Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Vurdere endringer i synaptisk plastisitet ved hjelp av en våken lukket hodeskademodell av mild traumatisk hjerneskade

Published: January 20, 2023 doi: 10.3791/64592
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1
1Division of Medical Sciences, University of Victoria, 2Island Medical Program, University of British Columbia

Summary

Her er det demonstrert hvordan en våken lukket hodeskademodell kan brukes til å undersøke effekten av gjentatt mild traumatisk hjerneskade (r-mTBI) på synaptisk plastisitet i hippocampus. Modellen replikerer viktige egenskaper ved r-mTBI hos pasienter og brukes sammen med in vitro elektrofysiologi.

Abstract

Milde traumatiske hjerneskader (mTBI) er et utbredt helseproblem i Nord-Amerika. Det er økende press for å bruke økologisk gyldige modeller av mTBI med lukket hode i preklinisk setting for å øke oversettbarheten til den kliniske populasjonen. Den våkne lukkede hodeskademodellen (ACHI) bruker en modifisert kontrollert kortikal påvirkning for å levere lukket hodeskade, indusere klinisk relevante atferdsunderskudd uten behov for kraniotomi eller bruk av bedøvelse.

Denne teknikken induserer normalt ikke dødsfall, kraniebrudd eller hjerneblødninger, og er mer forenlig med å være en mild skade. Faktisk gjør den milde naturen til ACHI-prosedyren den ideell for studier som undersøker repeterende mTBI (r-mTBI). Økende bevis indikerer at r-mTBI kan resultere i en kumulativ skade som gir atferdssymptomer, nevropatologiske forandringer og nevrodegenerasjon. r-mTBI er vanlig hos ungdom som driver med idrett, og disse skadene oppstår i en periode med robust synaptisk omorganisering og myelinisering, noe som gjør den yngre befolkningen spesielt sårbar for de langsiktige påvirkningene av r-mTBI.

Videre forekommer r-mTBI ved partnervold, en tilstand der det er få objektive screeningtiltak. I disse forsøkene ble synaptisk funksjon vurdert i hippocampus hos unge rotter som hadde opplevd r-mTBI ved hjelp av ACHI-modellen. Etter skadene ble en vevskutter brukt til å lage hippocampusskiver for å evaluere toveis synaptisk plastisitet i hippocampus enten 1 eller 7 dager etter r-mTBI. Samlet sett gir ACHI-modellen forskere en økologisk gyldig modell for å studere endringer i synaptisk plastisitet etter mTBI og r-mTBI.

Introduction

Traumatisk hjerneskade (TBI) er et betydelig helseproblem, med ~ 2 millioner tilfeller i Canada og USA hvert år 1,2. TBI påvirker alle aldersgrupper og kjønn og har en forekomst som er større enn noen annen sykdom, spesielt inkludert brystkreft, aids, Parkinsons sykdom og multippel sklerose3. Til tross for utbredelsen av TBI, er patofysiologien fortsatt dårlig forstått, og behandlingsalternativene er begrensede. Delvis skyldes dette at 85% av alle TBI er klassifisert som milde (mTBI), og mTBI har tidligere blitt antatt å produsere bare begrensede og forbigående atferdsendringer uten langsiktige nevropsykiatriske konsekvenser 4,5. Det er nå anerkjent at mTBI-gjenoppretting kan ta uker til år5,6, utløse mer alvorlige nevrologiske tilstander4, og at selv gjentatte "sub-concussive" påvirkninger påvirker hjernen7. Dette er alarmerende ettersom idrettsutøvere i idretter som hockey/fotball har >10 hjernerystelser per kamp/treningsøkt 7,8,9,10.

Ungdom har den høyeste forekomsten av mTBI, og i Canada vil omtrent en av 10 tenåringer søke medisinsk hjelp for en sportsrelatert hjernerystelse årlig11,12. I virkeligheten kan enhver sub-hjernerystende hodepåvirkning eller mTBI forårsake diffus skade på hjernen, og dette kan også skape en mer sårbar tilstand for påfølgende skader og / eller mer alvorlige nevrologiske tilstander 13,14,15,16,17. I Canada er det anerkjent juridisk via Rowans lov at tidligere skade kan øke hjernens sårbarhet for ytterligere skade18, men mekanistisk forståelse av r-mTBI forblir sørgelig utilstrekkelig. Det er imidlertid klart at single og r-mTBI kan påvirke læringskapasiteten i løpet av skoleårene 19,20, ha kjønnsspesifikke utfall 21,22,23,2 4, og svekke kognitiv kapasitet senere i livet16,25,26. Faktisk forbinder kohortanalyser sterkt r-mTBI tidlig i livet med demens senere på27,28. r-mTBI er også potensielt assosiert med kronisk traumatisk encefalopati (CTE), som er preget av akkumulering av hyperfosforylert tau-protein og progressiv kortikal atrofi og utfelt av signifikant betennelse 27,29,30,31. Selv om koblingene mellom r-mTBI og CTE for tiden er kontroversielle32, vil denne modellen tillate dem å bli utforsket mer detaljert i en preklinisk setting.

En mTBI blir ofte beskrevet som en "usynlig skade", da den forekommer i en lukket skalle og er vanskelig å oppdage selv med moderne bildebehandlingsteknikker33,34. En nøyaktig eksperimentell modell av mTBI bør følge to prinsipper. Først bør den rekapitulere de biomekaniske kreftene som normalt observeres i den kliniske populasjonen35. For det andre bør modellen indusere heterogene atferdsutfall, noe som også er svært utbredt i kliniske populasjoner36,37,38. For tiden har flertallet av prekliniske modeller en tendens til å være mer alvorlige, og involverer kraniotomi, stereotaktisk hodestøtte, anestesi og kontrollerte kortikale påvirkninger (CCI) som gir betydelig strukturell skade og mer omfattende atferdsunderskudd enn normalt observert klinisk33. En annen bekymring med mange prekliniske modeller for hjernerystelse som involverer kraniotomier, er at denne prosedyren i seg selv skaper betennelse i hjernen, og dette kan forverre mTBI-symptomer og nevropatologi fra enhver senere skade39,40. Anestesi introduserer også flere komplekse forstyrrelser, inkludert reduksjon av betennelse 41,42,43, modulerende mikroglialfunksjon44, glutamatfrigivelse 45, Ca2+ inngang gjennom NMDA-reseptorer 46, intrakranielt trykk og cerebral metabolisme 47. Anestesi introduserer videre forstyrrelser ved å øke blod-hjernebarrieren (BBB) permeabilitet, tau-hyperfosforylering og kortikosteroidnivåer, samtidig som kognitiv funksjon reduseres 48,49,50,51. I tillegg representerer diffuse, lukkede hodeskader de aller fleste kliniske mTBIs52. De tillater også en å bedre studere de mange faktorene som kan påvirke atferdsutfall, inkludert kjønn21, alder 53, inter-skadeintervall15, alvorlighetsgrad54 og antall skader23.

Retningen av de akselererende / retardative kreftene (vertikal eller horisontal) er også en viktig faktor for atferdsmessige og molekylære utfall. Forskning fra Mychasiuk og kolleger har sammenlignet to modeller av diffus lukket hodet mTBI: vektfall (vertikale krefter) og lateral påvirkning (horisontale krefter)55. Både atferdsmessige og molekylære analyser viste heterogene modell- og kjønnsavhengige utfall etter mTBI. Dermed er dyremodeller som bidrar til å unngå kirurgiske prosedyrer, samtidig som de inkorporerer lineære og rotasjonskrefter, mer representative for de fysiologiske forholdene under hvilke disse skadene normalt forekommer33,56. ACHI-modellen ble opprettet som svar på dette behovet, noe som muliggjør rask og reproduserbar induksjon av mTBI hos rotter samtidig som man unngår prosedyrer (dvs. anestesi) som er kjent for å skjevhet kjønnsforskjeller57.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Godkjenning for alle dyreprosedyrer ble gitt av University of Victoria Animal Care Committee i samsvar med Canadian Council on Animal Care (CCAC) standarder. Alle hannrotter av Long-Evans ble avlet internt eller kjøpt (se materialfortegnelsen).

1. Bolig- og avlsforhold

  1. La dyrene akklimatisere seg til sitt boligmiljø i 1 uke før avvenning på barseldagen (PND) 21.
  2. Hold rottene i standard burhus ved 22,5 °C ± 2,5 °C, med ad libitum tilgang til mat og vann, i en 12 timers lys/mørk syklus.
  3. Grupper og hus dyrene med to eller tre kjønnsmatchede kullkamerater og tilordne dem tilfeldig til enten humbug eller r-mTBI-forhold.
  4. Utfør alle prosedyrer mellom 07:30 og 23:30.

2. Oppsett av våken lukket hodeskade prosedyre

  1. Plassering en 2,75 i. skumpute med lav tetthet (100 cm x 15 cm x 7 cm) under kollisjonen for å tillate roterende hodebevegelse.
    MERK: Skumputen hadde en fjærkonstant på ~2 500 N/m, men kan variere mellom 3 100 og 5 600 N/m58. Fasthetsnivået (lavt, middels og høyt) har ikke vist seg å prediktere skadeutfall59. Skumputen er et ikke-forbrukbart materiale. Den byttes normalt ut årlig eller hvis den er tilsmusset eller skadet.
  2. Slå på den modifiserte kortikale slagenheten (figur 1A), og sett hastigheten til 6 m / s.
    MERK: Disse spesifikasjonene er utformet for å fremkalle akutt nevrologisk svekkelse hos unge og unge rotter som er analoge med trekk ved en mTBI, men slike parametere er kanskje ikke egnet for eldre dyr eller andre arter (f.eks. mus eller ilder). For en gjennomgang av vanlige ACHI-parametere, se60.

3. Induksjon av mTBI

  1. Når rottene når PND 24, flytt dem inn i prosedyrerommet der prosedyrene skal utføres. Sørg for at dette rommet er atskilt fra deres normale boligmiljø.
  2. Plasser rotta forsiktig i en fastholdende kjegle, og sørg for at snuten og neseborene er nær kjeglens lille åpning for å muliggjøre tilstrekkelig ventilasjon. Bruk en hårklipp av plast for å holde kjeglen lukket i den kaudale enden for å forhindre bevegelse når rotta er plassert i fastholdelseskeglen.
    1. Bruk fastholdelsespoeng for å registrere dyrenes overholdelse eller toleranse med fastholdelseskjeglen og ACHI-prosedyren.
      MERK: Fastholdelsesskåren kan brukes som en vurdering av stress hos dyrene. Dermed kan eksklusjonskriterier utvikles ved hjelp av fastholdelsesskår for å redusere variabilitet mellom som oppstår på grunn av overdreven stressrespons.
      1. Gi en poengsum fra 0 til 4 basert på dyrets vilje til å gå inn i kjeglen, deres bevegelser og vokaliseringer. Gi en score på 0 hvis det ikke er motstand mot tilbakeholdenheten, mens en poengsum på 1 tilsvarer at dyret blir 1-2x og lite eller ingen vokalisering eller squirming. Gi en poengsum på 2 hvis dyret har blitt 2-3x og viser litt vokalisering eller squirming. Gi en fastholdelsesscore på 3 hvis dyret har blitt 5-10x og viser flere vokaliseringer og squirming. Til slutt, gi en poengsum på 4 hvis dyret har slått mer enn 10x med hyppige vokaliseringer og squirming.
        MERK: Denne informasjonen finnes også på selve skåringsarket (tilleggstabell S1 og tilleggstabell S2).
  3. Mens rotta er fastholdt, plasserer du hjelmen manuelt (figur 1B) over midtlinjen, med målskiven over venstre isselapp (figur 1C,D).
  4. Plasser rotta på skumputen og sett støten manuelt til forlengeposisjon . Senk slagspissen manuelt slik at den kommer i kontakt med målskiven på hjelmen. Sett støtet manuelt i Retract-posisjon for å få sammenstøtet til å trekke seg 10 mm over hjelmen.
  5. Bruk hjulet på den stereotaktiske armen til å senke slagspissen med 10 mm slik at den igjen berører målskiven på hjelmen. Vri slagbryteren slik at dyrets hode akselereres raskt i 10 mm ved 6 m/s.
  6. Når enheten er aktivert, fjern dyret umiddelbart fra fastholdelseskeglen og fortsett med å utføre en umiddelbar nevrologisk vurderingsprotokoll (NAP).
    MERK: For de nåværende forsøkene ble denne protokollen gjentatt åtte ganger totalt med 2 timers intervaller.

4. Induksjon av sham skade

  1. Følg alle eksperimentelle prosedyrer som beskrevet ovenfor i avsnitt 3, men plasser rotta ved siden av banen til slagstempelet, slik at ingen skade blir levert.

5. Nevrologisk vurderingsprotokoll

MERK: NAP kan brukes til å måle bevissthetsnivået, samt kognitiv og sensorimotorisk funksjon.

  1. Ved baseline og umiddelbart etter induksjon av mTBI eller narreskade, vurder rottene ved hjelp av NAP som beskrevet i56,61. På et bord plasserer du rottenes hjemmebur og et restitusjonsbur med 100 cm mellomrom. Sentrer balansebjelken jevnt på toppen av begge merdene. I tillegg legger du et brettet håndkle eller ekstra demping under balansebjelken.
  2. Vurder om nødvendig bevissthetsnivået. Hvis dyrene ikke reagerer etter mTBI, vurder apné (pustestopp) og eventuell forsinkelse i høyrerefleksen ved å bruke en stoppeklokke for å registrere tiden det tar for dyret å gjenoppta pusten og / eller rette seg fra en liggende i utsatt stilling.
    MERK: Tap av rettende refleks og apné er sjeldne med ACHI-modellen, men de kan av og til observeres hos unge dyr.
  3. Vurder rottens kognitive og sensorimotoriske funksjon ved hjelp av følgende testsekvens. Administrer disse testene raskt etter hverandre etter vurdering av bevissthet.
    MERK: Summen av disse fire testene gir en total poengsum ut av 12, hvis det ikke er noen observerte atferdsmessige underskudd. Underskudd forringer denne poengsummen.
    1. Skremmende respons
      1. Plasser rotta i det tomme restitusjonsburet og klapp høyt (50 cm) over buret. Registrer dyrets respons på støyen ved hjelp av følgende poengsystem:
        3 = Rask skremmereaksjon på lyd (f.eks. ørebevegelser/rykninger, hopp, frysing av hele kroppen).
        2 = Langsom reaksjon eller svak frysereaksjon på lyd.
        1 = Bare ørebevegelser observert.
        0 = Ingen reaksjon på lyd.
    2. Lem forlengelse
      1. Med bjelken (100 cm lang x 2 cm bred x 0,75 cm tykk) plassert horisontalt over rottens hjem og gjenopprettingsbur, plukk opp rotta ved bunnen av halen og hold den nær bjelken. Sørg for at rotta er nær nok til å kunne gripe den lett. Vurder rottens evne til å strekke begge lemmer ut til strålen med følgende scoring system:
        3 = Full forlengelse av begge forbenene og griper bjelken.
        2 = Bare ett lem er forlenget.
        1 = Intermitterende forlengelse eller tilbaketrekking av forben.
        0 = Forbena er halte/ingen forlengelse.
    3. Strålevandring
      1. Plasser dyret i midten av den horisontale strålen ved 50 cm-merket som vender mot hjemmeburet. Sørg for at strålen er fordelt likt mellom rottens hjemmebur og oppvåkningsbur (plassert ~ 80 cm fra hverandre). La rotta gå over bjelken. Vurder rottens evne til å balansere og gå med følgende poengsystem:
        3 = Går vellykket over bjelken med mindre enn to fotglipper innen 10 s.
        2 = Vellykket går bjelken, men mer enn to fotglipper observeres.
        1 = Ikke-lokomotivbevegelse, svømmebevegelse.
        0 = Kan ikke gå langs bjelken eller ikke i stand til å bevege seg innen 10 s.
    4. Roterende stråle
      1. Plasser rotta i midten av strålen, og sørg for at rotta er balansert. Løft bjelken 80 cm over et håndkle eller polstret overflate og begynn å rotere strålen manuelt med en rotasjonshastighet per sekund i 4 s (totalt fire rotasjoner). Vurder rottens evne til å forbli på strålen når den roterer med følgende poengsystem:
        3 = Rotte forblir på bjelken for alle fire rotasjoner.
        2 = Rotte faller på den fjerde rotasjonen.
        1 = Rotte faller på den andre eller tredje rotasjonen.
        0 = Rotte faller under den første rotasjonen.
  4. Når du har fullført NAP, returner mTBI og sham rotter til sine hjembur. Gjenta etter behov for r-mTBI-prosedyrer. Overvåk dyrenes velvære etter skader med sjekklisten for overvåking på bursiden (tilleggsfil 1). Hvis det er noen indikasjon på abnormitet (en score som ikke er N) under overvåking på bursiden, bør en full smertescore tas med Pain Scale and Advanced Monitoring Checklist after Head Impact (tilleggsfil 2).

6. Stykke forberedelse

MERK: I den nåværende studien ble synaptisk plastisitet vurdert hos dyr etter r-mTBI enten 1 eller 7 dager etter mTBI. På disse dagene ble dyrene brakt individuelt inn i laboratoriet i dekkede bur før ofring.

  1. Sett i kjøleskap (-20 °C) over natten alle kirurgiske verktøy (figur 2A) som kreves for å lage hippocampusskiver: standard saks, dissekere saks, tang, rongeurs, slikkepotter og kjøleblokk.
    MERK: Vevslimet og inkubasjonskammeret skal ikke oppbevares i kjøleskap.
  2. Klargjør kunstig cerebrospinalvæske (aCSF) inneholdende 125 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaHPO 4, 25 mM NaHCO 3, 2 mM CaCl 2,1,3 mM MgCl 2 og 10 mM dekstrose (300 ± 10 mOsm; pH 7,2-7,4).
    MERK: Hovedløsningen av aCSF må kontinuerlig bobles med karbogen (95% O 2/5% CO2) så lenge protokollen varer.
  3. Før avliving av dyret (trinn 6.8), tilbered 12,5 ml agarose. Løs opp 0,25 g agarose i 12,5 ml fosfatbufret saltvann (1x PBS) ved mikrobølgeovn i et 50 ml konisk rør i trinn på 10 s.
  4. Hold agarose varm (42 °C) og rist i en varmeplate for å hindre at den stivner.
  5. Sett opp en skjærestasjon på is, inkludert en petriskål og et lite beger (50 ml) fylt med iskald aCSF (4 °C) og en veltet petriskål med et stykke fuktet filterpapir på toppen (figur 2A). Boble kontinuerlig aCSF i det lille begeret med karbogen.
  6. Varm vannbadet til 32 °C. Fyll restitusjonskammeret med aCSF og boble kontinuerlig med karbogen (figur 2B).
  7. Transporter dyret til forsøksrommet.
  8. Bedøv dyret med 5% isofluran som inhalasjonsmiddel (inntil mangel på abstinensrefleks) og halshugg det deretter raskt ved hjelp av en liten giljotin.
  9. Dissekere hjernen fra skallen i petriskålen fylt med iskald (4 ° C) aCSF, hold skallen nedsenket i aCSF for å hjelpe raskt å avkjøle vevet.
    MERK: Denne prosedyren krever normalt under 5 minutter, men hastigheten på hjernefjerning er ikke en kritisk faktor hvis hjernen er nedsenket i kjølt aCSF.
  10. Plasser hjernen i det lille begeret av kjølt og karbogenert aCSF for å rengjøre og avkjøle prøven ytterligere.
  11. Flytt hjernen til petriskålen opp-ned og legg den på filterpapiret. Bruk en skarp skalpell for å fjerne lillehjernen og prefrontal cortex for å "blokkere" hjernen. Skill de to halvkule ved å lage et kutt ned midtlinjen i hjernen.
    MERK: Følgende protokoll utføres én halvkule om gangen. Det er viktig at halvkulen som ikke forberedes for øyeblikket, forblir nedsenket i begeret av iskald (4 ° C) karbogenert aCSF.
  12. For å lage tverrgående hippocampusskiver, plasser halvkule på medialoverflaten. Vipp bladet av en skalpell ved ~ 30 ° innover og fjern en tynn skive fra hjernens dorsale overflate for å gi en flat overflate for hjernen som skal monteres på stempelet som brukes av sliceren. Vend hjernen på dorsaloverflaten og drypp papiret forsiktig på tørt filterpapir for å fjerne overflødig aCSF. Bruk cyanoakrylat lim, fest hjernens dorsale overflate til stempelet, og la den ventrale overflaten stå oppreist.
    MERK: Forsikre deg om at limet ikke løper over kanten av stempelet, da dette vil føre til at det fester seg til metallrøret som brukes til å inneholde agarosen og forhindrer bevegelse av stempelet.
  13. Forleng stempelets ytre rør over hjernen og hell væsken agarose inn i røret til hjernen er helt dekket. Stivn agarosen raskt ved å klemme en kjøleblokk over stempelrøret (figur 2A).
  14. Plasser stempelet i kammeret til kutteren og fest kammeret med en skrue. Fest bladet og tilsett iskald, oksygenert aCSF i kuttekammeret.
  15. På sliceren (figur 2B) setter du skjærehastigheten til 4, svingning til 6 og setter bryteren kontinuerlig/enkel kutting til kontinuerlig. Trykk på start for å begynne å seksjonere hjernen ved 400 μm.
  16. Når skjæreren deler hjernen, bruker du en pasteurpipette med stor diameter for å overføre hver skive til restitusjonsbadet av oksygenert aCSF når den snittes (figur 2C).
    MERK: Når hver skive kuttes, kan den plasseres sekvensielt i de forskjellige brønnene i restitusjonsbadet. Denne protokollen gir vanligvis mellom seks og åtte skiver, som inneholder hippocampus for hver halvkule. Et rotteatlas62 kan brukes til å identifisere den dorsal-ventrale posisjonen til individuelle skiver i rottehjernen.
  17. La skivene gro ved 32 °C i 30 minutter og la dem deretter gro i ytterligere 30 minutter ved romtemperatur (23 °C).
  18. Gjenta disse trinnene for å lage stykker fra den andre halvkule.

7. Feltelektrofysiologi

MERK: For å hente ekstracellulære feltopptak fra gyrus dentate (DG), utfør følgende trinn. Etter 60 minutters utvinning er individuelle hippocampus-skiver klare for ekstracellulære feltopptak.

  1. Bruk en kommersielt tilgjengelig mikropipetteavtrekker til å trekke opptakselektroder (1-2 MΩ) fra 10 cm borosilikatglasskapillærer med en ytre diameter på 1,5 mm og en indre diameter på 1,1 mm.
    MERK: Opptakselektroden skal ha en motstand på ~ 1 MΩ og spissene skal være ~ 1 mm i størrelse. Konsistens i elektrodeparametere er viktig for gode opptak.
  2. Slå på datamaskinen og utstyret som skal brukes til opptak: forsterkeren, digitalisereren, stimulatoren, mikromanipulatoren, temperaturregulatoren, mikroskoplyset og vakuumpumpen.
  3. Fyll et beger med aCSF og koble det til et tyngdekraftskontrollert perfusjonssystem. Åpne aCSF-ventilen på perfusjonssystemet for å starte en strøm av aCSF gjennom perfusjonskammeret. Oppretthold en strømningshastighet på omtrent ett eller to drypp/s eller 2 ml/min. Kontinuerlig karbogenat aCSF i løpet av elektrofysiologiske registreringer.
    MERK: Det er viktig å opprettholde en konstant drypphastighet av karbogenert aCSF under feltopptak. Det er også viktig at referanseelektroden er helt nedsenket i aCSF.
  4. Bruk en Pasteur-pipette til å overføre et hippocampus-stykke fra oppvåkningsbadet til perfusjonskammeret som kontinuerlig gjennomsyres med karbogenert aCSF og vedlikeholdes ved 30 ± 0,5 °C. Orienter hjernestykket slik at gyrus dentate og granulatcellelaget er synlige i synsfeltet. Stabiliser skiven med bøyde trådvekter. Start dataprogramvaren for datainnsamling.
    MERK: Det kan være nyttig å slå av vakuumpumpen under dette trinnet for å tillate fri manipulering av vevet. Dette bør gjøres raskt, da for mye manipulasjon kan skade vevet. I tillegg kan perfusjonskammeret flyte over med aCSF hvis dette tar for mye tid. Når vevet er riktig orientert og stabilisert, slå på vakuumpumpen.
  5. Bruk et oppreist mikroskop for å visualisere DG med skrå optikk. Plasser en konsentrisk bipolar stimulerende elektrode for å aktivere fibrene i den mediale perforantbanen (MPP) i den midterste tredjedelen av molekyllaget. Plasser deretter en glassmikropipette, fylt med aCSF i MPP (figur 3A,B). Begynn med elektrodene lenger fra hverandre (dvs. den stimulerende elektroden nær CA3 og opptakselektroden like over genu av DG), da berøring av vevet vil forårsake skade på fibrene.
    MERK: Optimalt bør alle opptak ha elektrodene plassert like langt fra cellelaget, omtrent 200 μm fra hverandre.
  6. Når de stimulerende og opptakselektrodene er plassert, visualiser de fremkalte feltresponsene ved hjelp av en forsterker, en digitaliserer og opptaksprogramvare.
  7. For å finne et passende felteksitatorisk postsynaptisk potensial (fEPSP), stimuler vevet med 0,12 ms nåværende pulser ved 0,2 Hz (hver 5. s) når brukeren er dyktig til å finne svar, eller ved 0,067 Hz (hver 15. s) for mindre dyktige brukere for å unngå overstimulering. Forsikre deg om at fEPSP har en minimumsamplitude på 0,7 mV med en klar fibervolley som er mindre enn fEPSP.
    MERK: Det er viktig å plassere begge elektrodene like langt fra cellelaget for å oppnå maksimale feltresponser og langt nok fra hverandre (dvs. ~ 200 μm) for å generere en liten fibervolley. Små justeringer i elektrodeposisjon kan bidra til å forbedre amplituden av responsen, selv om disse bør holdes på et minimum for å unngå vevskader.
  8. Bestem maksimal fEPSP-amplitude ved å øke stimuleringsintensiteten og still deretter simuleringsintensiteten slik at fEPSP er på 70% av maksimal amplitude.
    MERK: Maksimal amplitude er satt til 70 % for studier med langtidsdepresjon (LTD) og til 50 % for langtidspotensieringsstudier (LTP). Maksimal amplitude bestemmes ved å justere stimuleringsstyrken til fEPSP ikke lenger øker i amplitude. For en fEPSP med en maksimal amplitude på 2 mV, vil responsstørrelsen da bli justert til 1,4 mV for LTD-studier og 1,0 mV for LTP-studier, for å gi rom for at fEPSP kan trykke ned eller potensere (henholdsvis).
  9. Etabler en stabil prekondisjoneringsgrunnlinje i 20 minutter med 0,12 ms pulsslag levert ved 0,067 Hz. For at skiver skal betraktes som stabile, se etter <10 % variasjon i den første skråningen til fEPSP og for helningen på linjen med best passform gjennom de plottede fEPSP-skråningene til å være <0,5. Fortsett med de neste trinnene i opptaket når EPSP-er er bekreftet å være stabile i 20 minutter.
    MERK: Ulike reseptorantagonister kan legges til aCSF for å blokkere eller forbedre LTD og LTP. Hvis det er nødvendig, må du sørge for at skivene eksponeres for disse farmakologiske legemidlene i løpet av denne basisperioden, og at kravene til stabile registreringer er oppfylt. Sefor eksempel 63,64,65.
  10. Først bestemme endringer i grunnleggende synaptiske egenskaper ved hjelp av par-puls stimuli og ved å konstruere stimulus-respons input-output kurver. For parpulstesten, bruk en serie parrede pulser med et interpulsintervall på 50 ms ved 0,033 Hz. For inngangsutgangskurvene, bruk en serie (10) med økende stimulusintensiteter (0,0-0,24 ms) ved 0,033 Hz for å plotte endringen i fEPSP-responsstørrelsen.
  11. For å studere LTD som primært er avhengig av aktivering av CB1-reseptorer 64,66, bruk en 10 Hz-protokoll (6000 pulser ved 10 Hz). Denne protokollen tar 10 minutter å administrere.
  12. For opptak etter kondisjonering, fortsett med enkeltpulsstimulering (0,12 ms med en frekvens på 0,067 Hz) i ytterligere 60 minutter.
  13. Etter postkondisjoneringsregistreringen administrerer du igjen de parede pulsstimuliene, etterfulgt av en inngang-utgangskurve. Sammenlign disse med baseline-opptak for å observere endringer i presynaptiske frigjøringsegenskaper og bidra til å vurdere helsen til stykket for langsiktige opptak.
  14. Vær konservativ under analysen og følg eksklusjonskriteriene når du bestemmer om dataene fra individuelle skiver skal beholdes i det synaptiske plastisitetsdatasettet. Ekskluder stykker som viser en stor stigningstall i en linje med best mulig tilpasning av fEPSP-hellinger under forutsetningsplanen (stigningstall >0,5), ustabilitet i forhåndskondisjoneringsplan (>10 % endring) og eller ustabilitet i etterkondisjoneringsperioden (stigningstall >1,5 i 50–60 minutter med etterkondisjonering).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den våkne lukkede hodeskademodellen er en levedyktig metode for å indusere r-mTBI hos unge rotter. Rotter utsatt for r-mTBI med ACHI-modellen viste ikke åpenbare atferdsunderskudd. Emner i disse forsøkene viste ikke latens til høyre eller apné på noe tidspunkt under r-mTBI-prosedyren, noe som indikerer at dette faktisk var en mild TBI-prosedyre. Subtile atferdsforskjeller dukket opp i NAP; Som beskrevet ovenfor ble rottene skåret på fire sensorimotoriske oppgaver (skremmerespons, lemforlengelse, strålegang og roterende stråle) på en skala fra 0 til 3, hvor 3 ikke representerte noen svekkelse med oppgaven. Således, jo lavere NAP-poengsummen, desto mer svekket var dyret. Ved baseline var det ingen forskjeller i NAP-score mellom humbug og r-mTBI-rotter. Etter alle ACHI-øktene viste r-mTBI-rottene signifikante svekkelser i NAP-oppgavene sammenlignet med humbug (figur 4). Imidlertid, som rapportert tidligere for påvirkninger levert over flere dager (dvs. 2 eller 4 dager), forsterket ikke den påfølgende tilsetningen av skader i løpet av dagen eller ga ytterligere atferdsunderskudd. Dermed produserer ACHI-modellen til r-mTBI subtile, men likevel signifikante, atferdsmessige underskudd under disse akutte tidspunktene etter skade.

Etter skadeprotokollen ble fremkalte feltresponser og synaptisk plastisitet undersøkt i MPP-inngangen til hippocampus DG på dag 1 etter skade (PID1) og PID7. Skivehelse ble undersøkt ved hjelp av fEPSPs som svar på en stigende serie av pulsbredder i hver skive. Som vist i figur 3C var det ingen forskjell i inngangs-utgangskurvene generert i skiver hentet fra humbug og r-mTBI-rotter. For å undersøke frigjøring av presynaptisk transmitter ble det gitt en serie parede pulser (50 ms interpulsintervall), og forholdet mellom størrelsen på den andre fEPSP ble beregnet i forhold til den første fEPSP. Parpulsforholdet var ikke forskjellig mellom humbug- og r-mTBI-rotter (figur 3D). Dermed indikerer disse dataene at r-mTBI ikke endret grunnleggende synaptisk fysiologi i MPP-inngangen til DG. For å undersøke LTD ble en 10 Hz LTD-protokoll administrert for å indusere en LTD avhengig av endocannabinoider64. På PID1 var det en signifikant reduksjon i kapasiteten til MPP-inngangen til DG for å opprettholde LTD (figur 3E). Denne reduksjonen i LTD var imidlertid forbigående, og ved PID7 viste skiver fra humbug og r-mTBI-dyr ekvivalent LTD (figur 3F), selv om det var en indikasjon på en svak trend for skiver fra r-mTBI-dyr å vise en økning i LTD.

Figure 1
Figur 1: ACHI-prosedyreoppsettet som brukes til å modellere r-mTBI . (A) En modifisert kontrollert kortikal kollisjon ble brukt til raskt å forskyve dyrets hode 10 mm med en hastighet på 6,0 m / s. (B,C) Tilpasset 3D-trykt hjelm med et målsted for venstre parietale cortex. (D) Forsøkspersonene ble plassert i en plastpose på en skumplattform, med hjelmen plassert rundt fastklemmen og plassert slik at målstedet er direkte under slagspissen. Forkortelser: ACHI = våken lukket hodeskade; r-mTBI = gjentatt mild traumatisk hjerneskade. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Materialer og oppsett som kreves for stykkeforberedelse. (A) Verktøy som brukes til hjerneekstraksjon, montering, kutting og inkubasjon: (a) dyrkningsfat med filterpapir; (b) forskjellige disseksjonsverktøy, inkludert standard saks, dissekere saks, tang, en rongeur og slikkepotter; c) vevslim, (d) Compresstome stempel og prøverør; (e) fjærblad og bladholder; (f) kjøling blokk; (g) Skjær inkubasjonskammeret. (B) Compresstome vev slicer. (C) Skiver som inkuberes i et bad som inneholder kunstig cerebrospinalvæske som kontinuerlig oksygeneres med 95%O2/5% CO2. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Akutte svekkelser i synaptisk plastisitet hos unge hannrotter på grunn av r-mTBI ved bruk av ACHI-modellen . (A) De viktigste hippocampusveiene. Den mediale perforantbanen består av inngangen fra entorhinal cortex til dentate gyrus (blå). Den mediale perforantbanen tilfører synapse til granulatceller i gyrus dentatus (lilla). (B) Brightfield fotomikrograf av en hippocampus hjerneskive (4x forstørrelse), som viser den faktiske plasseringen av en bipolar stimulerende elektrode (venstre) og en glassopptakselektrodepipette (høyre) i den mediale performantbanen til dentate gyrus. (C) Kryssløpsplott (fEPSP-helling) for forskjellige simuleringsintensiteter (10-300 μs) på PID1 og PID7 for humbug og r-mTBI-rotter. (D) Parpulsforhold for simulert og r-mTBI-rotter (50 ms interpulsintervall). (E) Tidsforløp for fEPSP-endringer før og etter administrering av et LTD-induksjonsparadigme i hippocampusskiver hentet fra humbug- og r-mTBI-rotter ved PID1. (F) Tidsforløp av fEPSP-endringer før og etter administrering av et LTD-induksjonsparadigme i hippocampusskiver oppnådd fra humbug og r-mTBI-rotter ved PID7. Forkortelser: ACHI = våken lukket hodeskade; r-mTBI = gjentatt mild traumatisk hjerneskade; PID = etter skadedagen; fEPSP = felteksitatorisk postsynaptisk potensial. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Akutt nevrologisk svekkelse hos unge hannrotter på grunn av r-mTBI ved bruk av ACHI-modellen. Rottene gjennomgikk åtte ACHI-prosedyrer med 2 timers mellomrom over 1 dag, med en nevrologisk vurderingsprotokoll utført ved baseline og etter hver skade. NAP besto av fire oppgaver: skremmerespons, lemforlengelse, strålegang og roterende bjelke. Hver oppgave ble scoret ut av 3, noe som gir en total mulig poengsum på 12 for hver økt. Data presentert som gjennomsnitt ± SEM. (*) indikerer p < 0,05. Forkortelser: ACHI = våken lukket hodeskade; r-mTBI = gjentatt mild traumatisk hjerneskade; NAP = nevrologisk vurderingsprotokoll. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Tilleggstabell S1: ACHI-prosedyre dyre- og påvirkningsinformasjon. Forkortelse: ACHI = våken lukket hodeskade. Klikk her for å laste ned denne filen.

Tilleggstabell S2: Fastholdelsesskår for våken mTBI. Forkortelse: mTBI = mild traumatisk hjerneskade. "Snu i tilbakeholdenhet" refererer til forskeren som plasserer dyret i fastholdelsen, før han lukker posen rundt halen. Etter at posen er lukket, bør dyret ikke kunne snu. Vokalisering og squirming skal scores etter at posen er lukket. Klikk her for å laste ned denne filen.

Tilleggsfil 1: Sjekkliste for overvåking på bursiden. Klikk her for å laste ned denne filen.

Tilleggsfil 2: Smerteskala og sjekkliste for avansert overvåking. Klikk her for å laste ned denne filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Det meste av preklinisk forskning har benyttet modeller av mTBI som ikke rekapitulerer de biomekaniske kreftene som er sett i den kliniske populasjonen. Her vises det hvordan ACHI-modellen kan brukes til å indusere r-mTBI hos unge rotter. Denne lukkede modellen av r-mTBI har betydelige fordeler i forhold til mer invasive prosedyrer. For det første forårsaker ACHI normalt ikke kraniefrakturer, hjerneblødninger eller dødsfall, som alle vil være kontraindikasjoner av en "mild" TBI i kliniske populasjoner61. For det andre krever ACHI ikke bruk av kraniotomier, noe som er signifikant fordi de er kjent for å forårsake inflammatoriske responser som kan forverre symptomologier og nevropatologi67. For det tredje krever ACHI ikke bruk av anestesi. Dette er også viktig, da anestesi kan ha nevrobeskyttende egenskaper og kan svekke synaptisk plastisitet, i tillegg til læring og minneytelse 48,49,50,51,68. Endelig kan ACHI produsere subtile forbigående endringer i nevrologisk funksjon som kan vurderes umiddelbart etter skade.

Siden ACHI normalt ikke induserer tap av bevissthet eller apné, etterligner denne modellen mTBI i en betydelig andel av den kliniske populasjonen 69,70,71. Til tross for dette ga ACHI-modellen en betydelig reduksjon i NAP-poengsummene. Denne reduksjonen vedvarte ved gjentatt administrering av ACHI-prosedyren, men forverret ikke sensorimotoriske svekkelser i r-mTBI-gruppen. Dette indikerer at ACHI-modellen induserer en mild skade analog med den som er observert etter hjernerystende eller sub-hjernerystende hodepåvirkninger i kliniske populasjoner72,73. En primær fordel med NAP er påvisning av subtile atferdsmessige underskudd sett i den akutte tidsrammen etter r-mTBI. Denne raske undersøkelsen kan tillate forskere å kategorisere rotter basert på deres atferdsresponser. Imidlertid kan bruk av mer robuste atferdstester ved subakutte og kroniske tidspunkter være nødvendig for å oppdage motoriske, kognitive og affektive symptomer74,75,76. Det er viktig å merke seg at mens det ikke var noen forskjeller i NAP-score over de åtte skadene, kan gnageradferd påvirkes av endringer i miljø og kjennskap til eksperimentøren77,78. Rotter bør få lov til å akklimatisere seg til prosedyrerommet før administrering av r-mTBI eller narreskader. I tillegg er det viktig at den enkelte er ansvarlig for å forvalte virkningene for å sikre konsistens.

Til tross for de tidligere nevnte fordelene med ACHI-modellen, er det ikke uten begrensninger. For det første ble paradigmet designet for å etterligne kumulasjonen av påvirkninger i en enkelt økt og ikke repeterende skader etter en gjenopprettingsperiode. Etter skade ligger hjernen i et vindu med cerebral sårbarhet som strekker seg fra 1 til 5 dager etter skade hos gnagere 15,79,80. Å motta åtte skader på en enkelt dag tillater ikke at akutte og subakutte skadekaskader utvikler seg. Derfor, avhengig av forskningsspørsmålet av interesse, kan det hende at skadeparadigmet må justeres innenfor sårbarhetsvinduet. For det andre, mens det er gunstig å begrense bruken av bedøvelse, er en utilsiktet konsekvens av ACHI-modellen å utsette rottene for fastholdelsesstress. Det har vist seg at eksponering for akutte og kroniske stressfaktorer kan initiere en inflammatorisk respons, påvirke en rekke atferd og endre synaptisk plastisitet i hippocampus81,82,83.

Protokollen beskrevet ovenfor gir en klar metode for å produsere høykvalitets tverrgående hippocampusskiver fra r-mTBI-administrerte dyr med ACHI-modellen. I tillegg tillater protokollen stabile elektrofysiologiske opptak og viser at hippocampus fortsatt er i stand til å vise synaptisk plastisitet etter r-mTBI, selv om det kan være forbigående forstyrrelser. Med alle elektrofysiologiske registreringer er skivehelse avgjørende for muligheten til å registrere egnede fEPSP-er. For å bevare hjernevev, før kutting, er det viktig at hjernen forblir iskald i karbogenert aCSF. Hjernens fjerning og kutting bør gjøres raskt, men ikke hvis dette kommer på bekostning av omsorg. Denne protokollen på unge dyr bruker aCSF som skjæreløsning, men avhengig av dyrets alder kan det være nødvendig med beskyttende skjæreløsninger (som kolin-, sukrose-, NMDG- eller glyserolbaserte løsninger)84,85,86.

Feltelektrofysiologiske opptak tillater forskere å måle hippocampus synaptisk plastisitet. Det er imidlertid en rekke begrensninger i teknikken. Prosessen med å kutte hjernen har vist seg å forårsake endringer i ryggraden nummer87, noe som kan påvirke synaptisk plastisitet. Bruk av in vivo-opptak vil bevare spredningsveier og muliggjøre måling av synaptisk plastisitet hos bedøvede eller levende dyr88. I tillegg undersøker bruken av feltopptak egenskapene til grupper av nevroner, men informerer ikke om endringer i individuelle nevroner. Bruk av patch-clamp-opptak av hele celler kan gi tidsmessig detaljert informasjon om nevronegenskaper som respons på farmakologiske eller optogenetiske manipulasjoner89. I tillegg vil kombinasjonen av elektrofysiologiske opptak med komplementære teknikker, for eksempel kalsiumavbildning, vestlig blotting, immunhistokjemi eller elektronmikroskopi, tillate forskere å få innsikt i virkningsmekanismene.

Kognitive underskudd rapporteres ofte etter r-mTBI, og den nåværende protokollen kan bidra til å undersøke noen av de underliggende fysiologiske prosessene forbundet med disse underskuddene. Spesielt åpner den milde karakteren av ACHI-prosedyren muligheten for å undersøke endringer i synaptisk fysiologi over levetiden til dyr som har pådratt seg r-mTBI. ACHI-modellen ser ut til å være en økologisk gyldig modell av mTBI enn det som kan brukes til å studere r-mTBI. Foreløpige studier ved hjelp av ACHI-modellen har vist akutt nevrologisk svekkelse uten åpenbar strukturell skade, administrering av ett, fire og åtte gjentatte skadeparadigmer61,90. Fremtidige studier vil undersøke hvordan are-mTBI kan påvirke synaptisk plastisitet i utviklingsperioder og i den aldrende hjernen. Ved å bedre forstå patofysiologien til mTBI og r-mTBI for synaptisk funksjon, er håpet å bedre lede potensielle terapeutiske inngrep for å redusere kognitiv funksjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter å opplyse.

Acknowledgments

Vi takker alle medlemmene av Christie-laboratoriet ved University of Victoria, fortid og nåtid, for deres bidrag til utviklingen av denne protokollen. Dette prosjektet ble støttet med midler fra Canadian Institutes for Health Research (CIHR: FRN 175042) og NSERC (RGPIN-06104-2019). Figur 1-hodeskallegrafikken ble opprettet med BioRender.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D-printed helment  Designed and constructed by Christie laboratory (See Specifications in Christie et al. (2019), Current Protocols in Neuroscience) 
Agarose  Fisher Scientific (BioReagents) BP160500
Anesthesia chamber Home Made N/A Plexiglass Container
Automatic Heater Controller Warner Electric TC-324B
Axon Digidata Molecular Devices 1440A Low-noise Data Acquisition System
Balance beam  Can be constructed or purchased (100 cm long x 2 cm wide x 0.75 cm thick)
Calcium Chloride Bio Basic Canada Inc.  CD0050 For aCSF
Camera Dage MTI NC-70
Carbogen tank Praxair MM OXCD5C-K Carbon Dioxide 5%, Oxygen 95%
Clampex Software Molecular Devices Clampex 10.5 Version
Compresstome Vibrating Microtome Precisionary VF 310-0Z
Concentric Bipolar Electrode FHC Inc. CBAPC75
Dextrose (D-Glucose) Fisher Scientific (Chemical) D16-3 aCSF
Digital Stimulus Isolation Amplifier   Getting Instruments, Inc.  Model 4D
Disodium Phosphate Fisher Scientific (Chemical) S373-500 PBS
Dissection Tools
Feather Double Edge Blade Electron Microscopy Sciences 72002-10
Filter Paper Whatman 1 1001-055
Flaming/Brown Micropipette Puller Sutter Instrument P-1000
Hair Claw Clip Can be obtained from any department store
Home and Recovery Cages Normal rat cages from animal care unit.
Hum Bug Noise Eliminator Quest Scientific  726300
Isoflurane USP Fresenius Kabi CP0406V2
Isotemp 215 Digital Water Bath Fisher Scientific  15-462-15
Leica Impact One CCI unit Leica Biosystems Tip is modified to hold 7mm rubber impact tip
Long-Evans rats, male Charles River Laboratories (St. Constant, PQ)
Low-Density Foam Pad 3" polyurethane foam sheet 
Magnesium Chloride Fisher Scientific (Chemical) M33-500 aCSF
Male Long Evans Rats Charles River Laboratories Animals ordered from Charles River Laboratories, or pups bred at the University of Victoria
MultiClamp 700B Amplifier Molecular Devices Model 700B
pH Test Strips VWR Chemicals BDH BDH83931.601
Potassium Chloride Fisher Scientific (Chemical) P217-500 aCSF, PBS
Potassium Phosphate Sigma P9791-500G PBS
Push Button Controller Siskiyou Corporation  MC1000e Four-axis Closed Loop Controller Push-Button
Sample Discs ELITechGroup SS-033 For use with Vapor Pressure Osmometer
Small towel
Sodium Bicarbonate Fisher Scientific (Chemical) S233-500 aCSF
Sodium Chloride Fisher Scientific (Chemical) S271-3 For aCSF, PBS
Sodium Phosphate Fisher Scientific (Chemical) S369-500 aCSF
Soft Plastic Restraint Cones Braintree Scientific model DC-200
Stopwatch Many lab members use their iPhone for this
Table or large cart with raised edges  For NAP and ACHI
Thin Wall Borosilicate Glass (with Filament) Sutter Instrument BF150-110-10 Outside diameter: 1.5 mm; Inside diameter: 1.10 mm; Length: 10 cm
Upright Microscope Olympus Olympus BX5OWI 5x MPlan 0.10 NA Objective lens
Vapor Pressure Osmometer Vapro Model 5600 aCSF should be 300-310 mOSM
Vetbond Tissue Adhesive 3M 1469SB
Vibraplane Vibration Isolation Table Kinetic Systems 9101-01-45

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fu, T. S., Jing, R., McFaull, S. R., Cusimano, M. D. Health & economic burden of traumatic brain injury in the emergency department. Canadian Journal of Neurological Sciences. 43 (2), 238-247 (2016).
  2. Chen, C., Peng, J., Sribnick, E., Zhu, M., Xiang, H. Trend of age-adjusted rates of pediatric traumatic brain injury in US emergency departments from 2006 to 2013. International journal of environmental research and public health. 15 (6), 1171 (2018).
  3. Prins, M., Greco, T., Alexander, D., Giza, C. C. The pathophysiology of traumatic brain injury at a glance. Disease Models & Mechanisms. 6 (6), 1307-1315 (2013).
  4. Mayer, A. R., Quinn, D. K., Master, C. L. The spectrum of mild traumatic brain injury: a review. Neurology. 89 (6), 623-632 (2017).
  5. Kara, S., et al. Less than half of patients recover within 2 weeks of injury after a sports-related mild traumatic brain injury: a 2-year prospective study. Clinical Journal of Sport Medicine. 30 (2), 96-101 (2020).
  6. Chung, A. W., Mannix, R., Feldman, H. A., Grant, P. E., Im, K. Longitudinal structural connectomic and rich-club analysis in adolescent mTBI reveals persistent, distributed brain alterations acutely through to one year post-injury. arXiv. , (2019).
  7. Crisco, J. J., et al. Frequency and location of head impact exposures in individual collegiate football players. Journal of Athletic Training. 45 (6), 549-559 (2010).
  8. Wilcox, B. J., et al. Head impact exposure in male and female collegiate ice hockey players. Journal of Biomechanics. 47 (1), 109-114 (2014).
  9. Daniel, R. W., Rowson, S., Duma, S. M. Head impact exposure in youth football. Annals of Biomedical Engineering. 40 (4), 976-981 (2012).
  10. Snowden, T., et al. Heading in the right direction: a critical review of studies examining the effects of heading in soccer players. Journal of Neurotrauma. 38 (2), 169-188 (2021).
  11. Zemek, R. L., et al. Annual and seasonal trends in ambulatory visits for pediatric concussion in Ontario between 2003 and 2013. The Journal of Pediatrics. 181, 222-228 (2017).
  12. Zhang, A. L., Sing, D. C., Rugg, C. M., Feeley, B. T., Senter, C. The rise of concussions in the adolescent population. Orthopaedic Journal of Sports Medicine. 4 (8), (2016).
  13. Broglio, S. P., Eckner, J. T., Paulson, H. L., Kutcher, J. S. Cognitive decline and aging: the role of concussive and subconcussive impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 40 (3), 138 (2012).
  14. Greco, T., Ferguson, L., Giza, C., Prins, M. Mechanisms underlying vulnerabilities after repeat mild traumatic brain injuries. Experimental Neurology. 317, 206-213 (2019).
  15. Longhi, L., et al. Temporal window of vulnerability to repetitive experimental concussive brain injury. Neurosurgery. 56 (2), 364-374 (2005).
  16. Snowden, T. M., Hinde, A. K., Reid, H. M., Christie, B. R. Does mild traumatic brain injury increase the risk for dementia? A systematic review and meta-analysis. Journal of Alzheimer's Disease. 78 (2), 757-775 (2020).
  17. Guskiewicz, K. M., et al. Association between recurrent concussion and late-life cognitive impairment in retired professional football players. Neurosurgery. 57 (4), 719-726 (2005).
  18. McCradden, M. D., Cusimano, M. D. Staying true to Rowan's Law: how changing sport culture can realize the goal of the legislation. Canadian Journal of Public Health. 110 (2), 165-168 (2019).
  19. Carson, J. D., et al. Premature return to play and return to learn after a sport-related concussion: physician's chart review. Canadian Family Physician. 60 (6), 310-315 (2014).
  20. McClincy, M. P., Lovell, M. R., Pardini, J., Collins, M. W., Spore, M. K. Recovery from sports concussion in high school and collegiate athletes. Brain Injury. 20 (1), 33-39 (2006).
  21. Covassin, T., Savage, J. L., Bretzin, A. C., Fox, M. E. Sex differences in sport-related concussion long-term outcomes. International Journal of Psychophysiology. 132, 9-13 (2018).
  22. Frommer, L., et al. Sex differences in concussion symptoms of high school athletes. Journal of Athletic Training. 46 (1), 76-84 (2011).
  23. Wright, D., O'Brien, T., Shultz, S. R., Mychasiuk, R. Sex matters: Repetitive mild traumatic brain injury in adolescent rats. Annals of Clinical and Translational Neurology. 4 (9), 640-654 (2017).
  24. Stone, S., Lee, B., Garrison, J. C., Blueitt, D., Creed, K. Sex differences in time to return-to-play progression after sport-related concussion. Sports Health. 9 (1), 41-44 (2017).
  25. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'Grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: a systematic review. Journal of Athletic Training. 55 (2), 132-158 (2020).
  26. Montenigro, P. H., et al. Cumulative head impact exposure predicts later-life depression, apathy, executive dysfunction, and cognitive impairment in former high school and college football players. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 328-340 (2017).
  27. Lee, E. B., et al. Chronic traumatic encephalopathy is a common co-morbidity, but less frequent primary dementia in former soccer and rugby players. Acta Neuropathologica. 138 (3), 389-399 (2019).
  28. Di Virgilio, T. G., et al. Evidence for acute electrophysiological and cognitive changes following routine soccer heading. EBioMedicine. 13, 66-71 (2016).
  29. Cherry, J. D., et al. Microglial neuroinflammation contributes to tau accumulation in chronic traumatic encephalopathy. Acta Neuropathologica Communications. 4 (1), 1-9 (2016).
  30. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive TBI: substrates of dementia. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 211 (2013).
  31. Coughlin, J. M., et al. Neuroinflammation and brain atrophy in former NFL players: an in vivo multimodal imaging pilot study. Neurobiology of Disease. 74, 58-65 (2015).
  32. Wu, L., et al. Repetitive mild closed head injury in adolescent mice is associated with impaired proteostasis, neuroinflammation, and tauopathy. Journal of Neuroscience. 42 (12), 2418-2432 (2022).
  33. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: translational challenges and strategies. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  34. Sharp, D. J., Jenkins, P. O. Concussion is confusing us all. Practical Neurology. 15 (3), 172-186 (2015).
  35. Chen, Y., Huang, W., Constantini, S. The differences between blast-induced and sports-related brain injuries. Frontiers in Neurology. 4, 119 (2013).
  36. Collins, M. W., Kontos, A. P., Reynolds, E., Murawski, C. D., Fu, F. H. A comprehensive, targeted approach to the clinical care of athletes following sport-related concussion. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 22 (2), 235-246 (2014).
  37. Hiploylee, C., et al. Longitudinal study of postconcussion syndrome: not everyone recovers. Journal of Neurotrauma. 34 (8), 1511-1523 (2017).
  38. Rabinowitz, A. R., Fisher, A. J. Person-specific methods for characterizing the course and temporal dynamics of concussion symptomatology: a pilot study. Scientific Reports. 10 (1), 1-9 (2020).
  39. Shultz, S. R., et al. Tibial fracture exacerbates traumatic brain injury outcomes and neuroinflammation in a novel mouse model of multitrauma. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 35 (8), 1339-1347 (2015).
  40. McDonald, S. J., Sun, M., Agoston, D. V., Shultz, S. R. The effect of concomitant peripheral injury on traumatic brain injury pathobiology and outcome. Journal of Neuroinflammation. 13 (1), 1-14 (2016).
  41. Statler, K. D., et al. Isoflurane exerts neuroprotective actions at or near the time of severe traumatic brain injury. Brain Research. 1076 (1), 216-224 (2006).
  42. Rowe, R. K., et al. Using anesthetics and analgesics in experimental traumatic brain injury. Lab Animal. 42 (8), 286-291 (2013).
  43. Luh, C., et al. Influence of a brief episode of anesthesia during the induction of experimental brain trauma on secondary brain damage and inflammation. PLoS One. 6 (5), 19948 (2011).
  44. Madry, C., et al. Microglial ramification, surveillance, and interleukin-1β release are regulated by the two-pore domain K+ channel THIK-1. Neuron. 97 (2), 299-312 (2018).
  45. Patel, P. M., Drummond, J. C., Cole, D. J., Goskowicz, R. L. Isoflurane reduces ischemia-induced glutamate release in rats subjected to forebrain ischemia. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 82 (4), 996-1003 (1995).
  46. Gray, J. J., Bickler, P. E., Fahlman, C. S., Zhan, X., Schuyler, J. A. Isoflurane neuroprotection in hypoxic hippocampal slice cultures involves increases in intracellular Ca2+ and mitogen-activated protein kinases. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 102 (3), 606-615 (2005).
  47. Flower, O., Hellings, S. Sedation in traumatic brain injury. Emergency Medicine International. 2012, 637171 (2012).
  48. Wagner, M., Ryu, Y. K., Smith, S. C., Mintz, C. D. Effects of anesthetics on brain circuit formation. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 26 (4), 358 (2014).
  49. Leikas, J. V., et al. Brief isoflurane anesthesia regulates striatal AKT-GSK3β signaling and ameliorates motor deficits in a rat model of early-stage Parkinson′ s disease. Journal of Neurochemistry. 142 (3), 456-463 (2017).
  50. Turek, Z., Sykora, R., Matejovic, M., Cerny, V. Anesthesia and the microcirculation. in Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. , Sage CA. Los Angeles, CA. 249-258 (2009).
  51. Yang, S., et al. Anesthesia and surgery impair blood-brain barrier and cognitive function in mice. Frontiers in Immunology. 8, 902 (2017).
  52. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  53. Mannix, R., et al. Adolescent mice demonstrate a distinct pattern of injury after repetitive mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 495-504 (2017).
  54. Viano, D. C., Hamberger, A., Bolouri, H., Säljö, A. Evaluation of three animal models for concussion and serious brain injury. Annals of Biomedical Engineering. 40 (1), 213-226 (2012).
  55. Mychasiuk, R., Hehar, H., Candy, S., Ma, I., Esser, M. J. The direction of the acceleration and rotational forces associated with mild traumatic brain injury in rodents effect behavioural and molecular outcomes. Journal of Neuroscience Methods. 257, 168-178 (2016).
  56. Christie, B. R., et al. A rapid neurological assessment protocol for repeated mild traumatic brain injury in awake rats. Current Protocols in Neuroscience. 89 (1), 80 (2019).
  57. Buchanan, F. F., Myles, P. S., Leslie, K., Forbes, A., Cicuttini, F. Gender and recovery after general anesthesia combined with neuromuscular blocking drugs. Anesthesia & Analgesia. 102 (1), 291-297 (2006).
  58. Zhang, L., Gurao, M., Yang, K. H., King, A. I. Material characterization and computer model simulation of low density polyurethane foam used in a rodent traumatic brain injury model. Journal of Neuroscience Methods. 198 (1), 93-98 (2011).
  59. Kikinis, Z., et al. Diffusion imaging of mild traumatic brain injury in the impact accelerated rodent model: A pilot study. Brain Injury. 31 (10), 1376-1381 (2017).
  60. Talty, C. -E., Norris, C., VandeVord, P. Defining experimental variability in actuator-driven closed head impact in rats. Annals of Biomedical Engineering. 50 (10), 1187-1202 (2022).
  61. Meconi, A., et al. Repeated mild traumatic brain injury can cause acute neurologic impairment without overt structural damage in juvenile rats. Plos One. 13 (5), (2018).
  62. Zilles, K. The Cortex of the Rat: a Stereotaxic Atlas. , Springer Science & Business Media. (2012).
  63. Fontaine, C. J., et al. Impaired bidirectional synaptic plasticity in juvenile offspring following prenatal ethanol exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 43 (10), 2153-2166 (2019).
  64. Fontaine, C. J., et al. Endocannabinoid receptors contribute significantly to multiple forms of long-term depression in the rat dentate gyrus. Learning & Memory. 27 (9), 380-389 (2020).
  65. Grafe, E. L., Wade, M. M., Hodson, C. E., Thomas, J. D., Christie, B. R. Postnatal choline supplementation rescues deficits in synaptic plasticity following prenatal ethanol exposure. Nutrients. 14 (10), 2004 (2022).
  66. Peñasco, S., et al. Intermittent ethanol exposure during adolescence impairs cannabinoid type 1 receptor-dependent long-term depression and recognition memory in adult mice. Neuropsychopharmacology. 45 (2), 309-318 (2020).
  67. Cole, J. T., et al. Craniotomy: true sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  68. Long, R. P., et al. Repeated isoflurane exposures impair long-term potentiation and increase basal GABAergic activity in the basolateral amygdala. Neural Plasticity. 2016, (2016).
  69. Meehan, W. P., Mannix, R. C., O'Brien, M. J., Collins, M. W. The prevalence of undiagnosed concussions in athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 23 (5), 339 (2013).
  70. Moore, R. D., Lepine, J., Ellemberg, D. The independent influence of concussive and sub-concussive impacts on soccer players' neurophysiological and neuropsychological function. International Journal of Psychophysiology. 112, 22-30 (2017).
  71. Peltonen, K., et al. On-field signs of concussion predict deficits in cognitive functioning: Loss of consciousness, amnesia, and vacant look. Translational Sports Medicine. 3 (6), 565-573 (2020).
  72. Kontos, A. P., Sufrinko, A., Sandel, N., Emami, K., Collins, M. W. Sport-related concussion clinical profiles: clinical characteristics, targeted treatments, and preliminary evidence. Current Sports Medicine Reports. 18 (3), 82-92 (2019).
  73. Eisenberg, M. A., Meehan, W. P., Mannix, R. Duration and course of post-concussive symptoms. Pediatrics. 133 (6), 999-1006 (2014).
  74. Mychasiuk, R., Farran, A., Esser, M. J. Assessment of an experimental rodent model of pediatric mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (8), 749-757 (2014).
  75. Malkesman, O., Tucker, L. B., Ozl, J., McCabe, J. T. Traumatic brain injury-modeling neuropsychiatric symptoms in rodents. Frontiers in Neurology. 4, 157 (2013).
  76. Shultz, S. R., MacFabe, D. F., Foley, K. A., Taylor, R., Cain, D. P. A single mild fluid percussion injury induces short-term behavioral and neuropathological changes in the Long-Evans rat: Support for an animal model of concussion. Behavioural Brain Research. 224 (2), 326-335 (2011).
  77. Sorge, R. E., et al. Olfactory exposure to males, including men, causes stress and related analgesia in rodents. Nature Methods. 11 (6), 629-632 (2014).
  78. van Driel, K. S., Talling, J. C. Familiarity increases consistency in animal tests. Behavioural Brain Research. 159 (2), 243-245 (2005).
  79. Mouzon, B. C., et al. Chronic neuropathological and neurobehavioral changes in a repetitive mild traumatic brain injury model. Annals of Neurology. 75 (2), 241-254 (2014).
  80. Mannix, R., et al. Clinical correlates in an experimental model of repetitive mild brain injury. Annals of Neurology. 74 (1), 65-75 (2013).
  81. Bekhbat, M., et al. Chronic adolescent stress sex-specifically alters central and peripheral neuro-immune reactivity in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 76, 248-257 (2019).
  82. Pyter, L. M., Kelly, S. D., Harrell, C. S., Neigh, G. N. Sex differences in the effects of adolescent stress on adult brain inflammatory markers in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 30, 88-94 (2013).
  83. MacDougall, M. J., Howland, J. G. Acute stress, but not corticosterone, disrupts short-and long-term synaptic plasticity in rat dorsal subiculum via glucocorticoid receptor activation. Cerebral Cortex. 23 (11), 2611-2619 (2013).
  84. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Humana Press. New York, NY. 221-242 (2014).
  85. Ting, J. T., Feng, G. Development of transgenic animals for optogenetic manipulation of mammalian nervous system function: progress and prospects for behavioral neuroscience. Behavioural Brain Research. 255, 3-18 (2013).
  86. Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 118-125 (2008).
  87. Trivino-Paredes, J. S., Nahirney, P. C., Pinar, C., Grandes, P., Christie, B. R. Acute slice preparation for electrophysiology increases spine numbers equivalently in the male and female juvenile hippocampus: a DiI labeling study. Journal of Neurophysiology. 122 (3), 958-969 (2019).
  88. Bowden, J. B., Abraham, W. C., Harris, K. M. Differential effects of strain, circadian cycle, and stimulation pattern on LTP and concurrent LTD in the dentate gyrus of freely moving rats. Hippocampus. 22 (6), 1363-1370 (2012).
  89. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments. (112), e54024 (2016).
  90. Pham, L., et al. Mild closed-head injury in conscious rats causes transient neurobehavioral and glial disturbances: a novel experimental model of concussion. Journal of Neurotrauma. 36 (14), 2260-2271 (2019).

Tags

Nevrovitenskap utgave 191
Vurdere endringer i synaptisk plastisitet ved hjelp av en våken lukket hodeskademodell av mild traumatisk hjerneskade
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Christie, B. R., Gross, A.,… More

Christie, B. R., Gross, A., Willoughby, A., Grafe, E., Brand, J., Bosdachin, E., Reid, H. M. O., Acosta, C., Eyolfson, E. Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury. J. Vis. Exp. (191), e64592, doi:10.3791/64592 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter