Summary
El bypass duodeno-ileal de anastomosis única (SADI-S) es un procedimiento bariátrico emergente con importantes efectos metabólicos. En este artículo, presentamos un modelo confiable y reproducible de SADI-S en ratones.
Abstract
La obesidad es un problema de salud importante en todo el mundo. Como respuesta, han surgido cirugías bariátricas para tratar la obesidad y sus comorbilidades relacionadas (por ejemplo, diabetes mellitus, dislipidemia, esteatohepatitis no alcohólica, eventos cardiovasculares y cánceres) a través de mecanismos restrictivos y de malabsorción. La comprensión de los mecanismos por los cuales estos procedimientos permiten tales mejoras a menudo requieren su transposición en animales, especialmente en ratones, debido a la facilidad de generar animales modificados genéticamente. Recientemente, el bypass duodeno-ileal de anastomosis única con gastrectomía en manga (SADI-S) ha surgido como un procedimiento que utiliza efectos restrictivos y malabsortivos, que se está utilizando como una alternativa al bypass gástrico en caso de obesidad mayor. Hasta ahora, este procedimiento se ha asociado con fuertes mejoras metabólicas, lo que ha llevado a un marcado aumento en su uso en la práctica clínica diaria. Sin embargo, los mecanismos subyacentes a estos efectos metabólicos han sido poco estudiados como resultado de la falta de modelos animales. En este artículo, presentamos un modelo confiable y reproducible de SADI-S en ratones, con un enfoque especial en el manejo perioperatorio. La descripción y el uso de este nuevo modelo de roedores será útil para que la comunidad científica comprenda mejor los cambios moleculares, metabólicos y estructurales inducidos por el SADI-S y defina mejor las indicaciones quirúrgicas para la práctica clínica.
Introduction
La obesidad es una situación emergente y endémica con prevalencia creciente, que afecta aproximadamente a 1 de cada 20 adultos en todo el mundo1. La cirugía bariátrica se ha convertido en la opción de tratamiento más efectiva para los adultos afectados en los últimos años, mejorando tanto la pérdida de peso como los trastornos metabólicos2,3, con resultados variables según el tipo de procedimiento quirúrgico utilizado.
Hay dos mecanismos principales que están implicados en los efectos de los procedimientos bariátricos: restricción que tiene como objetivo aumentar la saciedad (como en la gastrectomía en manga (SG) donde se extirpa el 80% del estómago) y malabsorción. Entre los procedimientos que implican tanto restricción como malabsorción, se ha propuesto el bypass duodeno-ileal de anastomosis única con gastrectomía en manga (SADI-S) como alternativa al bypass gástrico en Y de Roux (RYGB), en el que se observa una recuperación de peso en aproximadamente el 20% de los pacientes 4,5. En esta técnica, una gastrectomía en manga se asocia con un reordenamiento del intestino delgado, dividiéndolo en una extremidad biliar y una miembro común corta (un tercio de la longitud total del intestino delgado) (Figura 1A). Técnicamente, el SADI-S tiene la ventaja sobre el RYGB de requerir una sola anastomosis, reduciendo el tiempo de operación en aproximadamente un 30%. Además, este método preserva el píloro, lo que ayuda a reducir el riesgo de úlcera péptica y limita la fuga anastomótica. El SADI-S también se asocia con una alta tasa de mejoría metabólica, favoreciendo fuertemente su uso durante los últimos años 6,7.
Dado que los efectos metabólicos se han vuelto cada vez más fundamentales para los procedimientos bariátricos, dilucidar sus mecanismos parece crucial. Por lo tanto, el uso de modelos animales para procedimientos bariátricos es de suma importancia para comprender mejor sus efectos metabólicos y las vías celulares y moleculares involucradas8. Estos modelos contribuyeron, por ejemplo, para una mejor comprensión del cambio en la ingesta de alimentos después de SG o RYGB en un ambiente controlado9 y para el estudio de los flujos de glucosa o colesterol a través de la barrera intestinal10,11; Esta información rara vez está disponible en estudios clínicos. Este conocimiento podría ayudar a definir sus indicaciones quirúrgicas óptimas. Anteriormente describimos modelos de ratón de SG y RYGB12. Sin embargo, a pesar de sus resultados prometedores en la práctica clínica, el SADI-S sólo ha sido desarrollado y descrito en ratas13,14,15. Sin embargo, dada su maleabilidad genética, el modelo de ratón ha sido útil en el pasado para estudiar los diversos efectos metabólicos de tales procedimientos16,17,18, y un modelo de ratón SADI-S podría ser útil para evaluar los efectos de SADI-S a pesar de la dificultad técnica.
En este artículo, describimos la adaptación del procedimiento SADI-S en ratones (Figura 1B) de manera reproducible. Se presta especial atención a la descripción de los cuidados perioperatorios.
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Protocol
Este protocolo ha sido aprobado por el comité ético francés local para la experimentación animal (Comité d'éthique en expérimentation animale; referencia CEEA-PdL n 06).
1. Preparación preoperatoria
- Agregue alimentos dietéticos en gel a la dieta normal 3 días antes de la cirugía. Ayunar los ratones 6 h antes de la cirugía.
- Inducir la anestesia con isoflurano al 5% (1 L/min) en una cámara dedicada con oxígeno (1 L/min). Inyectar los ratones por vía subcutánea con buprenorfina (0,1 mg/kg), amoxicilina (15 mg/kg), metoclopramida (1 mg/kg), meloxicam (1 mg/kg) y hierro (0,5 mg/kg).
- Afeite las primeras 2/3 partes del abdomen del ratón a partir del proceso xifoide con una máquina de afeitar eléctrica. Desinfecte el abdomen del ratón en dos pasos con una solución de yodo polividona .
- Coloque el ratón en decúbito supino sobre una almohadilla térmica dedicada cubierta con una almohadilla interior limpia. Mantener la anestesia utilizando un cono nasal con 2%-2,5% de isoflurano (0,4 L/min) con oxígeno (0,4 L/min). Use una prueba de pellizco del dedo del pie para confirmar la profundidad de la anestesia.
- Cubra el ratón con una envoltura de plástico esterilizada. Para aplicar hiperextensión en el abdomen del ratón, fije la pata inferior y use una jeringa de 1 ml o equivalente colocada detrás de la espalda del ratón. Corte una abertura en una compresa estéril con el tamaño de la futura incisión y úsela como campo de operación para cubrir el mouse. La instalación general se muestra en la Figura 2A.
- Antes de la cirugía, use una mascarilla, un gorro y guantes esterilizados. Use instrumentos esterilizados para la cirugía.
2. El protocolo SADI-S
- Laparotomía mediana
- Bajo un microscopio binocular (aumento 8x), realice una laparotomía mediana con tijeras o un bisturí abriendo la piel abdominal desde el proceso xifoide hasta la mitad del abdomen. Asegúrese de que el proceso xifoideo y la capa musculoaponeurótica sean visibles (Figura 2B).
NOTA: Administrar bupivacaína (3 mg/kg) por vía subcutánea en el sitio quirúrgico 5 minutos antes de hacer la incisión en la piel. - Abra la pared abdominal a lo largo de la línea alba con tijeras entre los músculos abdominales. Tenga cuidado de no entrar en la cavidad torácica (Figura 2C).
- Bajo un microscopio binocular (aumento 8x), realice una laparotomía mediana con tijeras o un bisturí abriendo la piel abdominal desde el proceso xifoide hasta la mitad del abdomen. Asegúrese de que el proceso xifoideo y la capa musculoaponeurótica sean visibles (Figura 2B).
- Exclusión duodenal
- Movilice suavemente el duodeno de la cavidad abdominal con un hisopo de algodón humedecido para ver sus lados anterior y posterior. Localice el conducto biliar principal, que es inmediatamente visible bajo el microscopio binocular en el lado posterior del epiplón menor y el duodeno (Figura 3A, flechas negras).
- Proximalmente desde el conducto biliar principal, visualice un área entre las arterias duodenales bajo el microscopio binocular (Figura 3A, B, círculos punteados azules). Penetrar en esta área usando micro fórceps curvos de un lado del duodeno al otro, y realizar una ligadura duodenal entre las arterias usando una sutura 6-0 no absorbible (Figura 3C-E). Tenga cuidado de no ligar las ramas de las arterias duodenales.
- Gastrectomía
- Movilice el estómago de la cavidad abdominal con un hisopo de algodón humedecido y una pinza no traumática. Separar el estómago de los órganos circundantes con microtijeras: separar el epiplón mayor, cortar las arterias gástricas cortas (rama de la arteria esplénica) entre el estómago y el bazo, y el lipoma que une el estómago con la parte inferior del esófago (Figura 4A, B).
- Usando microtijeras, realice una gastrotomía de 5 mm abriendo el fondo de ojo y retire el alimento residual con un hisopo de algodón (Figura 4C, flecha). Enjuagar el sitio de gastrotomía con solución salina estéril (37 °C) para evitar la contaminación del contenido gástrico eliminado.
- Aplique clips quirúrgicos (tamaño mediano, 5,6 mm) a lo largo de la curvatura mayor del estómago para excluir aproximadamente el 80% del estómago. Dos clips son suficientes. Retire el estómago excluido cortándolo con microtijeras (Figura 4D-G).
- Anclar los clips quirúrgicos para determinar la impermeabilidad realizando una sutura de carrera (8-0) desde el principio hasta el final de la resección del estómago (Figura 4H).
- Anastomosis duodeno-ileal
- Bajo el microscopio binocular, visualice el último asa ileal, que está situada justo antes del ciego (Figura 5A). Movilice suavemente el intestino delgado fuera de la cavidad abdominal desde el último asa ileal. Coloque el intestino delgado, como se muestra en la figura 5B, de modo que el último asa ileal se encuentre en el lado izquierdo. Usando un cordón de sutura del tamaño anterior, mida 10 cm (aproximadamente 1/3 de la longitud total del intestino delgado) desde el último asa ileal; Este será el sitio de la futura anastomosis.
- Para asegurarse de que la futura extremidad biliar llegue al sitio de la anastomosis desde su lado izquierdo, haga un bucle grande del intestino delgado alrededor del sitio de la futura anastomosis. Usando microtijeras, realice una enterotomía de 4 mm abriendo el intestino delgado en este punto (Figura 5C-E). Enjuague el sitio de enterotomía con solución salina estéril (37 °C) para evitar la contaminación.
- Realizar una enterotomía de 4 mm en la parte excluida del duodeno, inmediatamente después del píloro, entre el estómago y la ligadura realizada en el paso 2.2.2 (Figura 5F). Coloque una compresa absorbible de colágeno hemostático de 5 mm x 5 mm para favorecer la homeostasis.
- Usando un 8-0 no absorbible sutura, realizar una anastomosis duodeno-ileal de lado a lado. Comience con la anastomosis del lado posterior, seguida de la anastomosis del lado anterior (Figura 5G-I).
- Cierre abdominal
- Muestre el intestino delgado en la cavidad abdominal de modo que la extremidad biliar llegue a la anastomosis desde el lado superior-izquierdo del abdomen y la extremidad común caiga a la parte inferior del abdomen.
NOTA: Lave el abdomen tres veces con aproximadamente 5 ml de solución salina estéril al 0,9% (37 °C). Luego, succiona el líquido del abdomen para eliminar el líquido gastrointestinal residual y los alimentos digeridos para evitar la infección bacteriana y la inflamación abdominal posterior. - Rehidratar el ratón con 500 μL de solución salina a 37 °C aplicándola directamente en la cavidad abdominal con una jeringa de 1 ml.
- Cerrar la capa musculoaponeurótica con una sola sutura 6-0 no absorbible para correr. Cerrar la piel abdominal con 6-0 suturas separadas no absorbibles (Figura 5J,K).
- Muestre el intestino delgado en la cavidad abdominal de modo que la extremidad biliar llegue a la anastomosis desde el lado superior-izquierdo del abdomen y la extremidad común caiga a la parte inferior del abdomen.
3. Cuidados postoperatorios generales
- Después de detener el isoflurano, deje que el ratón se despierte en la almohadilla térmica por debajo de 0,4 L / min O2 insuflado con la máscara nasal. Cuando esté completamente despierto, lo que puede garantizarse mediante la recuperación motora completa, coloque al ratón solo en una jaula en una incubadora a 30 ° C. Dejar el ratón en la incubadora a 30 °C durante 5 días (sin condiciones específicas para el gas o la humedad).
NOTA: La jaula debe calentarse de antemano. - Permita el libre acceso al agua inmediatamente después de la cirugía. Agregue suplementos vitamínicos, incluyendo vitaminas B1, B9, B12 y vitaminas liposolubles (A, D, E, K), al agua (800 mg / 180 ml de agua) hasta el final del protocolo.
- Mantener la analgesia mediante inyecciones subcutáneas de buprenorfina (0,1 mg/kg) dos veces al día desde el día 1 hasta el día 3, una vez al día hasta el día 5. Continúe con las inyecciones subcutáneas de amoxicilina (15 mg/kg), meloxicam (1 mg/kg) y metoclopramida (1 mg/kg) una vez al día hasta el día 3. Proporcionar inyecciones subcutáneas de hierro (0,5 mg/kg) una vez al día hasta el final del protocolo.
4. Medidas generales y eutanasia
- Pesar los ratones todos los días hasta el día postoperatorio 5. Luego pesa el día 7, y luego semanalmente.
- Para medir la ingesta diaria de alimentos, coloque un ratón por jaula. Coloque un peso conocido de una dieta sólida y mida el peso de la dieta sólida restante después de 24 h. Mida la ingesta de alimentos en el día 3, 4, 5, 7 y luego semanalmente.
- Eutanasia a los ratones por luxación cervical bajo anestesia general (isoflurano al 5% (1 L/min) con oxígeno (1 L/min)) con inyección subcutánea de buprenorfina (0,1 mg/kg) después de la incisión cardíaca de la aurícula izquierda para la toma de muestras de sangre (500 a 600 μL de sangre).
- Mida la concentración de hemoglobina en sangre utilizando un analizador hematológico automático que requiera 20 μL de sangre.
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Representative Results
Curva de aprendizaje
La curva de aprendizaje para este modelo se muestra en la figura 6. Se observa una disminución progresiva en el tiempo quirúrgico, alcanzando aproximadamente 60 min de cirugía después de 4 semanas de entrenamiento intensivo (Figura 6A). La supervivencia postoperatoria a los 5 días también mejoró con el tiempo, alcanzando el 77% durante la práctica regular (Figura 6B). Las causas más frecuentes de mortalidad fueron las fugas anastomóticas y el síndrome del asa aferente que produce peritonitis biliar. No observamos ninguna muerte más tarde en el primer mes con la técnica descrita en este manuscrito. Cabe destacar que los experimentos previos realizados sin anclar clips quirúrgicos con suturas para correr condujeron a la migración del clip en dos tercios de los casos, lo que resultó en una muerte por oclusión del intestino delgado a los 31 días. Estos resultados enfatizan que dominar este modelo requiere un entrenamiento intensivo.
Parámetros generales
Los ratones con un fondo de C57BL6 / J fueron asignados aleatoriamente al grupo SADI-S (n = 9; 5 machos, 4 hembras) y al grupo de control simulado (n = 4; 2 machos, 2 hembras). Entre los ratones SADI-S y los ratones simulados, el peso preoperatorio medio (27,9 g ± 0,98 g vs. 28,5 g ± 2,4 g) y la edad (14,8 semanas ± 7,2 semanas vs. 18,7 semanas ± 10,3 semanas) no fueron significativamente diferentes. Un ratón murió después de SADI-S en el día postoperatorio 4 por una fuga anastomótica y, por lo tanto, fue excluido del siguiente análisis. Los ratones SADI-S experimentaron una pérdida de peso significativa en comparación con los ratones control simulados del cuarto día postoperatorio: 21,7 g ± 1,6 g frente a 29,0 g ± 0,7 g (p = 0,0081) (Figura 7A). La ingesta diaria de alimentos (14 días) aumentó significativamente en ratones SADI-S (4,4 g ± 0,1 vs. 2,9 g ± 0,6 g por día, p = 0,027) (Figura 7B).
Los ratones fueron sacrificados 28 días después de la cirugía. Un ratón en el grupo SADI-S, que no mostró una pérdida de peso significativa, pareció tener repermeabilización duodenal. No se observó tal evento en los otros 7 ratones. Como se muestra en la Figura 7C, la concentración de hemoglobina no fue significativamente diferente de los ratones control simulados en el grupo SADI-S después de la suplementación con hierro.
Figura 1: Representación del bypass duodeno-ileal de anastomosis única con gastrectomía en manga (SADI-S). (A) En los seres humanos, el duodeno se corta proximalmente del conducto biliar principal. Una anastomosis duodeno-ileal latero-terminal se realiza con el duodeno remanente, definiendo una extremidad biliar (antes de la anastomosis) y una extremidad común que mide un tercio de la longitud total del intestino delgado (después de la anastomosis). (B) En ratones, el duodeno se excluye por ligadura proximalmente al conducto biliar principal, y se realiza una anastomosis duodeno-ileal latero-lateral. La figura fue creada con plantillas BioRender.com y Servier Medical Art que están licenciadas bajo una licencia Creative Commons Attribution 3.0 Unported License; https://smart.servier.com/. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Instalación del ratón para SADI-S . (A) Instalación general. (B) Abertura de la piel desde el proceso xifoide (base esternal) hasta la mitad del abdomen. (C) Capa músculo-aponeurótica y abertura peritoneal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Exclusión duodenal. (A) Ventana avascular entre las arterias duodenales (círculo punteado azul) en el lado posterior del duodeno, localizada antes del conducto biliar principal (flechas negras). (B) Ventana avascular entre las arterias duodenales (círculo punteado azul) en el lado anterior del duodeno. (C,D) Exclusión duodenal mediante sutura 6-0 no absorbible. (E) Vista final del duodeno excluido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Gastrectomía en manga. (A) Mayor extirpación del epiplón. (B) Incisión de arterias gástricas cortas. (C) Gastrotomía inicial (flecha azul). (D-G) Extirpación de la región cardíaca del estómago mediante dos clips quirúrgicos. (H) Anclaje de clips quirúrgicos con sutura 6-0 no absorbible. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Anastomosis duodeno-ileal. (A) Identificación del último asa ileal (asterisco). (B) Contar 10 cm (un tercio de la longitud total del intestino delgado) desde el último asa ileal (asterisco) hasta el sitio de la futura anastomosis (flecha azul). (C,D) Rotación del intestino delgado alrededor del sitio de la futura anastomosis (flecha azul). (E) Enterotomía ileal. (F) Duodenotomía (flecha blanca). (G-I) Anastomosis de lado a lado en dos capas entre la duodenotomía (flecha blanca) y la enterotomía ileal (flecha azul). (J) Cierre de la capa músculo-aponeurótica. (K) Cierre de la piel. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: La curva de aprendizaje del procedimiento SADI-S . (A) El efecto del entrenamiento en la duración de la operación. Los datos se presentan como el valor medio ± SEM. (B) El efecto del entrenamiento en la supervivencia a los cinco días. Los datos se presentan como porcentajes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Parámetros generales después de SADI-S. (A) peso corporal postoperatorio, (B) ingesta de alimentos medida durante 24 h en el día 14, y (C) se compararon las concentraciones de hemoglobina en sangre entre SADI-S y ratones control simulados. Los datos se presentan como la media ± SEM. Las comparaciones estadísticas se realizaron con ANOVA bidireccional (con la prueba de comparaciones múltiples de Sidak) o pruebas no paramétricas de Mann-Whitney. * p < 0,05; ** p < 0,01. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Las cirugías bariátricas, cuyas técnicas están en constante evolución, parecen ser actualmente el tratamiento más efectivo para la obesidad y las comorbilidades metabólicas asociadas 3,19,20. El procedimiento SADI-S, descrito por primera vez en 20074, es un procedimiento prometedor asociado con mayores efectos metabólicos que otras cirugías de malabsorción. Los modelos animales, particularmente los ratones que permiten la generación rápida de modelos modificados genéticamente, son muy necesarios para comprender completamente los mecanismos subyacentes a estas mejoras. Aquí describimos un modelo confiable y reproducible de SADI-S en ratones.
El primer paso crítico del procedimiento SADI-S es la exclusión del duodeno, permitiendo que solo la bilis y las secreciones pancreáticas viajen hacia el duodeno y los primeros dos tercios del intestino delgado. En humanos, el duodeno está cortado, lo que permite la anastomosis duodeno-ileal de extremo a lado4. En el modelo SADI-S de rata descrito por Montana et al.15, la exclusión del duodeno por sutura no absorbible o pinza quirúrgica es imperfecta en algunos casos, resultando en repermeabilización duodenal (es decir, reintroducción del bolo en el tracto digestivo original). Sin embargo, una sección del duodeno seguida de anastomosis de extremo a lado es difícil de transponer en ratones, lo que nos lleva a preferir la ligadura del duodeno. De hecho, la corta longitud de los vasos duodenales limita la movilización duodenal si el duodeno está completamente transeccionado, lo que dificulta la realización de anastomosis terminolateral. Los experimentos iniciales (datos no mostrados) mostraron una alta mortalidad, incluso con experimentadores capacitados y capacitados. Sólo un caso de repermeabilización ha sido observado en este estudio. Se debe prestar especial atención a las arterias duodenales durante este paso. La desvascularización circunferencial del duodeno conduce a la muerte en todos los casos, pero se puede esperar que los ratones se recuperen de una pequeña área desvascularizada causada por la ligadura de vasos distales. La variabilidad anatómica de la vascularización duodenal en ratones nos impide describir una localización constante para realizar esta exclusión. Sin embargo, 0,5 cm del duodeno después del píloro deben estar disponibles para permitir la anastomosis de extremo a lado.
Otro paso crítico al realizar la anastomosis es mostrar el intestino de manera que la extremidad biliar llegue al sitio de la anastomosis duodeno-ileal desde el lado izquierdo. De lo contrario, la comida se opondrá al flujo biliar, haciendo que la extremidad biliar se distienda, la bilis se difunda a la cavidad abdominal y los ratones mueran de peritonitis biliar alrededor del día 2 postoperatorio. Esta condición que se asemeja a un síndrome del asa aferente21 se puede prevenir realizando un asa del intestino delgado centrada en la zona anastomosada del íleon. Esto es necesario porque, a diferencia de los humanos, el ciego se coloca en el lado izquierdo del abdomen en el 80% de los casos en ratones22.
En los seres humanos, la extremidad común mide aproximadamente 250 cm para limitar la desnutrición, que corresponde a aproximadamente un tercio de la longitud total del intestino delgado23. Antes de las cirugías, medimos la longitud total del intestino delgado del modelo de ratón en condiciones de alimentación similares (C57BL6 / J bajo una dieta de comida) para determinar el tamaño de la extremidad común. Como la longitud del intestino delgado podría variar entre ratones de diferentes orígenes genéticos o siguiendo diferentes condiciones de alimentación, recomendamos encarecidamente a los futuros cirujanos que realicen un estudio piloto para medir el tamaño del intestino. Se debe usar el mismo tamaño para cada ratón del mismo fondo, ya que se debe evitar la exteriorización sistemática de la totalidad del intestino para una medición completa durante la cirugía (ya que existe un mayor riesgo de deshidratación, hipotermia y lesión visceral).
La gastrectomía en manga es parte de la técnica original SADI-S, permitiendo la restricción además de la malabsorción4. Varios modelos de gastrectomía en manga en ratones están disponibles en la literatura 12,24,25,26. El uso de clips quirúrgicos en lugar de suturas solas permite una ganancia significativa de tiempo24 y reduce la pérdida de sangre, dos condiciones necesarias para el éxito quirúrgico. Anclaje del clip quirúrgico usando un 8-0 La sutura para correr impidió la migración del clip intragástrico en todos los casos en nuestro experimento. Al eliminar la región cardíaca, esta técnica permite la extirpación de aproximadamente el 80% del estómago12. En este modelo, sin embargo, SADI-S se asoció con la sobrealimentación en comparación con los ratones control simulados, con el objetivo (probablemente) de compensar la malabsorción causada por la derivación intestinal. Otros modelos sugirieron que la gastrectomía en manga en ratones modificó preferentemente el comportamiento de ingesta de alimentos en lugar de la cantidad absoluta de alimentos ingeridos por día a largo plazo11,26. Este efecto restrictivo limitado es una limitación de este modelo.
Este protocolo tiene una tasa de supervivencia del 75%. Vale la pena señalar que la supervivencia a 5 días fue un fuerte predictor de supervivencia a largo plazo, ya que no se produjo una muerte tardía durante nuestro experimento. No se observó estenosis anastomótica. Sin embargo, alcanzar esta tasa de supervivencia requirió al menos 3 semanas de entrenamiento microquirúrgico intensivo por parte de un experimentador especializado en cirugía animal; El aumento de la supervivencia a lo largo del tiempo se correlacionó con una disminución del tiempo de operación. El cuidado perioperatorio es una de las claves del éxito de esta técnica. Se necesita un protocolo analgésico estricto además de la terapia sistemática basada en antibióticos, y la alimentación debe introducirse progresivamente, utilizando solo una dieta en gel durante 3 días. Como se describió anteriormente 12, la suplementación con vitaminas B1, B9,B12 y vitaminas liposolubles (A, D, E, K) es necesaria después de la cirugía de malabsorción, así como la suplementación con hierro, que previno la anemia en nuestro experimento, pero aún no se ha descrito para el modelo SADI-S15.
En conclusión, SADI-S se puede transponer con éxito en ratones, con algunas modificaciones de su descripción en humanos. Esta técnica requiere entrenamiento y un estricto protocolo perioperatorio. La adaptación de esta cirugía a ratones podría permitir una mejor comprensión de los mecanismos subyacentes al fuerte efecto metabólico de este procedimiento prometedor en comparación con modelos anteriores y podría ayudar a definir mejor sus indicaciones quirúrgicas.
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Disclosures
Claire Blanchard ha sido pagada por Medtronic para proporcionar cursos de inmersiones clínicas.
Acknowledgments
Agradecemos a Ethicon (Johnson and Johnson surgical technologies) por proporcionar amablemente el cordón de sutura y los clips quirúrgicos. Este trabajo fue apoyado por becas del NExT Talent Project, Université de Nantes, CHU de Nantes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agagani needle 26 G | Terumo | 050101B | 26 G needle |
| Betadine dermique | Pharma-gdd | 3300931499787 | Povidone solution |
| Betadine scrub | Pharma-gdd | 3400931499787 | Povidone solution |
| Binocular microscope | Optika Microscopes Italy | SZN-9 | Binocular stereomicroscope |
| Buprecare | Animalcare | 3760087151244 | Buprenorphin |
| Castroviejo, straight 9 cm | F.S.T | 12060-02 | Micro scissors |
| Castroviejo, straight 9 cm | F.S.T | 12060-02 | Needle holder |
| Chlorure de sodium Fresenius 0.9% | Fresenius Kabi | BE182743 | NaCl 0.9% |
| Clamoxyl | Med'vet | 5414736007496 | Amoxicilline |
| Cotton buds | Comed | 2510805 | Cotton swabs |
| Element HT5 | Scilvet | Element HT5 | Automated hematology analyzer |
| Emeprid | CEVA | 3411111914365 | Metoclopramid |
| Extra Fine Graefe Forceps, curved (tip width: 0.5 mm) | F.S.T | 11152-10 | Surgical forceps |
| Extra Fine Graefe Forceps, straight (tip width: 0.5 mm) | F.S.T | 11150-10 | Surgical forceps |
| Fercobsang | Vetoprice | QB03AE04 | Iron, multivitamins and minerals |
| Forane | Baxter | 1001936060 | Isoflurane |
| Graefe forceps, straight (tip width: 0.8 mm) | F.S.T | 11050-10 | Forceps |
| Graphpad Prism version 8.0 | GraphPad Software, Inc. | Version 8.0 | Software for statistical analysis |
| Heat pad | Intellibio innovation | A-2101-00300 | Heat pad |
| Incubator | Bioconcept Technologies | Manufactured on demand | Incubator |
| Lighting | Optika Microscopes Italy | CL-30 | Lighting for microscopy |
| Ocrygel | Med'vet | 3700454505621 | Carboptol 980 NF |
| Pangen 2.5 cm x 3.5 cm | Urgovet | A02978 | Haemostatic collagen compress |
| Prolene 6/0 | B.Braun | 3097915 | Optilene 6/0 (0.7 metric) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, suture cord |
| Prolene 8/0 | Ethicon | 8732 | 2 x BV175-6 MP, 3/8 Circle, 8 mm, suture cord |
| Scissors | F.S.T | 146168-09 | Surgical scissors |
| Sterile compresses | Laboartoire Sylamed | 211S05-50 | Non-woven sterile compressed |
| Terumo Syringe | Terumo | 50828 | 1 mL syringe |
| Titanium hemostatic clip | Péters Surgical | B2180-1 | Surgical clip |
| Vannas Wolff | F.S.T | 15009-08 | Micro scissors |
| Vita Rongeur | Virbac | 3597133087611 | Vitamin supplementation |
| Vitaltec stainless | Péters Surgical | PB 220-EB Medium | Surgical clip applier |
References
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