Summary
Das vorliegende Protokoll beschreibt die Verwendung von Ammoniumformiat für die Phasenverteilung in QuEChERS, zusammen mit der Gaschromatographie-Massenspektrometrie, um organische Chlorpestizidrückstände in einer Bodenprobe erfolgreich zu bestimmen.
Abstract
Derzeit stellt die QuEChERS-Methode das weltweit am weitesten verbreitete Probenvorbereitungsprotokoll für die Analyse von Pestizidrückständen in einer Vielzahl von Matrices sowohl in offiziellen als auch in nicht-offiziellen Laboratorien dar. Das QuEChERS-Verfahren mit Ammoniumformiat hat sich bisher gegenüber dem Original und den beiden offiziellen Versionen als vorteilhaft erwiesen. Zum einen reicht die einfache Zugabe von 0,5 g Ammoniumformiat pro Gramm Probe aus, um eine Phasentrennung zu induzieren und eine gute analytische Leistung zu erzielen. Auf der anderen Seite reduziert Ammoniumformiat den Wartungsaufwand bei Routineanalysen. Hier wurde eine modifizierte QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat für die simultane Analyse von Organochlorpestizidrückständen (OCP) in landwirtschaftlichen Böden angewendet. Insbesondere wurden 10 g der Probe mit 10 ml Wasser hydratisiert und dann mit 10 ml Acetonitril extrahiert. Als nächstes wurde die Phasentrennung unter Verwendung von 5 g Ammoniumformiat durchgeführt. Nach der Zentrifugation wurde der Überstand einem dispersiven Festphasenextraktionsreinigungsschritt mit wasserfreiem Magnesiumsulfat, primär-sekundärem Amin und Octadecylsilan unterzogen. Als Analysetechnik wurde die Gaschromatographie-Massenspektrometrie eingesetzt. Die QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat hat sich als erfolgreiche Alternative zur Extraktion von OCP-Rückständen aus einer Bodenprobe erwiesen.
Introduction
Die Notwendigkeit, die Nahrungsmittelproduktion zu steigern, hat in den letzten Jahrzehnten weltweit zu einem intensiven und weit verbreiteten Einsatz von Pestiziden geführt. Pestizide werden auf die Pflanzen aufgebracht, um sie vor Schädlingen zu schützen und die Ernteerträge zu steigern, aber ihre Rückstände landen in der Regel in der Bodenumgebung, insbesondere in landwirtschaftlichen Gebieten1. Darüber hinaus haben einige Pestizide, wie z.B. Organochlorpestizide (OCPs), eine sehr stabile Struktur, so dass sich ihre Rückstände nicht leicht zersetzen und lange im Boden verbleiben2. Im Allgemeinen hat der Boden eine hohe Fähigkeit, Pestizidrückstände anzureichern, insbesondere wenn er einen hohen Gehalt an organischer Substanz3 aufweist. Infolgedessen ist der Boden eines der am stärksten durch Pestizidrückstände kontaminierten Umweltkompartimente. So ergab beispielsweise eine der bisherigen vollständigen Studien, dass 83 % der 317 landwirtschaftlichen Böden in der gesamten Europäischen Union mit einem oder mehreren Pestizidrückständen kontaminiert waren4.
Die Bodenverschmutzung durch Pestizidrückstände kann aufgrund der hohen Toxizität der Rückstände Auswirkungen auf nicht zu den Zielgruppen gehörende Arten, die Bodenfunktion und die Gesundheit der Verbraucher in der gesamten Lebensmittelkette beeinträchtigen 5,6. Daher ist die Bewertung von Pestizidrückständen in Böden von wesentlicher Bedeutung, um ihre potenziellen negativen Auswirkungen auf die Umwelt und die menschliche Gesundheit zu bewerten, insbesondere in Entwicklungsländern, da es keine strengen Vorschriften für den Einsatz von Pestiziden gibt7. Daher gewinnt die Pestizid-Multi-Residuen-Analyse zunehmend an Bedeutung. Die schnelle und genaue Analyse von Pestizidrückständen in Böden ist jedoch aufgrund der großen Anzahl von Störstoffen sowie der geringen Konzentration und der vielfältigen physikalisch-chemischen Eigenschaften dieser Analyten eine schwierige Herausforderung4.
Von allen Methoden zur Analyse von Pestizidrückständen ist die QuEChERS-Methode die schnellste, einfachste, billigste, effektivste, robusteste und sicherste Option8. Die QuEChERS-Methode besteht aus zwei Schritten. Im ersten Schritt wird eine mikroskalige Extraktion durchgeführt, die auf der Trennung durch Aussalzen zwischen einer wässrigen und einer Acetonitrilschicht basiert. Im zweiten Schritt wird ein Reinigungsprozess mit einer dispersiven Festphasenextraktion (dSPE) durchgeführt; Diese Technik verwendet kleine Mengen mehrerer Kombinationen von porösen Sorptionsmitteln, um matrixstörende Komponenten zu entfernen und überwindet die Nachteile herkömmlicher SPE9. Daher ist der QuEChERS ein umweltfreundlicher Ansatz mit wenig Lösungsmittel/Chemikalien, der sehr genaue Ergebnisse liefert und potenzielle Quellen für zufällige und systematische Fehler minimiert. In der Tat wurde es erfolgreich für die Hochdurchsatz-Routineanalyse von Hunderten von Pestiziden eingesetzt, mit starker Anwendbarkeit in fast allen Arten von Umwelt-, Lebensmittel- und biologischen Proben 8,10. Diese Arbeit zielt darauf ab, eine neue Modifikation der QuEChERS-Methode anzuwenden und zu validieren, die zuvor entwickelt und mit GC-MS gekoppelt wurde, um OCPs in landwirtschaftlichen Böden zu analysieren.
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Protocol
1. Vorbereitung der Stammlösungen
HINWEIS: Es wird empfohlen, während des gesamten Protokolls Nitrilhandschuhe, einen Laborkittel und eine Schutzbrille zu tragen.
- Herstellen einer Stammlösung in Aceton mit 400 mg/l aus einer handelsüblichen Mischung von OCPs (siehe Materialtabelle) mit 2.000 mg/l in Hexan:Toluol (1:1) in einem 25-ml-Messkolben. Tabelle 1 zeigt die ausgewählten OCPs.
- Die nachfolgenden Stammlösungen werden in Aceton in Konzentrationen von 50 mg/l, 1 mg/l und 0,08 mg/l in 10-ml-Meßkolben hergestellt und in Braunglasdurchstechflaschen bei −18 °C gelagert.
HINWEIS: Die gleichen Lösungen können während der gesamten Arbeit verwendet werden, aber es ist wichtig, sie unter diesen Bedingungen direkt nach jedem Gebrauch zu lagern. - Die Stammlösungen werden in Aceton in Konzentrationen von 20 mg/l und 0,4 mg/l aus einem handelsüblichen Standard von 4,4'-DDE-d8 bei 100 mg/l in Aceton in 10-ml-Messkolben hergestellt und in Braunglasdurchstechflaschen bei −18 °C gelagert. Verwenden Sie 4,4'-DDE-d8 als internen Standard (IS).
2. Probenentnahme
- Sammeln Sie ca. 0,5 kg der oberen 10 cm Schicht eines landwirtschaftlichen Bodens in einem Glasbehälter. Das Bodenobjekt dieser Studie wurde in einer traditionellen landwirtschaftlichen Zone des Kartoffelanbaus gesammelt.
HINWEIS: Es wurde eine Oberflächenprobenahme mit einem Spachtel durchgeführt. Die Tiefe des Bodens könnte jedoch seine physikalisch-chemischen Eigenschaften beeinflussen. Wenn der Gehalt an organischem Kohlenstoff mit der Tiefe variiert, ist es daher notwendig, Proben in verschiedenen Tiefen zu entnehmen. - Die Bodenprobe wird ins Labor gebracht, mit einem Sieb von 1 mm Durchmesser gesiebt und bis zur Analyse bei 4 °C in einem Braunglasbehälter aufbewahrt.
HINWEIS: Die gleiche Bodenprobe kann während der gesamten Arbeit verwendet werden, aber es ist wichtig, sie unter diesen Bedingungen direkt nach jedem Gebrauch zu lagern.
3. Probenvorbereitung nach der modifizierten QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat
HINWEIS: Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung der modifizierten QuEChERS-Methode.
- 10 g der Bodenprobe werden in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen eingewogen und 50 μl der IS-Lösung mit 20 mg/l zugegeben, um 100 μg/kg zu erhalten. Zu Rückgewinnungszwecken werden auch die in Schritt 1.2 hergestellten Pestizidlösungen zugegeben, um 10 μg/kg, 50 μg/kg und 200 μg/kg (jeweils n = 3) zu erhalten.
- Schütteln Sie das Röhrchen 30 Sekunden lang mit einem Wirbel, um den Spike besser in die Probe zu integrieren.
- Fügen Sie 10 ml Wasser hinzu. Schütteln Sie das Röhrchen mit einem automatischen Schüttelautomaten bei 10 x g für 5 Minuten.
- Fügen Sie 10 ml Acetonitril hinzu. Schütteln Sie die Tube erneut bei 10 x g für 5 min.
- Fügen Sie 5 g Ammoniumformiat hinzu (siehe Materialtabelle), schütteln Sie das Röhrchen kräftig für 1 min mit der Hand und zentrifugieren Sie bei 1.800 x g für 5 min.
- 1 ml des Acetonitril-Extrakts in ein 2-ml-Zentrifugenröhrchen mit 150 mg wasserfreiem MgSO4, 50 mg primär-sekundärem Amin (PSA) und 50 mg Octadecylsilan (C18) (siehe Materialtabelle) zu Reinigungszwecken durch dispersive Festphasenextraktion (d-SPE)8, Wirbel für 30 s und Zentrifuge bei 1.800 x g für 5 min.
- Übertragen Sie 200 μL des Extrakts in ein entsprechend markiertes Autosampler-Fläschchen mit einem 300 μL Schmelzeinsatz und führen Sie eine instrumentelle Analyse mit einem GC-MS-System durch (Schritt 4).
ANMERKUNG: Die matrixangepasste Kalibrierung wird nach den gleichen Schritten wie zuvor unter Verwendung von Blindextrakten durchgeführt, jedoch werden 5 ml des Überstands in 15-ml-Röhrchen im d-SPE-Schritt (Schritt 3.6) gereinigt und die Spike- und IS-Lösungen werden erst in Schritt 3.7 hinzugefügt. Geben Sie die Kalibrierstandardlösungen in die Durchstechflaschen des Autosamplers, um 5 μg/kg, 10 μg/kg, 50 μg/kg, 100 μg/kg, 200 μg/kg und 400 μg/kg zu erhalten, verdampfen Sie bis zur Trockne und fügen Sie 200 μl der Matrixextrakte hinzu.
4. Instrumentelle Analytik mittels GC-MS
- Führen Sie die GC-MS-Analysen mit einem GC-MS-System mit einem einzigen Quadrupol-Massenspektrometer und einer Elektronenionisationsschnittstelle (−70 eV) durch (siehe Materialtabelle).
- Stellen Sie die MS-Transferleitung auf 280 °C und die Ionenquelle auf 230 °C ein.
- Verwenden Sie eine 5%ige Phenyl-Methylpolysiloxan-Säule von 30 m x 250 μm x 0,25 μm (siehe Materialtabelle) und ultrahochreines He als Trägergas bei einer konstanten Durchflussrate von 1,2 ml/min.
- Halten Sie den GC-Ofen zunächst 2 Minuten lang auf 60 °C, dann erhöhen Sie die Temperatur auf 160 °C bei 25 °C/min und halten Sie ihn 1 Minute lang. Erhöhen Sie dann die Temperatur auf 175 °C bei 15 °C/min und halten Sie sie 3 Minuten lang. Dann auf 220 °C bei 40 °C/min erhöhen und 3 Minuten halten. Wieder auf 250 °C bei 30 °C/min erhöhen und 2 Minuten halten. Zum Schluss die Temperatur auf 310 °C bei 30 °C/min bringen und 2 Minuten halten. Die gesamte Analysezeit beträgt 22.125 min.
- Führen Sie vor jeder Sequenz ein vollständiges Autotune und einen Luft- und Wassertest der MS durch.
- Öffnen Sie die MassHunter-Erfassungssoftware, die alle Parameter des GC-MS-Systems steuert.
HINWEIS: Das Instrumentensystem enthält standardmäßig die MassHunter-Erfassungssoftware. - Öffnen Sie die Option "Ansicht" in der Symbolleiste und klicken Sie auf Vakuumsteuerung, klicken Sie auf Tune und klicken Sie auf Autotune. Das Autotune endet nach einigen Minuten.
- Öffnen Sie die Option "Ansicht" und klicken Sie auf Instrumentensteuerung.
- Klicken Sie auf Ja und speichern Sie die neue Tune-Datei für das Autotune.
- Öffnen Sie die Option "Ansicht" in der Symbolleiste und klicken Sie auf Vakuumsteuerung, klicken Sie erneut auf Abstimmung und klicken Sie auf Luft- und Wasserprüfung. Die Luft- und Wasserkontrolle endet nach wenigen Sekunden.
- Öffnen Sie die Option "Ansicht" und klicken Sie auf Instrumentensteuerung.
- Klicken Sie auf Ja und speichern Sie die neue Tune-Datei für den Luft- und Wassercheck.
- Öffnen Sie die MassHunter-Erfassungssoftware, die alle Parameter des GC-MS-Systems steuert.
- Führen Sie die Injektion mit einem Autosampler (siehe Materialtabelle) bei 280 °C im Splitless-Modus durch, wobei das Injektionsvolumen bei 1,5 μL gehalten wird. Nach 0,75 min der Injektion wird der Split bei einer Durchflussrate von 40 ml/min geöffnet.
HINWEIS: Zwischen den Injektionen muss die 10-μl-Spritze dreimal mit Ethylacetat und dreimal mit Cyclohexan gewaschen werden. Alle Injektionen sind in doppelter Ausfertigung. - Analysieren Sie die Analyten im ausgewählten Ionenüberwachungsmodus (SIM). Dies ist der Standardmodus, der in MS-Systemen mit einem einzelnen Quadrupol verwendet wird.
ANMERKUNG: Tabelle 1 zeigt die Retentionszeiten (min) und die Quantifizierungsparameter basierend auf einer Quantifizierung und zwei Identifikationsionen für die OCPs und die IS. Die quantitative Analyse basiert auf dem Verhältnis der Peakfläche des Quantifizierungsions zum IS-Ion.
5. Datenerfassung
- Öffnen Sie die MassHunter-Erfassungssoftware, die alle Parameter des GC-MS-Systems steuert.
- Öffnen Sie die Option "Sequenz" in der Symbolleiste und bearbeiten Sie die Sequenz, einschließlich des Probennamens, der Fläschchennummer, der Anzahl der Injektionen, der instrumentellen Methode und des Namens der zu generierenden Datei. Fügen Sie so viele Zeilen wie nötig hinzu.
- Klicken Sie auf OK und speichern Sie die neue Sequenz.
- Öffnen Sie erneut die Option "Sequenz" in der Symbolleiste und klicken Sie im Dropdown-Menü auf Sequenz ausführen . Es öffnet sich ein neues Fenster, in dem Sie die Injektionsmethode und den Ordner, in dem die Proben gespeichert werden, bestätigen können. Klicken Sie erneut auf Sequenz ausführen , und die Injektion beginnt.
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Representative Results
Die vollständige Validierung der analytischen Methode wurde in Bezug auf Linearität, Matrixeffekte, Wiederfindung und Wiederholbarkeit durchgeführt.
Für die Linearitätsbeurteilung wurden matrixangepasste Kalibrierkurven mit spitzen Blindproben in sechs Konzentrationsstufen (5 μg/kg, 10 μg/kg, 50 μg/kg, 100 μg/kg, 200 μg/kg und 400 μg/kg) verwendet. Die Bestimmungskoeffizienten (R2) waren für alle OCPs größer oder gleich 0,99. Der niedrigste Kalibrierwert (LCL) wurde auf 5 μg/kg festgelegt, womit der zulässige Höchstwert von 10 μg/kg für Überwachungszwecke in Lebensmittelanwendungen eingehaltenwird 11.
Die Bewertung des Matrixeffekts erfolgte durch Vergleich der Steigungen der OCP-Kalibrierkurven in reinem Lösungsmittel und der matrixangepassten Kalibrierkurven. Der Matrixeffekt wurde mit folgender Gleichung12 berechnet:
Matrixeffekt (%) = (Steigung der matrixangepassten Kalibrierkurve − Steigung der reinen lösungsmittelbasierten Kalibrierkurve)/(Steigung der reinen lösungsmittelbasierten Kalibrierkurve) × 100.
Abbildung 2 zeigt die Matrixeffektverteilungen für die untersuchten OCPs durch Anwendung einer modifizierten QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat auf Bodenproben. Positive Matrixeffekt-Prozentsätze entsprechen einer Signalverstärkung, während negative Prozentsätze bedeuten, dass eine Signalunterdrückung vorliegt. Konkret entsprechen (1) Werte im Bereich zwischen −20 % und 20 % einem weichen Matrixeffekt; (2) Werte zwischen −20 % und -50 % oder zwischen 20 % und 50 % entsprechen einem mittleren Matrixeffekt. (3) und Werte über 50 % oder weniger als −50 % bedeuten, dass ein starker Matrixeffekt vorliegt. Wie beobachtet, litten mehr OCPs unter weichen oder mittleren Matrixeffekten, während weniger OCPs starke Matrixeffekte aufwiesen.
Die Wiederfindung und Wiederholbarkeit wurde bewertet, indem Blindproben mit Pestiziden in drei Konzentrationen (10 μg/kg, 50 μg/kg und 200 μg/kg) gespickt wurden. Abbildung 3 zeigt die Gesamtrückgewinnungswerte und die Werte der relativen Standardabweichung (RSD) für alle Pestizide und Spiking-Werte (n = 9). Wie zu beobachten ist, wies die große Mehrheit der untersuchten OCPs durchschnittliche Wiederfindungsraten im Bereich von 70 % bis 120 % auf, wobei RSDs unter 20 % lagen, mit Ausnahme von Heptachlor, Endrin und β-Endosulfan, die etwas höhere durchschnittliche Gewinnungsraten ergaben.
Abbildung 1: Darstellung der modifizierten QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat zur Extraktion von Pestizidrückständen aus der Bodenprobe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Verteilung der Matrixeffekte in Abhängigkeit von den Retentionszeiten (min) für die 17 OCPs. Ein weicher Matrixeffekt entspricht Werten zwischen −20 % und 20 %; ein mittlerer Matrixeffekt entspricht Werten zwischen −20 % und −50 % oder zwischen 20 % und 50 %; Ein starker Matrixeffekt entspricht Werten, die größer als 50 % oder kleiner als −50 % sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Durchschnittliche Wiederfindungsraten für die 17 OCPs nach 10 μg/kg, 50 μg/kg und 200 μg/kg (n = 9) in der Bodenprobe. Die Anzahl der Analyten, die innerhalb des akzeptablen Wiederfindungsbereichs (70 %-120 %) und der RSD (<20 %) liegen, wird angegeben, zusammen mit denen, die außerhalb dieses Bereichs markiert sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Analyt | Verweilzeit (min) | Quantifikator | Qualifikation 1 | Qualifikation 2 |
| α-BHC | 11.35 | 181 | 219 | 111 |
| β-BHC | 11.90 | 181 | 219 | 109 |
| Lindan | 12.01 | 181 | 183 | 219 |
| δ-BHC | 12.39 | 181 | 219 | 111 |
| Heptachlor | 13.24 | 272 | 100 | 274 |
| Aldrin | 13.94 | 263 | 66 | 265 |
| Heptachlorepoxid | 14.86 | 353 | 355 | 81 |
| α-Endosulfan | 15.71 | 241 | 239 | 195 |
| 4,4'-DDE-d8 (IS) | 16.09 | 254 | 184 | 326 |
| 4,4'-DDE | 16.12 | 246 | 318 | 248 |
| Dieldrin | 16.18 | 79 | 263 | 81 |
| Endrin | 16.57 | 263 | 317 | 345 |
| β-Endosulfan | 16.73 | 195 | 241 | 159 |
| 4,4'-DDD | 16.89 | 235 | 237 | 165 |
| Endosulfansulfat | 17.61 | 387 | 227 | 272 |
| 4,4'-DDT | 17.65 | 235 | 237 | 165 |
| Endrin-Keton | 18.64 | 317 | 67 | 315 |
| Methoxychlor | 18.86 | 227 | 228 | 212 |
Tabelle 1: Retentionszeiten (min) und Quantifizierungsparameter für die GC-MS-Analyse der OCPs. Alpha-Benzolhexachlorid (α-BHC); Beta-Benzolhexachlorid (β-BHC); Lindan; Delta-Benzolhexachlorid (δ-BHC); Heptachlor; Aldrin; Heptachlorepoxid; α-Endosulfan; 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen-d8 (4,4'-DDE-d8) (IS); 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen (4,4'-DDE); Dieldrin; Endrin; β-Endosulfan; 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethan (4,4'-DDD); Endosulfansulfat; 4,4'-Dichlordiphenyltrichlorethan (4,4'-DDT); Endrin-Keton; Methoxychlor.
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Discussion
Die ursprüngliche9 und die beiden offiziellen Versionen13, 14 der QuEChERS-Methode verwenden Magnesiumsulfat zusammen mit Natriumchlorid-, Acetat- oder Citratsalzen, um die Trennung von Acetonitril und Wassergemisch während der Extraktion zu fördern. Diese Salze neigen jedoch dazu, als Feststoffe auf den Oberflächen in der Massenspektrometrie (MS) -Quelle abgeschieden zu werden, was zu einer erhöhten Wartung von Flüssigchromatographie (LC)-MS-basierten Methoden führt. Im Hinblick auf die Überwindung dieser Nachteile berichteten González-Curbelo et al.15, dass das flüchtigere Ammoniumformiat gut funktionierte, um die Phasentrennung und die Extraktion von Pestizidrückständen sowohl für die LC- als auch für die GC-Tandem-Massenspektrometrie (MS/MS) zu induzieren. Nachfolgende Studien haben auch 0,5 g Ammoniumformiat pro Gramm Probe verwendet, um Pestizidrückstände aus verschiedenen komplexen Matriceszu extrahieren 16,17,18,19. Darüber hinaus hat sich gezeigt, dass die Verwendung von Ammoniumformiat geringere Mengen an co-extrahiertem Material20 liefert, was seine Verwendung für GC-MS-basierte Methoden rechtfertigt. Die vorliegende Studie berichtet zum ersten Mal über diese Version zur Analyse von Pestizidrückständen in Böden21.
Die GC-Analyse von Pestizidrückständen in komplexen Matrices wie Böden hat einige Einschränkungen aufgrund der Wirkung der co-extrahierten Matrixkomponenten auf die instrumentelle Reaktion der Pestizide, was zu einer ungenauen Bestimmung und einer geringeren Empfindlichkeit führt22,23. Daher wurden mehrere Verbesserungen vorgenommen, um den Matrixeffekt zu minimieren, einschließlich optimierter Bereinigungsschritte21. Dennoch findet der Matrixeffekt immer noch statt und sollte so weit wie möglich korrigiert werden. In diesem Sinne wurde die matrixangepasste Kalibrierung als Hauptansatz verwendet, da sie sehr praktisch ist, um die Verstärkung des chromatographischen Signals im Vergleich zu reinen Lösungsmitteln zu kompensieren24. Daher wurde in dieser Studie die Linearität bewertet, indem die Kalibrierkurven in reinem Acetonitril und unter Verwendung von Bodenextrakten erstellt wurden, undR2-Werte größer oder gleich 0,99 für alle OCPs wurden mit beiden Ansätzen erhalten. Beim Vergleich beider Kalibrationskurven wurden jedoch spürbare Matrixeffekte im Bereich von –49 % bis 191 % festgestellt (Abbildung 2). Obwohl die Anzahl der Pestizide, die einen starken Matrixeffekt erlitten, nur 3 von 17 betrug (Endrin, Endrinketon und Methoxychlor), wurden nachfolgende Studien mit den matrixangepassten Kalibrierkurven durchgeführt, um die Matrixeffekte stärker zu kompensieren.
Es wurden keine Rückstandshöchstmengen (MRL) für Pestizidrückstände in Böden festgelegt, aber für alle OCP wurde eine LCL von 5 μg/kg festgelegt, die unter dem sehr anspruchsvollen Standardhöchstgehalt liegt, der in den internationalen Rechtsvorschriften für die Analyse von Pestizidrückständen in Agrar- und Lebensmittelerzeugnissen (Verordnung (EG) Nr. 396/2005)11 auf 10 μg/kg festgelegt ist. Darüber hinaus ergab die LCL von 5 μg/kg ein Signal-Rausch-Verhältnis (S/N) von etwa 10 für alle OCPs. Die hohe Sensitivität dieser Methode ist ähnlich oder sogar besser als in anderen Studien, die ebenfalls OCPs in Böden mit der QuEChERS-Methode gefolgt von GC-MS analysiert haben. Zum Beispiel wurden in einer Studie 34 OCPs mit der offiziellen Version der QuEChERS-Methode analysiert, die einen Citratpuffer verwendet, und die Bestimmungsgrenzen (LOQs) waren gleich oder höher als 7 μg/kg25. Insbesondere lagen die LOQ-Werte von α-BHC, β-BHC, Lindan und δ-BHC zwischen 206 μg/kg und 384 μg/kg. In einer anderen Arbeit wurden Lindan und Dieldrin mit der gleichen Version der QuEChERS-Methode analysiert, und LOQ-Werte von 42 μg/kg bzw. 292 μg/kg wurden erhalten26. In ähnlicher Weise wurden in einer weiteren Forschungsarbeit auch Aldrin und Heptachlor unter Verwendung von QuEChERS und GC-MS mit LOQ-Werten von 13 bzw. 23 μg/kgbestimmt 27.
Die Bewertung der Wiederfindungs- und Reproduzierbarkeit wurde bei drei Konzentrationsstufen (niedrig, mittel und hoch) in dreifacher Ausfertigung (n = 9) entwickelt. Zu diesem Zweck wurden die Gesamtwiederfindungswerte durch den Vergleich der Peakflächen-/IS-Peakflächenverhältnisse der Pestizide (4,4'-DDE-d8) bestimmt, die aus den Bodenproben gewonnen wurden, die zu Beginn der Anwendung der QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat ermittelt wurden, mit denen der Matrix-Matched-Kalibrierung. In allen Fällen wurde jedes Replikat zweimal in der gleichen Sequenz injiziert. Es sollte beachtet werden, dass die Verwendung eines IS, eines isotopenmarkierten Standards, es ermöglicht, die möglichen Verluste der Pestizide, die während des gesamten Verfahrens auftreten, sowie den Matrixeffekt und / oder die mögliche Variabilität im Instrument zu kompensieren. Den Ergebnissen zufolge erfüllten die meisten Pestizide die Akzeptanzkriterien von 70%-120% Rückgewinnungswerten mit RSD ≤20% bei jeder Spiking-Stufe28, was die Wirksamkeit und Wiederholbarkeit der Methode demonstrierte. Dennoch lagen die Gesamtrückgewinnungswerte (n = 9) für Heptachlor (122 %), Endrin (121 %) und β-Endosulfan (130 %) leicht über 120 %, obwohl sie konsistent waren (RSDs <13 %). In diesem Sinne wurde unter Berücksichtigung der Gesamtrückgewinnungswerte auf drei Spitzenstufen ein Akzeptanzkriterium von 30 % bis 140 % mit RSD-Werten ≤20 % festgelegt28.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die QuEChERS-Methode unter Verwendung von Ammoniumformiat in Verbindung mit GC-MS OCPs in landwirtschaftlichen Bodenproben erfolgreich bestimmen kann. In dieser Studie wurde gezeigt, dass die einfache Zugabe von 5 g Ammoniumformiat zur Induktion einer Phasentrennung zwischen der Wasser- und der Acetonitrilschicht eine geeignete Extraktion mit hohen Wiederfindungsraten der ausgewählten Pestizide gewährleistet. Der Matrixeffekt fand jedoch weiterhin statt, so dass andere Ansätze, wie z.B. die Zugabe von Analytschutzmitteln, in späteren Arbeiten untersucht werden sollten. In jedem Fall kann diese Alternative zu den offiziellen QuEChERS-Versionen verwendet werden, um die unerwünschten Feststoffe zu vermeiden, die sich durch die Verwendung von Magnesium- und Natriumsalzen im Analysensystem ablagern, insbesondere in der routinemäßigen LC-MS-basierten Analyse. Im letzteren Fall wäre es noch interessanter, da Ammoniumformiat ein Hilfsmittel für die Ionisation bei der positiven Elektrospray-Ionisation ist und die Bildung von Ammoniumaddukten anstelle von Natriumaddukten verstärken kann.
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Disclosures
Ich habe keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Ich möchte Javier Hernández-Borges und Cecilia Ortega-Zamora für ihre unschätzbare Unterstützung danken. Mein Dank gilt auch der Universidad EAN und der Universidad de La Laguna.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 15 mL disposable glass conical centrifuge tubes | PYREX | 99502-15 | |
| 2 mL centrifuge tubes | Eppendorf | 30120094 | |
| 50 mL centrifuge tubes with screw caps | VWR | 21008-169 | |
| 5977B mass-selective detector | Agilent Technologies | 1617R019 | |
| 7820A gas chromatography system | Agilent Technologies | 16162016 | |
| Acetone | Supelco | 1006582500 | |
| Acetonitrile | VWR | 83642320 | |
| Ammonium formate | VWR | 21254260 | |
| Automatic shaker KS 3000 i control | IKA | 3940000 | |
| Balance | Sartorius Lab Instruments Gmbh & Co | ENTRIS224I-1S | |
| Bondesil-C18, 40 µm | Agilent Technologies | 12213012 | |
| Bondesil-PSA, 40 µm | Agilent Technologies | 12213024 | |
| Cyclohexane | VWR | 85385320 | |
| EPA TCL pesticides mix | Sigma Aldrich | 48913 | |
| Ethyl acetate | Supelco | 1036492500 | |
| G4567A automatic sampler | Agilent Technologies | 19490057 | |
| HP-5ms Ultra Inert (5%-phenyl)-methylpolysiloxane 30 m x 250 µm x 0.25 µm column | Agilent Technologies | 19091S-433UI | |
| Magnesium sulfate monohydrate | Sigma Aldrich | 434183-1KG | |
| Mega Star 3.R centrifuge | VWR | 521-1752 | |
| Milli-Q gradient A10 | Millipore | RR400Q101 | |
| p,p'-DDE-d8 | Dr Ehrenstorfer | DRE-XA12041100AC | |
| Pipette tips 2 - 200 µL | BRAND | 732008 | |
| Pipette tips 5 mL | BRAND | 702595 | |
| Pipette tips 50 - 1000 uL | BRAND | 732012 | |
| Pippette Transferpette S variabel 10 - 100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pippette Transferpette S variabel 100 - 1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pippette Transferpette S variabel 20 - 200 µL | BRAND | 704778 | |
| Pippette Transferpette S variabel 500 - 5000 µL | BRAND | 704782 | |
| Vials with fused-in insert | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| OCPs | CAS registry number | ||
| α-BHC | 319-84-6 | ||
| β-BHC | 319-85-7 | ||
| Lindane | 58-89-9 | ||
| δ-BHC | 319-86-8 | ||
| Heptachlor | 76-44-8 | ||
| Aldrin | 309-00-2 | ||
| Heptachlor epoxide | 1024-57-3 | ||
| α-Endosulfan | 959-98-8 | ||
| 4,4'-DDE-d8 (IS) | 93952-19-3 | ||
| 4,4'-DDE | 72-55-9 | ||
| Dieldrin | 60-57-1 | ||
| Endrin | 72-20-8 | ||
| β-Endosulfan | 33213-65-9 | ||
| 4,4'-DDD | 72-54-8 | ||
| Endosulfan sulfate | 1031-07-8 | ||
| 4,4'-DDT | 50-29-3 | ||
| Endrin ketone | 53494-70-5 | ||
| Methoxychlor | 72-43-5 |
References
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