Summary
هنا ، نصف طريقة بسيطة لزرع جهاز مراقبة الجلوكوز المستمر التجاري المصمم للمرضى على الفئران وتوفير البرامج النصية لتحليل النتائج.
Abstract
الفئران هي كائن نموذجي شائع يستخدم لدراسة الأمراض الأيضية مثل داء السكري. عادة ما يتم قياس مستويات الجلوكوز عن طريق نزيف الذيل ، والذي يتطلب التعامل مع الفئران ، ويسبب الإجهاد ، ولا يوفر بيانات عن الفئران التي تتصرف بحرية خلال الدورة المظلمة. يتطلب قياس الجلوكوز المستمر المتطور في الفئران إدخال مسبار في قوس الأبهر للفأر ، بالإضافة إلى نظام قياس عن بعد متخصص. لم يتم اعتماد هذه الطريقة الصعبة والمكلفة من قبل معظم المختبرات. هنا ، نقدم بروتوكولا بسيطا يتضمن استخدام أجهزة مراقبة الجلوكوز المستمرة المتاحة تجاريا والتي يستخدمها ملايين المرضى لقياس الجلوكوز بشكل مستمر في الفئران كجزء من البحث الأساسي. يتم إدخال مسبار استشعار الجلوكوز في الفضاء تحت الجلد في الجزء الخلفي من الماوس من خلال شق صغير في الجلد ويتم تثبيته في مكانه بإحكام باستخدام بضع غرز. يتم خياطة الجهاز على جلد الفأر لضمان بقائه في مكانه. يمكن للجهاز قياس مستويات الجلوكوز لمدة تصل إلى 2 أسابيع ويرسل البيانات إلى جهاز استقبال قريب دون الحاجة إلى التعامل مع الفئران. يتم توفير البرامج النصية لتحليل البيانات الأساسية لمستويات الجلوكوز المسجلة. هذه الطريقة ، من الجراحة إلى التحليل الحسابي ، فعالة من حيث التكلفة ويحتمل أن تكون مفيدة جدا في أبحاث التمثيل الغذائي.
Introduction
داء السكري (DM) هو مرض مدمر يتميز بارتفاع مستويات الجلوكوز في الدم. يمكن أن يكون النوع 1 DM نتيجة لهجوم المناعة الذاتية على خلايا بيتا المنتجة للأنسولين في البنكرياس. من ناحية أخرى ، يتميز النوع 2 DM و DM الحملي بفشل خلايا بيتا في إفراز كمية كافية من الأنسولين استجابة لارتفاع مستويات الجلوكوز1. الفأر هو كائن نموذجي شائع يستخدم لدراسة DM لأنه يحتوي على فسيولوجيا مماثلة ، ومستويات الجلوكوز الطبيعية قريبة من مستويات البشر. علاوة على ذلك ، قد تصاب سلالات معينة من الفئران ب DM بسبب الطفرات في مسارات الإشارات الرئيسية أو بعد التعرض لأنظمة غذائية محددة ، مما يتيح نمذجة المرض2،3،4.
يتم قياس نسبة الجلوكوز في الدم عادة في الفئران باستخدام أجهزة قياس السكر المصممة للمرضى عن طريق استخراج قطرة صغيرة من الدم (1-2 ميكرولتر) من طرف ذيل الفأر. تسبب هذه الطريقة الإجهاد وتتطلب التعامل مع الفأر ، مما يؤثر على مستويات الجلوكوز ويحظر قياس مستويات الجلوكوز في الدم في الفئران التي تتصرف بحرية أو عندما لا يكون الباحث قريبا من5. قد يسبب نزيف الفئران إجهادا للفئران القريبة ، وخاصة الفئران من نفس القفص التي لم يتم قياس نسبة السكر في الدم لديها بعد ، مما يؤثر على النتائج. تستجيب الفئران بشكل مختلف اعتمادا على المعالج ، وقد يؤثر الشخص الذي يقيس الجلوكوز على مستويات الجلوكوز في الفئران. تتطلب هذه المزالق تصميما تجريبيا دقيقا وتكمن وراء بعض التناقضات بين التجارب.
من الممكن قياس الجلوكوز في الفئران التي تتحرك بحرية دون نزيف عن طريق زرع مستشعرات الجلوكوز في قوس الأبهر للفئران باستخدام أحدث القياس عن بعد6. القياسات الناتجة جيدة جدا ويمكن أن تستمر على مدى فترة طويلة ، ولكن من الصعب زرع هذه المستشعرات ، ونظام القياس عن بعد مكلف ، مما يؤدي إلى اعتماد معتدل لهذه المنهجية وعدم اعتمادها في المختبرات غير المتخصصة. تم تطوير مستشعرات الجلوكوز تحت الجلد أو غيرها من أجهزة استشعار الجلوكوز المصممة خصيصا لأبعاد الفئران وعلم وظائف الأعضاء في السنوات الأخيرة ، ولكن هذه تتطلب مرة أخرى خبراء ذوي مهارات عالية وفي بعض الحالات تكون مكلفة6،7،8،9،10.
توفر أجهزة مراقبة الجلوكوز المستمرة التجارية (CGMs) التي تم تطويرها في الأصل لمراقبة مستويات الجلوكوز لمرضى DM خيارا آخر لقياس الجلوكوز في الفئران التي تتحرك بحرية ، بتكلفة أقل ومتطلبات خبرة فنية من المجسات المزروعة. تم استخدام هذه المجسات في الأبحاث الأساسية من قبل عدد قليل من المختبرات5،11،12،13،14،15 بما في ذلك زملائنا الذين استخدموا هذا البروتوكول 16. تتضمن هذه الأجهزة عادة مستشعرا وجهاز تركيب وجهاز استقبال وتطبيقا برمجيا. يحتوي المستشعر على قنية توجه مستشعر الجلوكوز الأنزيمي ، وشريط لاصق ، ومصدر طاقة ، وذاكرة قصيرة المدى ، ووحدة اتصال لاسلكية تخزن البيانات وترسلها إلى جهاز الاستقبال. يمكن لجهاز الاستقبال إظهار مستويات الجلوكوز الحالية وإرسال البيانات إلى الخادم ؛ يمكن أن يكون جهاز الاستقبال هذا هاتفا محمولا. يوفر تطبيق البرنامج بيانات للمريض وفريق الرعاية الطبية حول نسبة السكر في الدم للمريض. في المرضى ، يتم توصيل المستشعر بسهولة باستخدام جهاز التركيب. يتم إدخال القنية تحت الجلد عن طريق الضغط على جهاز التثبيت على الجلد ، ويبقى المستشعر في مكانه بمساعدة شريط لاصق.
هذا بروتوكول مفصل لتكييف جهاز CGM تجاري لقياس مستويات الجلوكوز في الفئران. يصف هذا البروتوكول كيفية إدخال مستشعر الجلوكوز جراحيا وإرفاقه بالماوس. يتم توفير البرامج النصية لتحليل البيانات الأساسية وتصور البيانات. يتم توفير المزالق المحتملة واستكشاف الأخطاء وإصلاحها وأمثلة على النتائج القياسية. البروتوكول أدناه خاص ب CGM معين ولكن يمكن تكييفه بسهولة مع أنواع أخرى من CGMs التجارية عند توفرها.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تمت الموافقة على التجارب من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات في الجامعة العبرية (IACUC).
ملاحظة: يجب تعقيم جميع الأدوات ، ويجب إجراء التعامل مع القنية باستخدام تقنية معقمة. يتم ضبط البروتوكول أدناه بدقة على CGM محدد. يمكن تكييف البروتوكول مع CGMs الأخرى.
1. إعطاء مسكن قبل الإجراء
- يتم تطبيق 5٪ دكستروز ومحلول ملحي 0.45٪ مع ميلوكسيكام عند تناول 5 ملغ/ كغ من وزن الجسم تحت الجلد.
2. إدارة التخدير
- ضع الماوس في غرفة الحث ، وأغلق الغطاء بإحكام. اضبط تحريض التخدير في غرفة الحث على 3٪ إيزوفلوران بمعدل تدفق 500 مل / دقيقة.
- بمجرد عدم استجابة الماوس ، قم بإزالة الماوس من الحجرة ، وقم بتركيب مخروط الأنف على الماوس. تأكيد مستوى التخدير مع قرصة بين الأصابع. اضبط التركيز على 1٪ -1.5٪ إيزوفلوران ومعدل التدفق على 100 مل / دقيقة في فأر يزن 30 جم.
- ضع مرهم العيون على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
3. إعداد أجهزة الاستشعار
- قم بتركيب المستشعر على جهاز تركيب المستشعر لكشف شريط المستشعر وجانب القنية (الشكل 1 أ). كن حذرا حيث يتم إدخال الإبرة في القنية وتعريضها.
- خياطة اثنين من الغرز نقطة تفتق 5-0 على الشريط على جانبي القنية (الشكل 1 أ).
4. إزالة الشعر وتطهيره
- احلق مساحة حوالي 4 سم × 4 سم على خط الوسط من الجزء الخلفي من الماوس.
- ضع كريم مزيل الشعر على المنطقة المحلوقة لضمان إزالة الشعر بالكامل.
- امسح الجلد وقم بتطهيره باستخدام محلول مطهر يحتوي على 2٪ غلوكونات الكلورهيكسيدين و 70٪ كحول الأيزوبروبيل.
5. إعداد الجلد الظهري
- قم بعمل شق 2 مم في وسط المنطقة المحلوقة فوق العمود الفقري باستخدام مقص حاد (الشكل 1 ب).
- باختصار ، أدخل ملقط صغير بحافة حادة تحت الجلد لتشكيل جيب صغير تحت الجلد بحيث يمكن إدخال القنية بسهولة في الجيب تحت الجلد (الشكل 1 ب).
- مرر خياطة من الخطوة 3.2 عبر الجلد على كل جانب من الشق (الشكل 1 ج).
6. إدخال المستشعر
- قم بإزالة المستشعر تماما من جهاز تركيب المستشعر (القنية خالية من الإبرة) ، وأمسك المستشعر بالملقط لمنع الشريط المحيط من الالتصاق بنفسه.
- أدخل القنية بعناية في الجيب تحت الجلد.
- اسحب الغرز على كل جانب ، وشدها واربطها لتثبيت المستشعر بإحكام في مكانه ، وبالتالي منع القنية من الانزلاق من الجيب تحت الجلد بمجرد فك الشريط اللاصق بمرور الوقت.
7. مرفق الاستشعار والخياطة
- قم بتوصيل المستشعر بالظهر بإحكام عن طريق ربط الغرز الداخلية واستخدام الشريط اللاصق المحيط بالمستشعر.
- قم بعمل ثماني خيوط متقطعة حول المستشعر ، مع ربط حدود شريط المستشعر بالجلد (الشكل 1 د).
8. تفعيل القارئ
- بمجرد إدخال المستشعر ، قم بتنشيط القارئ عن طريق تشغيل القارئ ، والضغط على Start New Sensor ، وتمرير المستشعر وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
- لا يمكن أخذ القراءة الأولى إلا بعد بضع دقائق من تثبيت CGM. في حالة CGM ، يمكن أخذ القراءة الأولى بعد 60 دقيقة.
9. قراءة النتائج
- ضع القارئ بالقرب من الماوس (ليست هناك حاجة للمسه). يتم إرسال جميع البيانات المخزنة في المستشعر إلى القارئ.
ملاحظة: قد تختلف أجهزة المراقبة المستمرة للسكري المختلفة في فترة سعة توفير البيانات التاريخية. في حالة CGM ، يمكن تخزين 8 ساعات كحد أقصى بين قراءتين.
10. إزالة المستشعر
- تخدير الفأر (انظر القسم 2).
- قطع الغرز التي تربط المستشعر بالجزء الخلفي من الماوس باستخدام مقص حاد.
- قم بإزالة وقطع الغرز في الشق عن طريق إزالة المستشعر برفق.
- إذا لزم الأمر ، استخدم خياطة واحدة لإغلاق الشق في الجزء الخلفي من الماوس.
11. تحليل البيانات
- تنزيل البيانات: قم بتنزيل البيانات وفقا للإرشادات المقدمة من الشركة المصنعة للمراقبة المستمرة للسكري (CGM).
ملاحظة: يحتوي كل CGM على تنسيق مختلف ، والذي قد يكون أو لا يكون سهل الوصول إليه للمستخدم. هذا اعتبار مهم في اختيار CGM. - للتحليل باستخدام البرنامج المقدم ، قم بتنسيق البيانات وفقا للإرشادات الواردة في الملف التمهيدي على Github (https://github.com/mika-littor/CGM-in-Mice-Analysis.git).
الشكل 1: ربط المستشعر بالماوس . (أ) يتم تمرير خيطين مميزين بسهمين أحمرين عبر شريط المستشعر الموجود على جانبي القنية على الجانب السفلي من مستشعر المراقبة المستمرة للسكري ، مع تمييزهما بسهم أبيض. (ب) يجرى شق صغير مقص 2 مم في وسط المنطقة المحلوقة على طول العمود الفقري باستخدام مقص حاد. يتم إدخال ملقط صغير ذو حافة حادة لفترة وجيزة تحت الجلد لتشكيل جيب صغير تحت الجلد بحيث يمكن إدخال القنية تحت الجلد. (ج) تمرر الغرز نفسها من (أ ) تحت الجلد على كل جانب من الشق. تشير الأسهم الحمراء إلى الغرز المتصلة بالمستشعر كما في A ، وتحدد الأسهم الزرقاء الموقع الذي مرت فيه الغرز إلى الجلد في الجزء الخلفي من الماوس ، ويظهر السهم الأسود الشق. (د) بعد إدخال القنية، يتم شد الغرز الداخلية وربطها بالقرب من الشق لتثبيت المراقبة المستمرة للجوى. ثم يتم خياطة المستشعر على الجلد. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
النتائج الجراحية
النتائج من ثمانية HSD: ICR الفئران (الذين تتراوح أعمارهم بين 8 أسابيع) تغذت على نظام غذائي عالي الدهون عالية السكروز (HFHS) لمدة 18 أسبوعا وخمسة HSD: الفئران ICR العجاف (الذين تتراوح أعمارهم بين 12 أسبوعا) موضحة. يخزن الجهاز الذي استخدمناه البيانات لمدة تصل إلى 8 ساعات. تم تقييد الوصول إلى مرفق الحيوانات المحلي إلى الساعة 07:00 إلى الساعة 19:00 ، وبالتالي حظر جمع البيانات خلال ساعات المساء المتأخرة ، عندما تكون الفئران نشطة. لذلك ، تم وضع الفئران في غرفة ذات إضاءة عكسية لمدة 7 أيام قبل العملية الجراحية ، مع ساعات مظلمة بين الساعة 8:30 و 20:30. هذا ليس ضروريا لجميع الأجهزة أو مرافق الحيوانات ، ونوصي باستخدام الأجهزة التي يمكنها تخزين المعلومات لأكثر من 12 ساعة.
لم يكن هناك وفيات بعد الجراحة. أدت الجراحة إلى فقدان الوزن بنسبة 10٪ تقريبا خلال وقت التجربة (الشكل 2 أ). لذلك ، يجب تفسير القياسات التي تم إجراؤها في الأيام القليلة الأولى بعد الجراحة ، أثناء فقدان الوزن ، بعناية. لم يكن فقدان الوزن بسبب عدم قدرة الفئران على الوصول إلى الطعام والماء. أظهرت المقارنة بين قياسات المراقبة المستمرة للسكري وقياسات الجلوكوز في الدم في طرف الذيل توافقا جيدا في حالات الصيام وغير الصيام (الشكل 2 ب). كان CGM نشطا لمدة 11 يوما في المتوسط (الشكل 2C). الحد الأقصى لعدد الأيام لهذا النوع من الأجهزة هو 14 يوما. عندما أصبح الجهاز غير نشط في وقت سابق ، لم يكن ذلك بسبب سقوط CGM.
الشكل 2: النتائج العامة لتطبيق المراقبة المستمرة للسكري (أ) متوسط انخفاض الوزن خلال الوقت الذي كان فيه المراقبة المستمرة للجدل. ن = 8 فئران. ب: متوسط الفرق بين قراءات الجلوكوز بواسطة جهاز قياس السكر المحمول باليد وجهاز المراقبة المستمرة للسكري . لم يكن الفرق مختلفا بشكل كبير عن 0 ملغم / ديسيلتر. ن = 10 قراءات في ستة فئران. (ج) متوسط الوقت الذي كان فيه CGM نشطا في n = 8 فئران. تمثل أشرطة الخطأ الخطأ القياسي للمتوسط. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الإخراج الخام
يتم عرض مستويات الجلوكوز في يوم واحد على رسم بياني تم إنتاجه بواسطة برنامج CGM (الشكل 3A). يمكن عرض البيانات من بضعة أيام باستخدام الكود المقدم (الشكل 3B). نعرض البيانات من 3 أيام للوضوح.
الشكل 3: تحليل البيانات . (أ) الناتج التجاري. لم يتم جمع البيانات بين الساعة 18:00 ومنتصف الليل. تظهر المنطقة المظللة قيم تسمم الدم الطبيعي في المرضى ، والتي تتراوح بين 70-100 ملغ / ديسيلتر. (ب) بيانات الإخراج الخام لمدة 3 أيام من ماوس واحد باستخدام الرمز المقدم. لاحظ الفرق في المقياس في المحور ص بين A و B. يمكن تعديل معلمات المحور وجميع المعلمات الأخرى في الكود. يتم عرض البيانات لمدة 3 أيام للوضوح. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
تحليل
بمجرد استخراج البيانات ، يمكن إجراء التحليل باستخدام الكود المقدم أو أي برنامج آخر مصمم خصيصا. يوجد أدناه متوسط مستويات الجلوكوز (الشكل 4 أ ، ج) والوسيط (الشكل 4 ب ، د) في كل نقطة زمنية لفأر واحد. يمكن استخدام نافذة منزلقة لتنعيم المؤامرة. يتم عرض اثنين فقط من الفئران من أجل الوضوح.
الشكل 4: ناتج تحليل البيانات باستخدام البرامج النصية المتوفرة . (أ) المتوسط و(ب) متوسط مستويات الجلوكوز في كل نقطة زمنية في فأر معين. تشير المنطقة المظللة إلى الانحراف المعياري في مستويات الجلوكوز. ج: متوسط ومتوسط مستويات الجلوكوز في فأرين. يتم عرض اثنين فقط من الفئران من أجل الوضوح. يشير الخط المتقطع إلى الانتقال من الضوء (20:30-08:30) إلى الظلام (8:30-20:30). تم استخدام نافذة منزلقة لمدة 20 دقيقة لتنعيم المنحنى. يمكن تعديل حجم النافذة وجميع المعلمات في الكود. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يقدم هذا البروتوكول طريقة بسيطة وغير مكلفة لمراقبة مستويات الجلوكوز في الفئران التي لا تتطلب جراحة مجهرية صعبة ولا تنطوي على نزيف أو التعامل مع الفئران. هذه الطريقة سهلة التنفيذ في كل منشأة ولا تسبب الوفيات أو الألم أو الانزعاج المفرط للفئران. الخطوة الأكثر أهمية في البروتوكول هي إدخال قنية مستشعر الجلوكوز تحت جلد الماوس. تسمح إضافة بعض الغرز للقنية بالبقاء في مكانها لفترة أطول. المستشعرات صغيرة ويمكن أن تصبح مسدودة أو في غير محلها أثناء تحرك الماوس. يجب تأمين المستشعر بواسطة الغرز الداخلية وتوصيله بالجزء الخلفي من الماوس بواسطة عدد قليل من الغرز. يمكن تكييف البروتوكول مع العديد من أنظمة CGM التجارية.
فقدت الفئران وزنها بعد الجراحة ، وهو أمر متوقع بعد الجراحة ويمكن أن يرتبط بإجهاد الجراحة والتخدير ، وعبء حمل الجهاز ، والسكن الفردي الذي يفرضه البروتوكول المحدد المستخدم في هذه الدراسة. نظرا لأن أجهزة المراقبة المستمرة للسكري تصبح أخف وزنا وأكثر دقة بشكل تدريجي ، فمن المتوقع أن تصبح هذه التأثيرات أصغر. لاحظنا أن الفئران التي تحمل CGM تحركت بحرية في القفص ووصلت إلى كريات الطعام التي تتطلب التسلق. الطريقة محدودة بقدرة كل CGM على العمل بمرور الوقت. يجب على الباحثين مراقبة فقدان الوزن والنظر في مزايا وعيوب هذه الطريقة مقارنة بالبدائل القياسية التي تتطلب معالجة متكررة ونزيف الفئران ، والتي تفترض أن نزيف فأر واحد له تأثير ضئيل على نسبة السكر في الدم لدى جيرانه ويتضمن قياس مستويات الجلوكوز في حالة مرهقة خلال النهار.
البروتوكول الموضح أعلاه بسيط إلى حد ما وسريع وقابل للتطوير. لا يتطلب إعدادا خاصا في منشأة الحيوانات أو معدات باهظة الثمن ، ويمكن استخدامه بالتوازي مع الإجراءات الأخرى التي تشكل جزءا من التجربة ، ويمكن استخدامه على أي خلفية وراثية أو مع أي تغذية. يتم توفير البرامج النصية لتحليل البيانات لتسهيل التحليل من قبل مجموعات البحث الأقل خبرة في تحليل البيانات. نأمل أن يمكن هذا البروتوكول التفصيلي ونصوص تحليل البيانات المختبرات الأخرى من قياس الجلوكوز في تجاربها في مجالات التمثيل الغذائي وغيرها من المجالات البحثية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.
Acknowledgments
نشكر Dvir Mintz DVM والموظفين البيطريين وتربية الحيوانات في منشأة الحيوانات ، وكذلك أعضاء مجموعتنا ، على المناقشات المثمرة. تم دعم هذه الدراسة من خلال منحة مؤسسة العلوم الإسرائيلية 1541/21 الممنوحة ل D.B.Z. D.B.Z. هي كلية Zuckerman STEM.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2% Chlorhexidine Gluconate and 70% Isopropyl Alcohol | 3M | ID 7000136290 | |
| 5% Dextrose and 0.45% Sodium Chloride Injection, USP | Braun | L6120 | |
| Castroviejo needle holder | FST | 12061-02 | |
| Extra Fine Bonn scissors | FST | 14084-08 | |
| FreeStyle Libre 1 reader | Abbott | ART27543 | |
| FreeStyle Libre sensor | Abbott | ART36687 | |
| FreeStyle Libre sensor applicator | Abbott | ART36787 | |
| Gauze pads | Sion medical | PC912017 | |
| Graefe Forceps | FST | 11052-10 | |
| Hair Removal Cream | Veet | 3116523 | |
| High-fat high-sucrose diet | Envigo Teklad diets | TD.08811 | |
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | 26675-46-7 | |
| Meloxicam 5 mg/mL | Chanelle Pharma | 08749/5024 | |
| MiniARCO Clipper kit | Moser | CL8787-KIT | |
| PROLENE Polypropylene Suture 5-0 | Ethicon | 8725H | |
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo | 574402511 | |
| Q-tips | B.H.W | 271676 | |
| SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Kent Scientific | SOMNO |
References
- Polonsky, K. S. The past 200 years in diabetes. New England Journal of Medicine. 367 (14), 1332-1340 (2012).
- Rees, D. A., Alcolado, J. C.
- Pearson, J. A., Wong, F. S., Wen, L. The importance of the non-obese diabetic (NOD) mouse model in autoimmune diabetes. Journal of Autoimmunity. 66, 76-88 (2016).
- Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for Type 2 diabetes mellitus. Journal of Diabetes Research. 2016, 2902351 (2016).
- Kennard, M. R., et al. The use of mice in diabetes research: The impact of experimental protocols. Diabetic Medicine. 38 (12), 14705 (2021).
- Klueh, U., et al. Continuous glucose monitoring in normal mice and mice with prediabetes and diabetes. Diabetes Technology and Therapeutics. 8 (3), 402-412 (2006).
- Wuyts, C., Simoens, C., Pinto, S., Philippaert, K., Vennekens, R. Continuous glucose monitoring during pregnancy in healthy mice. Scientific Reports. 11, 4450 (2021).
- Korstanje, R., et al. Continuous glucose monitoring in female NOD mice reveals daily rhythms and a negative correlation with body temperature. Endocrinology. 158 (9), 2707-2712 (2017).
- Han, B. G., et al. Markers of glycemic control in the mouse: Comparisons of 6-h-and overnight-fasted blood glucoses to Hb A1c. American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 295 (4), 981-986 (2008).
- Xie, X., et al. Reduction of measurement noise in a continuous glucose monitor by coating the sensor with a zwitterionic polymer. Nature Biomedical Engineering. 2 (12), 894-906 (2018).
- Van Der Meulen, T., et al. Urocortin3 mediates somatostatin-dependent negative feedback control of insulin secretion. Nature Medicine. 21 (7), 769-776 (2015).
- Peterson, Q. P., et al. A method for the generation of human stem cell-derived alpha cells. Nature Communications. 11, 2241 (2020).
- Klueh, U., Liu, Z., Feldman, B., Kreutzer, D. Interstitial fluid physiology as it relates to glucose monitoring technologies: Importance of Interleukin-1 and Interleukin-1 receptor antagonist in short-term glucose sensor function in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 4 (5), 1073 (2010).
- Klueh, U., Antar, O., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Role of interleukin-1/interleukin-1 receptor antagonist family of cytokines in long-term continuous glucose monitoring in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 7 (6), 1538 (2013).
- Klueh, U., Kaur, M., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Critical role of tissue mast cells in controlling long-term glucose sensor function in vivo. Biomaterials. 31 (16), 4540-4551 (2010).
- Kogot-Levin, A., et al. Mapping the metabolic reprogramming induced by sodium-glucose cotransporter 2 inhibition. JCI Insight. , 164296 (2023).
