttet til teststedet. Gnagere har en tendens til å ha skarpe temperaturøkninger på grunn av translokasjon. Akklimatisering bør bestå av minst 1 time uten interaksjon fra eksperimentøren på testdagen før tilsetning av farmakologisk middel eller kontekstuelle stimuli. Dette er nødvendig hver dag med testing.
I de skisserte temperaturtestene for hjemmebur har mus fri rekkevidde av hjemmeburet til å streife rundt som svar på den testede stimulansen. Dette kan forårsake variable skift i aktivitet, noe som påvirker nøyaktigheten av temperaturavlesninger og dermed analysen av de termogene effektene av den uavhengige variabelen (f.eks. Farmakologisk eller kontekstuell stimulus). I anerkjennelse av de potensielle temperaturendringene på grunn av aktivitetsnivå, er en protokoll inkludert nedenfor som beskriver bruken av temperatur under tredemøllevandring. Den publiserte litteraturen beskriver vellykket bruk av denne prosedyren hos rotter, og den brukes for tiden med mus 8,10,14,15. Tredemølle gange opprettholder en konstant aktivitetshastighet for testpersonen. For denne studien er tredemøller strengt brukt til å kontrollere aktivitetsnivået og er derfor satt til laveste tilgjengelige hastighet på tredemølle for å fremme gange for mus og en tilsvarende lav innstilling for rotter.
Følgende prosedyre er skissert for temperaturmåling av ensidig gastrocnemius hos mus og rovdyr luktpresentasjon. Designet kan brukes sammen med farmakologiske midler og er overførbart til rotter og andre skjelettmuskelgrupper (dvs. quadriceps) hos mus. For rotter kan transpondere plasseres i gastrocnemius bilateralt og i brunt fettvev. På grunn av størrelses- og avstandsbegrensninger kan bare en transponder brukes per mus. Mindre modifikasjoner (f.eks. fjerning av kontekstuelle stimuli) kan gjøres for å vurdere termogene responser på farmakologiske midler.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Disse metodene kan brukes på både rotte- og musemodeller og ble utført med institusjonell godkjenning (Kent State University, IACUC Approval # 359 og # 340 CN 12-04). Før protokollen iverksettes, skal dyr innkvarteres i samsvar med Veiledningen for stell og bruk av forsøksdyr.
1. Forbereder transponderleseren
MERK: Før bruk må transponderleseren stilles inn; Følgende trinn inkluderer bare innstillingsendringene som er nødvendige for denne studien. Denne delen av protokollen er direkte knyttet til DAS-8027-IUS bærbare lesere; Andre lesermodeller bør følge instruksjonene i håndboken for å oppnå programmeringsresultater.
- Sett Audio Beep til OFF.
- Slå på enheten ved å trykke på SCAN knappen og vent til belysningen vises på OLED-skjermen. Trykk og hold inne BACK / MENU-knappen for å komme til menyskjermen .
- Bruk NEXT/ENTER-knappen til å bla gjennom alternativene til OPERATION SETUP. Her bytter du pil opp eller pil ned for å slå JA og åpne den operative undermenyen.
- Bruk NEXT/ENTER-knappen til å bla til AUDIO BEEP. Siden standardinnstillingen er PÅ, bytter du pil opp eller pil ned og endrer innstillingen til AV.
- Trykk på NEXT / ENTER-knappen for å lagre denne innstillingsendringen.
- Sett Vibrer ved lesing til PÅ.
- Følg trinn 1.1 til og med trinn 1.2, eller fullfør neste trinn direkte etter trinn 1.4.
- Bruk NEXT/ENTER-knappen til å bla til VIBRATE UPON READ. Siden standardinnstillingen er AV, bytter du pil opp og pil ned og endrer innstillingen til PÅ for å føle, via vibrasjon, når lesingen er fullført uavhengig av å kunne se skjermen.
2. Program transpondere
MERK: Hver implanterte transponder bør først programmeres med en dyreidentifikasjon (dyre-ID eller transponder-ID). Denne nomenklaturen kan brukes som sekundær identifikasjon for testpersonen (f.eks. fire sifre for forkortelse for musestamme, plassering av transponder og ytterligere tre til fire sifre for å indikere dyrenummer). Programmering kan fullføres dager i forkant av operasjonen mens du holder transpondere sterile før operasjonen.
- Skriv inn ID-koden på transponderen.
- Påfør en boosterspole på leserhodet - et spesifikt tilbehør for modell DAS 8027-IUS, som hjelper til med programmeringsprosedyren.
- Bruk en hansket hånd til å plassere transponderen (i applikatoren) i boosterspolen.
- Slå på enheten ved å trykke på SCAN -knappen og vent til OLED-skjermen lyser. Trykk og hold inne BACK / MENU-knappen for å komme til menyskjermen .
- Bruk NEXT/ENTER-knappen til du blar gjennom alternativene til WRITE TRANSPONDER ID. Her bytter du pil opp eller pil ned for å slå JA.
- Bruk NEXT/ENTER-knappen, og bytt til ENTER ID CODE.
- Bruk pil opp og pil ned for å bla gjennom tall og bokstaver. Trykk NEXT/ENTER etter hvert tegnvalg for å gå til følgende tegn.
- Når ID-koden er fullført, trykker du på SCAN for å skrive transponderen.
- Fjern transponderen fra boosterspolen og gjenta etter behov. Kontroller at transponderen leser temperaturendringer ved å varme opp de lukkede transponderne mellom hanskede hender og måle ved hjelp av temperaturskanneren.
MERK: AUTO MULTI WRITE og SEKVENSIELL COUNT-innstillinger kan settes til PÅ for å tillate flere eller sekvensielle transponderprogrammering under en økt. Hver transponder bør testes under programmering.
3. Forbered "hjemmeburballer"
- Legg 5 cm x 5 cm luktfritt/kontrollhåndkle i en teball.
- Plasser disse hjemmeburballene i nye hjemmebur etter operasjonen for å begynne å venne dyret til metoden der kontekstuelle stimuli vil bli presentert under testing. Bytt ut disse hjemmeburballene hver 2. uke.
4. Kirurgi og postoperativ behandling
- Vei og registrer forsøkspersonenes kroppsvekt før operasjonen. Bruk et induksjonskammer til å gi anestesi (f.eks. 2-5% isofluran) til dyret.
- Bruk elektriske klippere til å barbere bakbenet helt. Administrer analgesi (f.eks. 5 mg/kg ketoprofen, s.c.) i samsvar med institusjonelle retningslinjer.
MERK: Ytterligere analgesi kan være nødvendig hvis denne prosedyren kombineres med andre kirurgiske metoder. - Rengjør området med 70% alkohol (eller kommersielt tilgjengelig steril alkoholserviett) og povidon-jodvask (eller kommersielt tilgjengelige sterile, individuelt innpakkede betadinpinner) vekslende minst tre ganger, og slutter med povidon-jod.
- Returner dyret til induksjonskammeret, og bedøv dyret til kirurgiske nivåer. Sett deretter musen i en ansiktsmaske for fortsatt eksponering for anestesi. Påfør neomycin oftalmisk salve til dyrets øyne for å forhindre tørrhet under anestesi.
MERK: Prosedyren bør ikke starte før musen viser ingen tegn på smertemottak (dvs. hornhinnerefleks, hale klype respons, tå klype refleks). - Bruk bare kirurgisk saks, gjør et grunt kutt gjennom huden på høyre bakre lem.
- Flytt parallelt med gastrocnemius, plasser den skarpe kanten av en forhåndsprogrammert og uavkortet steril transponder i snittet. Sørg for at det grønne stempelet vender opp og er synlig. Fortsett å skyve transponderapplikatoren inn i snittet til åpningen av transponderapplikatoren ikke lenger er synlig.
MERK: Ikke trykk det grønne stempelet ved et uhell på transponderapplikatoren i trinn 4.6. For tidlig utslipp av transponderen vil føre til feil plassering. - Vri applikatoren 180 °, noe som resulterer i at det grønne stempelet vender ned mot musens lem, ikke lenger synlig for eksperimentøren. Skyv transponderapplikatoren til den endelige plasseringen. En gang i ideell plassering, ved siden av eller delvis innelukket i gastrocnemius, skyv det grønne stempelet, slik at applikatorens trykk kan lede etterforskerens hånd tilbake fra musen.
- Bruk tang, hold sammen den åpne huden og legg en sårklemme med en steril autoclip eller steril sutur. Bruk om nødvendig absorberbare suturer før den sterile autoclipen for å lukke fascialaget. Bruk transponderleseren til å kontrollere temperaturen på musemuskelen.
- Fjern musen fra anestesi og legg den i et rent hjemmebur plassert på toppen av en vannsirkulerende varmepute satt til lav for utvinning. Sørg for at hjemmeburet inneholder en teball med et luktfritt håndkle for å begynne tilvenning.
MERK: Musen skal våkne fra operasjonen innen 15 minutter. Mat kan plasseres i bunnen av buret for enkel tilgang under gjenopprettingsdager. - Postoperativ omsorg
- Registrer musevekter og temperaturer daglig ved hjelp av en transponderleser i minst 2 dager etter operasjonen eller til mus gjenvinner eller stabiliserer kroppsvekten.
- Administrer ikke-narkotisk analgesi (f.eks. 5 mg/kg ketoprofen, s.c.) én gang daglig til musene i minst 2 dager etter operasjonen, med tilleggsdoser gitt etter behov.
MERK: Mus og rotter bør fullstendig gjenopprette innen 5-8 dager etter operasjonen og kan gjennomgå habituation og testprosedyrer.
5. Testing forberedelse - hjemme bur
- Bygging av stigerør
MERK: Trinnet nedenfor er basert på 194 mm x 181 mm x 398 mm musefilterbelagte bur. For å passe til større bur (f.eks. et rottehusbur), må bredden justeres.- Klipp PVC-røret med en skralle PVC-kutter i åtte seksjoner og monter etter figur 1C. Dette vil gi en åpen bordkonstruksjon som kan romme omtrent fire merder. Lag ønsket antall stigerør.
- Oppsett av rom
- Tilordne et sted til hver stigerør i testrommet. Skill stigerørene som er satt til å motta forskjellige kontekstuelle stimuli (dvs. lukt) med minst 2 m for å unngå forstyrrende variabler.
MERK: Hver mus bør ha et tildelt teststed i testrommet og på de fysiske stigerørene så mye som mulig for å unngå å utvikle assosiasjoner mellom forskjellige steder og termogene stimuli. - Bruk magnetstriper, fest kirurgiske ark eller kjoler over stigerørene, og skape en visuell barriere mellom forskeren og testpersonene. Still inn denne barrieren for å minimere temperaturendringer som følge av museaktivitet når du ser på eksperimenter som beveger seg mot buret eller rundt testrommet.
- (Valgfritt) Plasser speil på overflaten under stigerørene for å lette visningen av merdbunnen under testingen.
MERK: Stigerør kan desinfiseres gjennom et burvasksystem. Klut eller kirurgiske laken bør vaskes før tilvenning og testing.
- Tilordne et sted til hver stigerør i testrommet. Skill stigerørene som er satt til å motta forskjellige kontekstuelle stimuli (dvs. lukt) med minst 2 m for å unngå forstyrrende variabler.
- Te ball forberedelse
- Forbered teballer med kontroll og PO-håndklær (ca. 5 cm x 5 cm). For å unngå krysskontaminering, tilbered først teballer med kontrolllukt.
MERK: Predator-lukt håndklær bør patogen-testet før bruk. Disse håndklærne bør også være inneholdt, og materialer som samhandler med dem, bør umiddelbart desinfiseres (dvs. burvask), og forhindrer eksponering av lukten til andre dyr.
- Forbered teballer med kontroll og PO-håndklær (ca. 5 cm x 5 cm). For å unngå krysskontaminering, tilbered først teballer med kontrolllukt.
6. Temperaturtesting - hjemmebur
MERK: Dyr må tilvennes hele testprosedyren, unntatt eksperimentelle kontekstuelle eller farmakologiske stimuli. Dette bør fullføres minimum 4x før testing.
- Overfør dyrene til det forberedte testrommet. Plasser dyrene på et forhåndsfordelt sted på stigerøret. Denne plasseringen skal være den samme gjennom alle tilvennings- og testprosedyrer.
- Fjern "hjemmeburballen" fra musens hjemmebur og dekk burene på nytt med en klut eller kirurgisk ark. La musene akklimatisere seg til testområdet i 1-2 timer.
- Etter at akklimatiseringen er fullført, bruk skanneren til å måle og registrere basistemperaturen til hvert motiv. Unngå å manipulere klutbeleggene under målinger.
MERK: Farmakologiske midler kan brukes her. Ventetid etter injeksjon eller påføring kan legges til etter behov før testing. Det anbefales å registrere en sekundær baseline rett før testing etter tilsetning av et farmakologisk middel for å overvåke responsen på farmakologiske stimuli. Hvis luktrespons ikke blir testet, kan temperaturmålinger av musene begynne direkte etter injeksjon. Randomisering bør brukes når du gir noen stimuli. - Avdekk buret og plasser tekulen (kontroll eller PO) på gulvet i hjemmeburet. Sett på igjen burlokket og klutbelegget.
- Begynn stoppeklokken. Mål temperaturen til testpersonene i samme rekkefølge av teballplassering. Registrer temperaturer og klokketid for målinger etter de ønskede tidspunktene.
- Når eksperimentet er fullført, fjern behandlingskulen. Plasser musene som mottok PO i et nytt hjemmebur med den originale "hjemmeburballen". Returner "hjemmeburballen" til buret til musene som fikk kontrolllukt. Overfør musene til boligstedet.
MERK: Fremgangsmåten ovenfor kan oversettes til rottemodeller i bur av passende størrelse. Justeringer av målingene som er foreslått i figur 1C kan være nødvendig for å gi bedre tilgang til bunnen av hjemmeburet.
Figur 1: Transpondere og hjemmemerdtemperaturtesting . (A) Diagram over ensidig transponderplassering for testing av temperatur i en mus gastrocnemius. Når den er programmert og plassert, kan transponderleseren (DAS-8027-IUS, vist) brukes til å måle temperaturen. (B) Venstre, bilde av en tekule i åpent nett i rustfritt stål og et 5 cm x 5 cm håndkle. Høyre, lukket te ball, brukes til å holde habituation og lukt håndklær i hjemmet bur testing. (C) Skjematisk av stigerør konstruert med PVC-rør for testing av hjemmemerder. (D) Arbeidsflyt av protokoll for testing av hjemmebur. (E) Anleggsbilder av testområde for hjemmemerder. Til venstre, fire musebur på toppen av en stigerør. Magnetstriper er plassert på tilstøtende vegg, og magneter og kirurgisk klut er på bordet. Høyre, dekket musebur på stigerør. (A), (C) og (D) ble opprettet med Biorender.com. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
7. Temperaturtesting - tredemøllevandring
- Tilordne hvert dyr en tredemølle som deres tildelte sted for tilvenning og testprosedyrer.
- Forbered tredemøllene for testing, slik at støtfangerne er funksjonelle.
MERK: For tredemølle gange, bør tredemøller settes på laveste tilgjengelige tempo som fremmer kontinuerlig bevegelse, men ikke kjører for både habituation og testing. For 1012M-2 modulær lukket metabolsk tredemølle er dette 5,2 m / min for mus og 7 m / min for rotter. Dette tempoet må kanskje justeres basert på fedme av faget. Shockers bør settes til en intensitet og repetisjonshastighet på 5,0. - Habituering
- Flytt musene til testrommet. La mus 1-2 timer akklimatisere seg til romoverføringen i hjemmeburene.
- Etter akklimatisering, led musene til åpningen av deres tildelte tredemølle og lukk tredemøllen. Start beltet, shocker og stoppeklokke.
- La musene gå på tredemøllene i 15 minutter, ved å bruke sjokkstimulering som motivasjon for bevegelse. Stopp testen umiddelbart hvis et dyr forblir på en aktiv shocker i lengre tid.
- Etter testen, fjern musene og returner dem til hjemmeburene.
- Rengjør tredemøllene med flytende vaskemiddel og vann.
- Testing
- Flytt musene til testrommet. La musene 1-2 timer akklimatisere seg til romoverføringen i hjemmeburene.
- Mål og registrer baseline temperatur før du flytter musen til tredemølle.
MERK: For tester inkludert farmakologiske midler, bruk eller injiser dem her, etter skjemaet vist i figur 2A. Ventetid etter injeksjon kan tilsettes etter behov før musene plasseres på tredemøllen. Randomisering bør brukes når du gir noen stimuli. - Plasser 5 cm x 5 cm firkanter med kontroll eller po håndklær innenfor tredemølle nærmest forsiden av tredemølle. Fest håndklærne til taket på tredemøllen eller under for enkel plassering og fjerning.
- Før musene inn i den tildelte tredemøllen. Slå på tredemøllebeltet og shocker.
- Start stoppeklokken. Ta målinger av testpersonene i samme rekkefølge som musene ble satt opp i tredemøllene. Registrer temperaturer og klokketid for målingene etter de ønskede tidspunktene.
MERK: Temperaturen kan pålitelig måles fra utsiden av tredemøllen mens en mus er inne i en lukket tredemølle under gangaktivitet. For rotter kan tredemøllestørrelsen og avstandsbegrensningene for transponderleseren kreve at en eksperimentør holder baksiden av tredemøllen åpen for å sette leseren inn i tredemøllen, nærmere motivet. - Når testen er fullført, slå av shockers og tredemøller; returnere musene til hjemmeburene sine. Overfør musene til boligstedet.
- Rengjør tredemøllene med flytende vaskemiddel og vann, og vær spesielt oppmerksom på å fjerne eventuell gjenværende PO.
- Når forsøkene er fullført, avliver du dyrene (f.eks. ved hjelp av CO2-inhalasjon ), og bekrefter transponderplasseringen visuelt.
Figur 2: Aktivitetskontrollert temperaturtesting. (A) Arbeidsflyt for aktivitetskontrollert temperaturtesting med farmakologisk middel ved bruk av tredemøllegang. (B) Anleggsbilder av tredemøller. Venstre, et bilde av fullt utstyrsoppsett. Høyre, et nærmere bilde av individuelle tredemøller og shockers. (A) ble opprettet med Biorender.com. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Transpondere ble ensidig implantert i høyre gastrocnemius av ti 4-6 måneder gamle, villtype (WT) mus oppdrettet fra SF1-Cre-stammen (Tg(Nr5a1-cre)7Lowl/J, stamme #012462, C57BL/6J og FVB-bakgrunn; kvinne N = 5; hann N = 5). Etter utvinning ble musene habituert til en hjemmeburtemperatur-testprosedyre som ikke inkluderte en kontekstuell stimulus (f.eks. PO). Temperaturmålinger ved hjelp av en transponderstav ble registrert i deres boligrom og etter overføring til teststedet. Mus ble gitt 1-2 timer for å akklimatisere seg til testrommet og stedet. Ved fullføring av akklimatisering ble baseline og påfølgende målinger i 1 time registrert for hver mus. Denne prosedyren ble fullført fire ganger.
Totalt sett ble det ikke observert kjønnsforskjeller. Muskeltemperaturene økte betydelig etter at musene ble flyttet til testrommet, og deretter redusert med baseline-målingen etter 60 minutter brukt i testkonteksten. Den kombinerte kjønnsanalysen av studie 4 viste ingen signifikant forskjell mellom "før flytting" og "baseline" temperaturmålinger (tosidig, parret t-test, p > 0,10), som viser effektiviteten av 1 time akklimatisering til testkonteksten. Videre viste statistisk sammenligning av temperaturene ved baseline og 60 min en signifikant reduksjon i temperaturen (tosidig, parret t-test, p < 0,01), noe som ga bevis på at musene tilvennet seg etterforskerens bevegelse under måling. Kvinner (men ikke menn) viste imidlertid inkrementell respons der temperaturen målt fra 5 min til 15 minutter var lavere med påfølgende tilvenningsstudier (figur 3). Når man observerer de akutte effektene av å bevege seg eller stige i temperatur etter baseline, har mus en tendens til å reagere mindre på transport inn i testrommet over suksessive tilvenningsforsøk (Supplementary File 1, prøveanalyse).
Tilvennede voksne WT-mus beskrevet ovenfor ble testet med Oxt, et farmakologisk middel. Mus ble gitt intraperitoneale injeksjoner (dvs. 2 mg/kg) okse eller vehikkel (steril saltvann) i tilfeldig rekkefølge, og muskeltemperaturen ble målt før bevegelse inn i testrommet og etter 5, 10, 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 og 180 minutters injeksjon. Hver mus fikk begge behandlingene. En repetert-tiltaksanalyse av varians (ANOVA) viste signifikante hovedeffekter av okse og tid, hvor Oxt reduserte muskeltemperaturen i forhold til kjøretøyet. Oxt reduserte muskeltemperaturen i forhold til baseline så raskt som 5 minutter etter injeksjon, med en maksimal reduksjon sett 30 minutter etter injeksjon (figur 4). Muskeltemperaturen ble normalisert med 60 minutter etter oxtinjeksjon (tosidig, paret t-test, p > 0,10).
Voksne mannlige Sprague-Dawley-rotter (N = 4, alder ~ 6 måneder) bilateralt implantert med transpondere i gastrocnemius ble habituert og deretter testet i en hjemmeburinnstilling med en PO (ilder lukt) stimulus. Baseline målinger ble registrert, og hver rotte ble presentert med PO i form av et håndkle. Lukten ble deretter fjernet etter 10 minutters eksponering; Påfølgende målinger ble tatt før og etter fjerning av stimulansen. Disse foreløpige dataene (figur 5) antyder at PO har en fortsatt innvirkning på skjelettmuskulaturtermogenese etter fjerning av stimulansen.
Tidligere publiserte data vurderte rovdyrtrusselaktivering av skjelettmuskeltermogenese hos voksne hannrotter (alder ~6 måneder)8. Rotter med implanterte bilaterale gastrocnemius-transpondere ble presentert med rovdyr (ilder) lukt. Det ble gjort målinger i hjemmebur (N = 8, figur 6A). Disse dataene viste en robust temperaturøkning sammenlignet med kontrolllukt. For å analysere aversive eller stressende termogene responser på ilderlukt, ble hannrotter (N = 7, figur 6B) presentert med en aversiv lukt (smørsyre), en ny lukt (2-metylbenzoksazol) eller en revelukt, eller behersket i 1 minutt før testing (moderat stress). Målinger ble tatt i en hjemmeburinnstilling over en 2 timers periode. Analyse av disse dataene viste at ilderlukt produserte og opprettholdt en sterk endring i termogenese sammenlignet med alle andre forhold. Sammen gir disse dataene bevis på kontrollluktens minimale og forbigående påvirkning på skjelettmuskulaturtermogenese.
Figur 3: Analyse av muskeltemperatur under tilvenning for testing av burtemperatur i hjemmet. Mus ensidig implantert med transpondere i høyre gastrocnemius ble habituert til testprosedyren. Mus ble målt i dyrehuset, "Before Move", i testrommet, "After Move", etter akklimatisering i 1-2 timer, "Baseline", deretter etter hverandre over 1 time. Alle statistiske sammenligninger ble gjort mellom studie 1 og studie 4, * p < 0,05, ** p < 0,01 (t-test, N = 10); † p < 0,05, †† p < 0,01, ‡ p < 0,001 hovedeffektstudie (ANOVA, N [studier] = 4). Viste feilfelt viser standardfeilen for gjennomsnittet (SEM). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4: Muskeltemperatur under farmakologisk stimulering av oksytocin hos mus. Vanlige mus, ensidig implantert med transpondere, ble gitt 2 mg/kg (i.p.) av enten oksytocin eller vehikke (steril saltvann). Signifikant reduksjon i muskeltemperatur ble observert 5 minutter etter injeksjon av oksytocin og normalisert med 60 min, ** p < 0,01, *** p < 0,001 (tosidig paret t-test, N = 9). Viste feilfelt viser standardfeilen for gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5: Predator-lukt termogenese i rotte hjemme bur temperatur testing. Temperaturmålinger hos rotter med transpondere implantert bilateralt i gastrocnemius etter eksponering for rovdyr (ilder) lukt i 10 minutter. Etter eksponering i 10 minutter ble håndklær som inneholdt stimulansen fjernet, som indikert av pilen. Rotter opprettholdt økt temperatur 20 minutter etter stimulusfjerning. Signifikant større enn baseline temperatur, * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001 (t-test, N = 4). Viste feilfelt viser standardfeilen for gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6: Ilderlukt induserer en rask økning i muskeltemperatur sammenlignet med kontroll. (A) Gastrocnemius-temperaturen var signifikant forhøyet etter rovdyrlukt (ilder) sammenlignet med kontrolleksponering hos hannrotter (tosidig paret t-test, N = 8). (B) Roman-, aversiv- eller revelukt endret ikke muskeltemperaturen signifikant sammenlignet med kontroll. Temperaturendring indusert av moderat stress gikk raskt ned etter 5 min. Ilderlukt opprettholdt en robust respons, sammenlignet med andre forhold, for hele testen (ANOVA, N = 7). † p < 0,05, ilder lukt > alle andre forhold; * p < 0,025, punktsammenligning mellom ilderlukt og moderat stress vs. kontrolllukt. Dette tallet ble endret med tillatelse fra Gorrell et al.8. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Tilleggsfil 1: R-markdown for figur 3 tilvenningsanalyse. Markdown-fil for tilvenningsanalyse med R-kode viser eksempler på kodingsmetoder og måter sex kan undersøkes i data. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne temperaturtestingsprotokollen gir feltet en avenue for å måle skjelettmuskulaturtermogenese direkte. Dette er kritisk ettersom forskning dykker ned i å identifisere mekanismene som ligger til grunn for muskeltermogenese33. Metoden gir to kostnadseffektive protokoller for måling av skjelettmuskulaturtermogenese under kontekstuelle og farmakologiske forhold. Denne protokollen understreker viktigheten av både tilvenning og akklimatisering innenfor disse prosedyrene. Habituation brukes til å gjentatte ganger introdusere testpersonen til testprosedyren uten innføring av farmakologiske eller kontekstuelle stimuli; Det er en kritisk komponent i både hjemmebur og tredemølle temperaturtesting. Dette gir tid for dyrene til å gjøre seg kjent med miljøet samtidig som de reduserer den eksperimentelle konteksten. Utelatelse av dette trinnet kan føre til partiske assosiasjoner til den eksperimentelle stimulansen, samt forhøyede termogene responser på kontrollstimuli8. Dyr må lære prosedyren for å redusere stressresponser på den generelle bevegelsen og manipulasjonen som kreves for å teste dyr i henhold til disse protokollene. Eksempeldataene som samles inn, gir bevis på nødvendigheten av gjentatt tilvenning (figur 3). I en lignende innsats er akklimatisering på testdagen nødvendig for hver prøve. Akklimatisering er et daglig assimileringsverktøy som gir dyrene tid til å slappe av fra stressorene ved translokasjon til testrommet. Hopping av akklimatisering kan gi unøyaktige baseline temperaturmålinger, i samspill med senere vurdering.
Her ble muskeltermogene målinger brukt for å demonstrere den hypoterme effekten av intraperitoneal Oxt på mus. Dette resultatet var overraskende med tanke på bevis som støtter sentral Oxts rolle i termogenese og spesielt i sosial hypertermi11,13. Andre har imidlertid vist evnen til både Oxt og vasopressin til å undertrykke kjernetemperatur sammen med hjertefrekvens hos rotter, effekter mediert av Avpr1a-reseptoren34. Dette tilsynelatende paradokset er ikke forsonet. Det er mulig at okstens evne til å øke eller senke temperaturen i forskjellige sammenhenger kan stamme fra sentral versus perifer virkning av okst eller fra eksponeringslengden 13,35,36,37. Uansett, her demonstrerer vi at musemuskeltemperaturen viser en betydelig nedgang i temperaturen raskt etter perifer okseinjeksjon (figur 4), i samsvar med endringene i rotte kjernetemperatur rapportert av Hicks et al (2014) 33.
I samsvar med National Institute of Healths (NIH) forventning om at etterforskere faktor i kjønn som en biologisk variabel, måles muskeltermogenese hos menn og kvinner hos både mus og rotter. Termogenesedata fra hanner og hunner kan sammenlignes, selv om tidligere og nåværende studier ikke har klart å identifisere robuste kjønnsforskjeller i kontekstuell termogenese og variasjon over østrussyklusen hos hunnrotter8. Et unntak er den tydelige kjønnsforskjellen i muskeltemperatur ved baseline og etter transport til testområdet, spesielt før tilvenning8. Dette kan stamme fra forskjeller i bevegelse etter transport, da hunnrotter har en høyere lokomotorisk respons på noen stressende stimuli sammenlignet med hanner, separerbar fra underliggende angstmål38. Dette understreker behovet for gjentatt tilvenning til eksperimentell kontekst, i dette tilfellet for å unngå feilaktig fremstilling av en kjønnsforskjell i termogenese som kan tilskrives den eksperimentelle stimulansen i stedet for underliggende forskjeller i stressresponsen.
Den primære metoden for temperaturtesting i dyrebur har noen begrensninger, en er kontroll av variable aktivitetsnivåer. Dette kan være kritisk da økt aktivitet fører til økt muskeltemperatur. For å løse dette er det skissert en prosedyre for mus og rotte tredemøllevandring. Kontroll av dyrets bevegelse minimerer potensialet for en aktivitetseffekt på temperaturen, og tar hensyn til forskjeller i kontraktil termogenese. Mens tredemøllevandring kan fullføres som en solotest, kan denne metoden brukes i forbindelse med temperaturvurdering i hjemmet. Den kombinerte analysen gir ytterligere bevis for påstander om at endringer i skjelettmuskulaturtemperatur stammer fra farmakologiske eller kontekstuelle stimuli snarere enn sekundært fra endringer i aktivitet som følge av disse stimuliene 8,14,15. I tillegg er denne metoden begrenset ved at den er mildt invasiv, noe som ikke oppfyller behovet for noen forskningsstudier. Imidlertid krever denne metoden bare en enkelt operasjon, slik at forskere kan unngå kontinuerlig dyremanipulering under testing samtidig som målingenes spesifisitet opprettholdes. Videre tillater ikke den tilgjengelige størrelsen på IPTT-300-transponderen at transponderen plasseres direkte i musens gastrocnemius. Dette kan fullføres innen rottemodeller på grunn av deres større størrelse. Denne metoden gir en målemekanisme ved siden av muskelen av interesse; Likevel vil ombygde eller mindre versjoner av transpondere som er i stand til å måle temperatur, være en stor ressurs for feltet og fremtidige studier.
Den brede bruken av den beskrevne metoden i vårt forskningsprogram har gitt oss muligheten til å håndtere varians som svar på transponderimplantasjon og testprosedyrer 8,10,14,15. Etter implantasjon av transponderen anbefales det å overvåke temperaturen til dyrene umiddelbart etter operasjonen og under utvinning. Selv om dette først gir innsikt i dyrets helse (f.eks. Merkelig lav temperatur som tegn på sykdom eller forestående dødsfall), gir det også bevis på at transponderen fortsatt er aktiv og sikret på plass. En rotte eller mus kan skrape på snittstedet, noe som kan føre til at transponderen enten delvis eller helt faller ut. I samsvar med institusjonelle retningslinjer anses denne operasjonen som liten. Derfor, i tilfeller av ensidig transponderplassering, hvis en mus mister transponderen eller hvis musens transponder ikke lenger fungerer, kan operasjonen gjentas på en alternativ lem. En markering (dvs. identifisering av ny plassering, eller "R" for erstatning) for å indikere denne gjentatte operasjonen som ble notert under programmeringen av transponderen som en del av dyreidentifikasjonsnavnet, anbefales. Videre, siden dyr har fri rekkevidde av buret sitt, kan forskere ha problemer med å finne dyret til å ta lesingen. Det foreslås at forskere bruker tilvenningsfasen til å øve målinger og vurdere oppsettet. Endringer kan omfatte å øke antall eksperimenter og transponderskannere eller redusere antall stigerør og derfor dyr testet i hver forsøk.
Denne protokollen gir instruksjon for direkte temperaturmåling av muskler uten ytterligere programvareanalyse, noe som resulterer i en gjennomførbar og relativt billig avenue for studier der infrarøde kameraer vanligvis brukes. Videre muliggjør denne prosedyren innsamling av data som lukker gapet sett av noen studier som søker å koble gen- eller proteinendringer til muskeltermogenese37. Alt i alt forenkles økt interesse for muskeltermogenese og dens mekanismer ved direkte vurdering av varmen som genereres i målmuskelen. Den beskrevne prosedyren adresserer direkte dette metodologiske tomrommet i feltet ved å gi en mekanisme for å studere skjelettmuskulaturen til både mus og rotter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de ikke har noen interessekonflikter.
Acknowledgments
Dette arbeidet støttes av R15 DK097644 og R15 DK108668. Vi takker Dr. Chaitanya K Gavini og Dr. Megan Rich for tidligere bidrag og Dr. Stanley Dannemiller for å sikre vår overholdelse av institusjonelle retningslinjer for bruk av dyr. En spesiell takk til Dr. Tim Bartness for å gi den grunnleggende forskningen som er nødvendig for å bygge denne metoden og tilhørende studier. Figur 1A, C, D og figur 2A ble opprettet ved hjelp av Biorender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1012M-2 Modular Enclosed Metabolic Treadmill for Mice, 2 Lanes w/ Shock | Columbus Instruments | ||
| 1012R-2 Modular Enclosed Metabolic Treadmill for Rats, 2 Lanes w/ Shock | Columbus Instruments | ||
| 1-1/4 in. Ratcheting PVC Cutter | BrassCraft | ||
| 1 mL Syringes | Fisher Scientific | BD 309659 | |
| Betadine Swabs | Fisher Scientific | 19-898-945 | |
| Booster Coil | BioMedic Data Systems | Transponder Accessory | |
| Electric Clippers | Andis | 40 Ultraedge Clipper Blade | |
| Flexible Mirror Sheets | Amazon | Self Adhesive Non Glass Mirror Tiles | |
| Forceps | Fisher Scientific | 89259-940 | |
| Heating Pad | |||
| Induction Chamber (isoflurane) | Kent Scientific | VetFlo-0730 | 3.0 L Low Cost Chambers for Traditional Vaporizers |
| Ketoprophen | Med-Vet Intl. | RXKETO-50 | |
| Magnetic Strips | Amazon | ||
| Magnets | Amazon | DIYMAG Magnetic Hooks 40lbs | |
| Needles | Med-Vet Intl. | 26400 | |
| Neomycin/Polymixin/Bacitracin with Hydrocortisone Ophthalmic Ointment, 3.5 g | Med-Vet Intl. | RXNPB-HC | |
| Oasis Absorbable Suture | Med-Vet Intl. | MV-H821-V | |
| Predator (Ferret) Odor Towels | Marshall BioResources | ||
| PVC pipe | |||
| Reflex Wound Clip Remover | CellPoint Scientific | ||
| Reflex Wound Clip, 7 mm (mouse) | CellPoint Scientific | ||
| Reflex Wound Clip, 9 mm (rat) | CellPoint Scientific | ||
| Srerile Autoclip, 7 mm (mouse) | CellPoint Scientific | Wound Clip Applier (mouse) | |
| Stainless Strainers Interval Seasonings Tea Infuser | Amazon | ||
| Sterile Autoclip, 9 mm (rat) | CellPoint Scientific | Wound Clip Applier (rat) | |
| Sterile Saline | Med-Vet Intl. | RX0.9NACL-10 | |
| Surgical Scissors | Fisher Scientific | 08-951-5 | |
| Surgical Sheets | |||
| Towels (Control/Habituation) | Amazon | 100% Cotton Towels, white | |
| Transponders | BioMedic Data Systems | Model: IPTT-300 | |
| Transponders Reader | BioMedic Data Systems | Model: DAS-8027-IUS/ DAS-7007R | |
| Versaclean | Fisher Scientific | 18-200-700 | liquid detergent |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 22-246-073 | |
| Wedge pieces for PVC pipe |
References
- Periasamy, M., Herrera, J. L., Reis, F. C. G. Skeletal muscle thermogenesis and its role in whole body energy metabolism. Diabetes Metabolism Journal. 41 (5), 327-336 (2017).
- Rowland, L. A., Bal, N. C., Periasamy, M. The role of skeletal-muscle-based thermogenic mechanisms in vertebrate endothermy. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society. 90 (4), 1279-1297 (2015).
- Maurya, S. K., et al. Sarcolipin is a key determinant of the basal metabolic rate, and its overexpression enhances energy expenditure and resistance against diet-induced obesity. Journal of Biological Chemistry. 290 (17), 10840-10849 (2015).
- Grigg, G., et al. Whole-body endothermy: Ancient, homologous and widespread among the ancestors of mammals, birds and crocodylians. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society. 97 (2), 766-801 (2022).
- Franck, J. P. C., Slight-Simcoe, E., Wegner, N. C. Endothermy in the smalleye opah (Lampris incognitus): A potential role for the uncoupling protein sarcolipin. Comparative Biochemistry and Physiology - Part A: Molecular & Integrative Physiology. 233, 48-52 (2019).
- Nowack, J., et al. Muscle nonshivering thermogenesis in a feral mammal. Scientific Reports. 9, 6378 (2019).
- Oliver, S. R., Anderson, K. J., Hunstiger, M. M., Andrews, M. T. Turning down the heat: Down-regulation of sarcolipin in a hibernating mammal. Neuroscience Letters. 696, 13-19 (2019).
- Gorrell, E., et al. Skeletal muscle thermogenesis induction by exposure to predator odor. The Journal of Experimental Biology. 223, Pt 8 (2020).
- Gavini, C. K., et al. Leanness and heightened nonresting energy expenditure: Role of skeletal muscle activity thermogenesis. The American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 306 (6), 635-647 (2014).
- Almundarij, T. I., Gavini, C. K., Novak, C. M. Suppressed sympathetic outflow to skeletal muscle, muscle thermogenesis, and activity energy expenditure with calorie restriction. Physiological Reports. 5 (4), 13171 (2017).
- Harshaw, C., Lanzkowsky, J., Tran, A. D., Bradley, A. R., Jaime, M. Oxytocin and 'social hyperthermia': Interaction with beta3-adrenergic receptor-mediated thermogenesis and significance for the expression of social behavior in male and female mice. Hormones and Behavior. 131, 104981 (2021).
- Caldwell, H. K. Oxytocin and vasopressin: Powerful regulators of social behavior. The Neuroscientist. 23 (5), 517-528 (2017).
- Harshaw, C., Leffel, J. K., Alberts, J. R. Oxytocin and the warm outer glow: Thermoregulatory deficits cause huddling abnormalities in oxytocin-deficient mouse pups. Hormones and Behavior. 98, 145-158 (2018).
- Gavini, C. K., Britton, S. L., Koch, L. G., Novak, C. M. Inherently lean rats have enhanced activity and skeletal muscle response to central melanocortin receptors. Obesity. 26 (5), 885-894 (2018).
- Gavini, C. K., Jones, W. C., Novak, C. M. Ventromedial hypothalamic melanocortin receptor activation: regulation of activity energy expenditure and skeletal muscle thermogenesis. The Journal of Physiology. 594 (18), 5285-5301 (2016).
- Zaretsky, D. V., Romanovsky, A. A., Zaretskaia, M. V., Molkov, Y. I. Tissue oxidative metabolism can increase the difference between local temperature and arterial blood temperature by up to 1.3(o)C: Implications for brain, brown adipose tissue, and muscle physiology. Temperature. 5 (1), 22-35 (2018).
- Yoo, Y., et al. Exercise activates compensatory thermoregulatory reaction in rats: A modeling study. Journal of Applied Physiology. 119 (12), 1400-1410 (2015).
- Langer, F., Fietz, J. Ways to measure body temperature in the field. Journal of Thermal Biology. 42, 46-51 (2014).
- Pence, S., et al. Central apolipoprotein A-IV stimulates thermogenesis in brown adipose tissue. International Journal of Molecular Sciences. 22 (3), 1221 (2021).
- Li, D., et al. Homeostatic disturbance of thermoregulatory functions in rats with chronic fatigue. Journal of Neuroscience Research. 165, 45-50 (2021).
- Carlier, J., et al. Pharmacodynamic effects, pharmacokinetics, and metabolism of the synthetic cannabinoid AM-2201 in male rats. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 367 (3), 543-550 (2018).
- Pato, A. M., Romero, D. M., Sosa Holt, C. S., Nemirovsky, S. I., Wolansky, M. J. Use of subcutaneous transponders to monitor body temperature in laboratory rats. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 114, 107145 (2022).
- Almeida, D. L., et al. Lean in one way, in obesity another: Effects of moderate exercise in brown adipose tissue of early overfed male Wistar rats. International Journal of Obesity. 46 (1), 137-143 (2022).
- Brito, M. N., Brito, N. A., Baro, D. J., Song, C. K., Bartness, T. J. Differential activation of the sympathetic innervation of adipose tissues by melanocortin receptor stimulation. Endocrinology. 148 (11), 5339-5347 (2007).
- Vaughan, C. H., Shrestha, Y. B., Bartness, T. J. Characterization of a novel melanocortin receptor-containing node in the SNS outflow circuitry to brown adipose tissue involved in thermogenesis. Brain Research. 1411, 17-27 (2011).
- Kort, W. J., Hekking-Weijma, J. M., TenKate, M. T., Sorm, V., VanStrik, R. A microchip implant system as a method to determine body temperature of terminally ill rats and mice. Laboratory Animals. 32 (3), 260-269 (1998).
- Mei, J., et al. Body temperature measurement in mice during acute illness: Implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry. Scientific Reports. 8, 3526 (2018).
- Warn, P. A., et al. Infrared body temperature measurement of mice as an early predictor of death in experimental fungal infections. Laboratory Animals. 37 (2), 126-131 (2003).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Fiebig, K., Jourdan, T., Kock, M. H., Merle, R., Thone-Reineke, C. Evaluation of infrared thermography for temperature measurement in adult male NMRI nude mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 57 (6), 715-724 (2018).
- Franco, N. H., Geros, A., Oliveira, L., Olsson, I. A. S., Aguiar, P. ThermoLabAnimal - A high-throughput analysis software for non-invasive thermal assessment of laboratory mice. Physiology & Behavior. 207, 113-121 (2019).
- Koganti, S. R., et al. Disruption of KATP channel expression in skeletal muscle by targeted oligonucleotide delivery promotes activity-linked thermogenesis. Molecular Therapy. 23 (4), 707-716 (2015).
- Bal, N. C., Periasamy, M. Uncoupling of sarcoendoplasmic reticulum calcium ATPase pump activity by sarcolipin as the basis for muscle non-shivering thermogenesis. Philosophical Transactions of the Royal Society B. 375 (1793), 20190135 (2020).
- Hicks, C., et al. Body temperature and cardiac changes induced by peripherally administered oxytocin, vasopressin and the non-peptide oxytocin receptor agonist WAY 267,464: a biotelemetry study in rats. British Journal of Pharmacology. 171 (11), 2868-2887 (2014).
- Kasahara, Y., et al. Oxytocin receptor in the hypothalamus is sufficient to rescue normal thermoregulatory function in male oxytocin receptor knockout mice. Endocrinology. 154 (11), 4305-4315 (2013).
- Kasahara, Y., et al. Role of the oxytocin receptor expressed in the rostral medullary raphe in thermoregulation during cold conditions. Frontiers in Endocrinology. 6, 180 (2015).
- Yuan, J., Zhang, R., Wu, R., Gu, Y., Lu, Y. The effects of oxytocin to rectify metabolic dysfunction in obese mice are associated with increased thermogenesis. Molecular and Cellular Endocrinology. 514, 110903 (2020).
- Scholl, J. L., Afzal, A., Fox, L. C., Watt, M. J., Forster, G. L. Sex differences in anxiety-like behaviors in rats. Physiology & Behavior. 211, 112670 (2019).
