Summary
El presente protocolo describe la utilización de formiato de amonio para la partición de fases en QuEChERS, junto con cromatografía de gases-espectrometría de masas, para determinar con éxito residuos de plaguicidas organoclorados en una muestra de suelo.
Abstract
Actualmente, el método QuEChERS representa el protocolo de preparación de muestras más utilizado en todo el mundo para analizar residuos de plaguicidas en una amplia variedad de matrices tanto en laboratorios oficiales como no oficiales. El método QuEChERS que utiliza formiato de amonio ha demostrado ser ventajoso en comparación con la versión original y las dos versiones oficiales. Por un lado, la simple adición de 0,5 g de formiato de amonio por gramo de muestra es suficiente para inducir la separación de fases y lograr un buen rendimiento analítico. Por otro lado, el formiato de amonio reduce la necesidad de mantenimiento en los análisis de rutina. Aquí, se aplicó un método QuEChERS modificado utilizando formiato de amonio para el análisis simultáneo de residuos de plaguicidas organoclorados (OCP) en suelos agrícolas. Específicamente, 10 g de la muestra se hidrataron con 10 mL de agua y luego se extrajeron con 10 mL de acetonitrilo. A continuación, la separación de fases se llevó a cabo utilizando 5 g de formiato de amonio. Después de la centrifugación, el sobrenadante se sometió a un paso de limpieza de extracción dispersiva en fase sólida con sulfato de magnesio anhidro, amina primaria-secundaria y octadecilsilano. Se utilizó como técnica analítica la cromatografía de gases-espectrometría de masas. El método QuEChERS utilizando formiato de amonio se demuestra como una alternativa exitosa para extraer residuos de OCP de una muestra de suelo.
Introduction
La necesidad de aumentar la producción de alimentos ha llevado al uso intensivo y generalizado de pesticidas en todo el mundo en las últimas décadas. Los pesticidas se aplican a los cultivos para protegerlos de las plagas y aumentar el rendimiento de los cultivos, pero sus residuos generalmente terminan en el ambiente del suelo, especialmente en áreas agrícolas1. Además, algunos plaguicidas, como los plaguicidas organoclorados (PCO), tienen una estructura muy estable, por lo que sus residuos no se descomponen fácilmente y persisten en el suelo durante mucho tiempo2. Generalmente, el suelo tiene una alta capacidad para acumular residuos de plaguicidas, especialmente cuando tiene un alto contenido de materia orgánica3. Como resultado, el suelo es uno de los compartimentos ambientales más contaminados por residuos de pesticidas. A modo de ejemplo, uno de los estudios completos realizados hasta la fecha encontró que el 83% de los 317 suelos agrícolas de toda la Unión Europea estaban contaminados con uno o más residuos de plaguicidas4.
La contaminación del suelo por residuos de plaguicidas puede afectar a especies no objetivo, a la función del suelo y a la salud de los consumidores a lo largo de la cadena alimentaria debido a la alta toxicidad de los residuos 5,6. En consecuencia, la evaluación de los residuos de plaguicidas en los suelos es esencial para evaluar sus posibles efectos negativos sobre el medio ambiente y la salud humana, particularmente en los países en desarrollo debido a la falta de regulaciones estrictas sobre el uso de plaguicidas7. Esto hace que el análisis de múltiples residuos de plaguicidas sea cada vez más importante. Sin embargo, el análisis rápido y preciso de los residuos de plaguicidas en los suelos es un desafío difícil debido al gran número de sustancias interferentes, así como al bajo nivel de concentración y las diversas propiedades fisicoquímicas de estos analitos4.
De todos los métodos de análisis de residuos de plaguicidas, el método QuEChERS se ha convertido en la opción más rápida, fácil, barata, eficaz, robusta y segura8. El método QuEChERS consta de dos pasos. En el primer paso, se realiza una extracción a microescala basada en la partición mediante salazón entre una capa acuosa y una capa de acetonitrilo. En el segundo paso, se lleva a cabo un proceso de limpieza empleando una extracción dispersiva en fase sólida (dSPE); esta técnica utiliza pequeñas cantidades de varias combinaciones de sorbentes porosos para eliminar los componentes que interfieren con la matriz y supera las desventajas de la SPE9 convencional. Por lo tanto, el QuEChERS es un enfoque respetuoso con el medio ambiente con poco disolvente / producto químico que se desperdicia que proporciona resultados muy precisos y minimiza las fuentes potenciales de errores aleatorios y sistemáticos. De hecho, se ha aplicado con éxito para el análisis rutinario de alto rendimiento de cientos de plaguicidas, con una fuerte aplicabilidad en casi todos los tipos de muestras ambientales, agroalimentarias y biológicas 8,10. Este trabajo tiene como objetivo aplicar y validar una nueva modificación del método QuEChERS que fue desarrollado previamente y acoplado a GC-MS para analizar OCPs en suelos agrícolas.
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Protocol
1. Preparación de las soluciones madre
NOTA: Se recomienda usar guantes de nitrilo, una bata de laboratorio y gafas de seguridad durante todo el protocolo.
- Preparar una solución madre en acetona a 400 mg/L a partir de una mezcla comercial de AO (ver Tabla de materiales) a 2.000 mg/L en hexano:tolueno (1:1) en un matraz aforado de 25 ml. La Tabla 1 muestra cada uno de los OCP seleccionados.
- Preparar las soluciones madre subsiguientes en acetona en concentraciones de 50 mg/L, 1 mg/L y 0,08 mg/L en matraces aforados de 10 ml, y almacenarlas en viales de vidrio ámbar a -18 °C.
NOTA: Las mismas soluciones se pueden utilizar durante todo el trabajo, pero es importante almacenarlas en estas condiciones justo después de cada uso. - Preparar las soluciones madre en acetona en concentraciones de 20 mg/L y 0,4 mg/L a partir de un patrón comercial de 4,4'-DDE-d8 a 100 mg/L en acetona en matraces aforados de 10 ml, y almacenar en viales de vidrio ámbar a -18 °C. Utilice 4,4'-DDE-d8 como estándar interno (IS).
2. Recogida de muestras
- Recoja aproximadamente 0,5 kg de la capa superior de 10 cm de un suelo agrícola en un recipiente de vidrio. El suelo objeto de este estudio se recolectó en una zona agrícola tradicional de cultivos de papa.
NOTA: Se realizó muestreo superficial con espátula. Sin embargo, la profundidad del suelo podría influir en sus características fisicoquímicas. Por lo tanto, si el contenido de carbono orgánico varía con la profundidad, es necesario tomar muestras a diferentes profundidades. - Lleve la muestra de suelo al laboratorio, tamizarla con un tamiz de 1 mm de diámetro y almacénela hasta su análisis a 4 °C en un recipiente de vidrio ámbar.
NOTA: La misma muestra de suelo se puede utilizar durante todo el trabajo, pero es importante almacenarla en estas condiciones justo después de cada uso.
3. Preparación de muestras mediante el método QuEChERS modificado utilizando formiato de amonio
NOTA: La figura 1 muestra una representación esquemática del método QuEChERS modificado.
- Pesar 10 g de la muestra de suelo en un tubo de centrífuga de 50 ml y añadir 50 μL de la solución de IS a 20 mg/L para obtener 100 μg/kg. Para fines de recuperación, agregue también las soluciones plaguicidas preparadas en el paso 1.2 para obtener 10 μg/kg, 50 μg/kg y 200 μg/kg (n = 3 cada una).
- Agite el tubo usando un vórtice durante 30 s para integrar mejor la espiga en la muestra.
- Añadir 10 mL de agua. Agite el tubo con un agitador automático a 10 x g durante 5 min.
- Añadir 10 ml de acetonitrilo. Agitar el tubo de nuevo a 10 x g durante 5 min.
- Agregue 5 g de formiato de amonio (consulte la Tabla de materiales), agite el tubo vigorosamente durante 1 minuto con la mano y centrifugar a 1,800 x g durante 5 minutos.
- Transfiera 1 ml del extracto de acetonitrilo a un tubo de centrífuga de 2 ml que contenga 150 mg de MgSOanhidro 4, 50 mg de amina primaria-secundaria (PSA) y 50 mg de octadecilsilano (C18) (consulte la Tabla de materiales) para fines de limpieza mediante extracción dispersiva en fase sólida (d-SPE)8, vórtice durante 30 s y centrifugadora a 1.800 x g durante 5 min.
- Transfiera 200 μL del extracto a un vial de muestreador automático debidamente marcado con un inserto fusionado de 300 μL y realice un análisis instrumental utilizando un sistema GC-MS (paso 4).
NOTA: La calibración adaptada a la matriz se lleva a cabo siguiendo los mismos pasos que anteriormente utilizando extractos en blanco, pero 5 ml del sobrenadante se limpian en tubos de 15 ml en el paso d-SPE (paso 3.6) y las soluciones de pico e IS no se agregan hasta el paso 3.7. Agregue las soluciones estándar de calibración en los viales de muestreador automático para producir 5 μg / kg, 10 μg / kg, 50 μg / kg, 100 μg / kg, 200 μg / kg y 400 μg / kg, evaporar a sequedad y agregar 200 μL de los extractos de matriz.
4. Análisis instrumental por GC-MS
- Realice los análisis GC-MS utilizando un sistema GC-MS con un solo espectrómetro de masas cuadrupolo y una interfaz de ionización electrónica (−70 eV) (consulte la Tabla de materiales).
- Ajuste la línea de transferencia MS a 280 °C y la fuente de iones a 230 °C.
- Utilice una columna de 5%-fenil-metilpolisiloxano de 30 m x 250 μm x 0,25 μm (consulte la Tabla de materiales) y He de pureza ultraalta como gas portador a un caudal constante de 1,2 ml / min.
- Mantenga el horno GC a 60 °C inicialmente durante 2 min, luego aumente la temperatura a 160 °C a 25 °C/min, y mantenga durante 1 min. Luego, aumente la temperatura a 175 ° C a 15 ° C / min, y mantenga durante 3 minutos. A continuación, aumentar a 220 °C a 40 °C/min, y mantener durante 3 min. De nuevo, aumentar a 250 °C a 30 °C/min, y mantener durante 2 min. Finalmente, tome la temperatura a 310 ° C a 30 ° C / min, y mantenga durante 2 minutos. El tiempo total de análisis es de 22.125 min.
- Realice un autotune completo y una verificación de aire y agua de la EM antes de cada secuencia.
- Abra el software de adquisición MassHunter que controla todos los parámetros del sistema GC-MS.
NOTA: El sistema de instrumentos incluye el software de adquisición MassHunter de forma predeterminada. - Abra la opción "Ver" en la barra de herramientas y haga clic en Control de vacío, haga clic en Ajustar y haga clic en Autotune. El autotune finalizará después de unos minutos.
- Abra la opción "Ver" y haga clic en Control de instrumentos.
- Haga clic en Sí y guarde el nuevo archivo de melodía para el autotune.
- Abra la opción "Ver" en la barra de herramientas y haga clic en Control de vacío, haga clic en Sintonizar nuevamente y haga clic en Comprobación de aire y agua. La comprobación de aire y agua finalizará después de unos segundos.
- Abra la opción "Ver" y haga clic en Control de instrumentos.
- Haga clic en Sí y guarde el nuevo archivo de sintonía para la comprobación de aire y agua.
- Abra el software de adquisición MassHunter que controla todos los parámetros del sistema GC-MS.
- Realice la inyección utilizando un muestreador automático (ver Tabla de materiales) a 280 °C en el modo sin división, manteniendo el volumen de inyección de 1,5 μL. Después de 0,75 min de la inyección, abra la división a un caudal de 40 ml / min.
NOTA: Entre inyecciones, la jeringa de 10 μL debe lavarse tres veces con acetato de etilo y tres veces con ciclohexano. Todas las inyecciones son por duplicado. - Analice los analitos en modo de monitoreo de iones seleccionados (SIM). Este es el modo estándar utilizado en los sistemas MS con un solo cuadrupolo.
NOTA: La Tabla 1 muestra los tiempos de retención (min) y los parámetros de cuantificación basados en el uso de una cuantificación y dos iones de identificación para los OCP y el IS. El análisis cuantitativo se basa en la relación entre el área pico del ion de cuantificación y el ion de IS.
5. Adquisición de datos
- Abra el software de adquisición MassHunter que controla todos los parámetros del sistema GC-MS.
- Abra la opción "Secuencia" en la barra de herramientas y edite la secuencia, incluido el nombre de la muestra, el número del vial, el número de inyecciones, el método instrumental y el nombre del archivo que se va a generar. Agregue tantas filas como sea necesario.
- Haga clic en Aceptar y guarde la nueva secuencia.
- Abra la opción "Secuencia" en la barra de herramientas nuevamente y haga clic en Ejecutar secuencia en el menú desplegable. Se abrirá una nueva ventana para confirmar el método de inyección y la carpeta donde se guardarán las muestras. Haga clic en Ejecutar secuencia de nuevo y comenzará la inyección.
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Representative Results
La validación completa del método analítico se realizó en términos de linealidad, efectos de la matriz, recuperación y repetibilidad.
Para la evaluación de la linealidad se utilizaron curvas de calibración emparejadas con matrices con muestras en blanco con púas en seis niveles de concentración (5 μg/kg, 10 μg/kg, 50 μg/kg, 100 μg/kg, 200 μg/kg y 400 μg/kg). Los coeficientes de determinación (R2) fueron superiores o iguales a 0,99 para todos los OCP. El nivel de calibración más bajo (LCL) se fijó en 5 μg/kg, que cumple con el límite máximo admisible establecido en 10 μg/kg para fines de monitorización en aplicaciones alimentarias11.
La evaluación del efecto de la matriz se llevó a cabo comparando las pendientes de las curvas de calibración de OCP en disolvente puro y las curvas de calibración emparejadas con matriz. El efecto de la matriz se calculó utilizando la siguiente ecuación12:
Efecto de matriz (%) = (pendiente de la curva de calibración adaptada a la matriz − pendiente de la curva de calibración basada en disolvente puro)/(pendiente de la curva de calibración basada en disolvente puro) × 100.
La Figura 2 muestra las distribuciones de efecto de matriz para los OCP estudiados aplicando un método QuEChERS modificado utilizando formiato de amonio a muestras de suelo. Los porcentajes de efecto de matriz positiva corresponden a una mejora de señal, mientras que los porcentajes negativos significan que hay supresión de señal. Específicamente, (1) los valores que oscilan entre −20% y 20% corresponden a un efecto de matriz suave; (2) los valores que oscilan entre −20% y -50% o entre 20% y 50% corresponden a un efecto de matriz media; (3) y valores superiores al 50% o inferiores al −50% significan que hay un fuerte efecto matricial. Como se observó, más ACO sufrieron efectos de matriz blanda o media, mientras que menos AO sufrieron efectos de matriz fuertes.
La recuperación y la repetibilidad se evaluaron aumentando muestras en blanco con plaguicidas en tres niveles de concentración (10 μg / kg, 50 μg / kg y 200 μg / kg). La figura 3 muestra los valores globales de recuperación y los valores de desviación típica relativa (DSR) para todos los plaguicidas y los niveles de aumento (n = 9). Como se puede observar, la gran mayoría de los ACO estudiados presentaron porcentajes promedio de recuperación en el rango de 70%-120%, con DSR inferiores al 20%, excepto heptacloro, endrina y β-endosulfán, que dieron recuperaciones promedio ligeramente más altas.
Figura 1: Representación del método QuEChERS modificado utilizando formiato de amonio para extraer residuos de plaguicidas de la muestra de suelo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Distribución de los efectos de la matriz frente a los tiempos de retención (min) para los 17 OCP. Un efecto de matriz suave corresponde a valores entre −20% y 20%; un efecto de matriz media corresponde a valores que oscilan entre −20% y −50% o entre 20% y 50%; Un efecto de matriz fuerte corresponde a valores que son mayores que 50% o menores que −50%. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Recuperaciones promedio para los 17 OCP después de aumentar 10 μg/kg, 50 μg/kg y 200 μg/kg (n = 9) en la muestra de suelo. Se proporciona el número de analitos dentro del rango aceptable de recuperación (70%-120%) y RSD (<20%), junto con los etiquetados fuera de ese rango. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Analito | Tiempo de retención (min) | Ion cuantificador | Clasificatorio ion 1 | Clasificatorio ion 2 |
| α-BHC | 11.35 | 181 | 219 | 111 |
| β-BHC | 11.90 | 181 | 219 | 109 |
| Lindano | 12.01 | 181 | 183 | 219 |
| δ-BHC | 12.39 | 181 | 219 | 111 |
| Heptacloro | 13.24 | 272 | AÑOS 20 | 274 |
| Aldrin | 13.94 | 263 | 66 | 265 |
| Epóxido de heptacloro | 14.86 | 353 | 355 | 81 |
| α-endosulfán | 15.71 | 241 | 239 | 195 |
| 4,4'-DDE-d8 (IS) | 16.09 | 254 | 184 | 326 |
| 4,4'-DDE | 16.12 | 246 | 318 | 248 |
| Dieldrín | 16.18 | 79 | 263 | 81 |
| Endrina | 16.57 | 263 | 317 | 345 |
| β-endosulfán | 16.73 | 195 | 241 | 159 |
| 4,4'-DDD | 16.89 | 235 | 237 | 165 |
| Sulfato de endosulfán | 17.61 | 387 | 227 | 272 |
| 4,4'-DDT | 17.65 | 235 | 237 | 165 |
| Cetona endrina | 18.64 | 317 | 67 | 315 |
| Metoxicloro | 18.86 | 227 | 228 | 212 |
Tabla 1: Tiempos de retención (min) y parámetros de cuantificación para el análisis GC-MS de los OCP. Alfa-bencenohexacloruro (α-BHC); hexacloruro de betabenceno (β-BHC); lindano; delta-bencenohexacloruro (δ-BHC); heptacloro; aldrin; epóxido de heptacloro; α-endosulfán; 4,4'-diclorodifenildicloroetileno-d8 (4,4'-DDE-d8) (IS); 4,4'-diclorodifenildicloroetileno (4,4'-DDE); dieldrín; Endrina; β-endosulfán; 4,4'-diclorodifenildicloroetano (4,4'-DDD); sulfato de endosulfán; 4,4'-diclorodifeniltricloroetano (4,4'-DDT); cetona endrina; metoxicloro.
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Discussion
Las9 originales y las dos versiones oficiales13,14 del método QuEChERS utilizan sulfato de magnesio junto con cloruro de sodio, acetato o sales de citrato para promover la separación de la mezcla acetonitrilo/agua durante la extracción. Sin embargo, estas sales tienden a depositarse como sólidos en las superficies de la fuente de espectrometría de masas (MS), lo que provoca la necesidad de un mayor mantenimiento de los métodos basados en cromatografía líquida (LC)-MS. En términos de superar estas desventajas, González-Curbelo et al.15 informaron que el formiato de amonio más volátil funcionó bien para inducir la separación de fases y la extracción de residuos de plaguicidas para espectrometría de masas en tándem LC y GC (MS/MS). Estudios posteriores también han utilizado 0,5 g de formiato de amonio por gramo de muestra para extraer residuos de plaguicidas de diversas matrices complejas16,17,18,19. Además, se ha demostrado que el uso de formiato de amonio proporciona menores cantidades de material co-extraído20, lo que justifica su uso para métodos basados en GC-MS. El presente estudio, por primera vez, reporta esta versión para analizar residuos de plaguicidas en suelos21.
El análisis GC de residuos de plaguicidas en matrices complejas como suelos tiene algunas limitaciones debido a la acción de los componentes de la matriz co-extraídos sobre la respuesta instrumental de los plaguicidas, lo que causa una determinación inexacta y menor sensibilidad22,23. Por lo tanto, se han realizado varias mejoras para minimizar el efecto matriz, incluidos los pasos de limpieza optimizados21. Sin embargo, el efecto matriz todavía tiene lugar y debe corregirse tanto como sea posible. En este sentido, la calibración matricial ha sido el enfoque principal utilizado porque es muy práctica para compensar la mejora de la señal cromatográfica con respecto a la de los disolventes puros24. Así, en este estudio, la linealidad se evaluó mediante la construcción de las curvas de calibración en acetonitrilo puro y el uso de extractos de suelo, y se obtuvieron valores deR2 superiores o iguales a 0,99 para todos los OCP utilizando ambos enfoques. Sin embargo, cuando se compararon ambas curvas de calibración, se encontraron efectos de matriz apreciables en el rango de –49% a 191% (Figura 2). Aunque el número de pesticidas que sufrieron un fuerte efecto de matriz fue solo 3 de 17 (endrina, cetona de endrina y metoxicloro), estudios posteriores se llevaron a cabo utilizando las curvas de calibración emparejadas con la matriz para compensar los efectos de la matriz en mayor medida.
No se han establecido límites máximos de residuos (LMR) para los residuos de plaguicidas en los suelos, pero se estableció un LCL de 5 μg/kg para todos los OCP, que es inferior al muy exigente LMR estándar establecido en 10 μg/kg por la legislación internacional para el análisis de residuos de plaguicidas en productos agroalimentarios (Reglamento 396/2005)11. Además, el LCL de 5 μg/kg proporcionó una relación señal-ruido (S/N) de alrededor de 10 para todos los OCP. La alta sensibilidad de este método es similar o incluso mejor que la obtenida en otros estudios que también han analizado OCPs en suelos utilizando el método QuEChERS seguido de GC-MS. Por ejemplo, en un estudio, se analizaron 34 ACO utilizando la versión oficial del método QuEChERS que utiliza un tampón de citrato, y los límites de cuantificación (LOQ) fueron iguales o superiores a 7 μg / kg25. En particular, los valores de LOQ de α-BHC, β-BHC, lindano y δ-BHC estuvieron entre 206 μg/kg y 384 μg/kg. En otro trabajo, el lindano y el dieldrín se analizaron utilizando la misma versión del método QuEChERS, y se obtuvieron valores de LOQ de 42 μg/kg y 292 μg/kg, respectivamente26. Asimismo, otro trabajo de investigación también determinó aldrín y heptacloro utilizando QuEChERS y GC-MS, con valores de LOQ de 13 y 23 μg/kg, respectivamente27.
La evaluación de recuperación y reproducibilidad se desarrolló en tres niveles de concentración (bajo, medio y alto) por triplicado (n = 9). Para este propósito, los valores globales de recuperación se determinaron comparando las relaciones de área pico de plaguicidas/IS (4,4'-DDE-d8) obtenidas de las muestras de suelo pinchadas al comienzo de la aplicación del método QuEChERS utilizando formiato de amonio con las de calibración emparejada con matriz. En todos los casos, cada réplica se inyectó dos veces en la misma secuencia. Cabe destacar que el uso de un IS, un estándar marcado isotópicamente, permite compensar las posibles pérdidas de los plaguicidas que tienen lugar durante todo el procedimiento, así como el efecto matriz y/o la posible variabilidad en el instrumento. De acuerdo con los resultados, la mayoría de los plaguicidas cumplieron con los criterios de aceptabilidad de 70% -120% de valores de recuperación con RSD ≤20% en cada nivel de pico28, lo que demostró la efectividad y repetibilidad del método. Sin embargo, los valores globales de recuperación (n = 9) fueron ligeramente superiores al 120% para el heptacloro (122%), la endrina (121%) y el β-endosulfán (130%), aunque fueron consistentes (DSR <13%). En este sentido, considerando los valores globales de recuperación en tres niveles de pico, se ha establecido un criterio de aceptabilidad de 30%-140% con valores de RSD ≤20%28.
En conclusión, el método QuEChERS utilizando formiato de amonio junto con GC-MS puede determinar con éxito los OCP en muestras de suelo agrícola. Se demostró en este estudio que la simple adición de 5 g de formiato de amonio para inducir la separación de fases entre las capas de agua y acetonitrilo aseguró una extracción adecuada con altas recuperaciones de los pesticidas seleccionados. Sin embargo, el efecto matriz continuó teniendo lugar, por lo que otros enfoques, como la adición de protectores de analito, deben estudiarse en trabajos posteriores. En cualquier caso, esta alternativa a las versiones oficiales de QuEChERS puede utilizarse para evitar los sólidos indeseables depositados en el sistema analítico debido al uso de sales de magnesio y sodio, especialmente en análisis rutinarios basados en LC-MS. En este último caso, sería aún más interesante ya que el formiato de amonio es una ayuda para la ionización en la ionización positiva por electrospray y puede mejorar la formación de aductos de amonio en lugar de aductos de sodio.
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Disclosures
No tengo conflictos de intereses que revelar.
Acknowledgments
Me gustaría agradecer a Javier Hernández-Borges y Cecilia Ortega-Zamora por su inestimable apoyo. También quiero agradecer a la Universidad EAN y a la Universidad de La Laguna.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 15 mL disposable glass conical centrifuge tubes | PYREX | 99502-15 | |
| 2 mL centrifuge tubes | Eppendorf | 30120094 | |
| 50 mL centrifuge tubes with screw caps | VWR | 21008-169 | |
| 5977B mass-selective detector | Agilent Technologies | 1617R019 | |
| 7820A gas chromatography system | Agilent Technologies | 16162016 | |
| Acetone | Supelco | 1006582500 | |
| Acetonitrile | VWR | 83642320 | |
| Ammonium formate | VWR | 21254260 | |
| Automatic shaker KS 3000 i control | IKA | 3940000 | |
| Balance | Sartorius Lab Instruments Gmbh & Co | ENTRIS224I-1S | |
| Bondesil-C18, 40 µm | Agilent Technologies | 12213012 | |
| Bondesil-PSA, 40 µm | Agilent Technologies | 12213024 | |
| Cyclohexane | VWR | 85385320 | |
| EPA TCL pesticides mix | Sigma Aldrich | 48913 | |
| Ethyl acetate | Supelco | 1036492500 | |
| G4567A automatic sampler | Agilent Technologies | 19490057 | |
| HP-5ms Ultra Inert (5%-phenyl)-methylpolysiloxane 30 m x 250 µm x 0.25 µm column | Agilent Technologies | 19091S-433UI | |
| Magnesium sulfate monohydrate | Sigma Aldrich | 434183-1KG | |
| Mega Star 3.R centrifuge | VWR | 521-1752 | |
| Milli-Q gradient A10 | Millipore | RR400Q101 | |
| p,p'-DDE-d8 | Dr Ehrenstorfer | DRE-XA12041100AC | |
| Pipette tips 2 - 200 µL | BRAND | 732008 | |
| Pipette tips 5 mL | BRAND | 702595 | |
| Pipette tips 50 - 1000 uL | BRAND | 732012 | |
| Pippette Transferpette S variabel 10 - 100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pippette Transferpette S variabel 100 - 1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pippette Transferpette S variabel 20 - 200 µL | BRAND | 704778 | |
| Pippette Transferpette S variabel 500 - 5000 µL | BRAND | 704782 | |
| Vials with fused-in insert | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| OCPs | CAS registry number | ||
| α-BHC | 319-84-6 | ||
| β-BHC | 319-85-7 | ||
| Lindane | 58-89-9 | ||
| δ-BHC | 319-86-8 | ||
| Heptachlor | 76-44-8 | ||
| Aldrin | 309-00-2 | ||
| Heptachlor epoxide | 1024-57-3 | ||
| α-Endosulfan | 959-98-8 | ||
| 4,4'-DDE-d8 (IS) | 93952-19-3 | ||
| 4,4'-DDE | 72-55-9 | ||
| Dieldrin | 60-57-1 | ||
| Endrin | 72-20-8 | ||
| β-Endosulfan | 33213-65-9 | ||
| 4,4'-DDD | 72-54-8 | ||
| Endosulfan sulfate | 1031-07-8 | ||
| 4,4'-DDT | 50-29-3 | ||
| Endrin ketone | 53494-70-5 | ||
| Methoxychlor | 72-43-5 |
References
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