Summary
Das vorliegende Protokoll skizziert eine Methode zur Einrichtung eines kostengünstigen Rocker-Plattform-basierten Geräts, das zur Induktion von Schlafentzug bei Mäusen verwendet wird. Dieses Gerät hat sich als wirksam erwiesen, wenn es darum geht, Störungen des durch Elektroenzephalogramm (EEG) nachgewiesenen Schlafmusters zu verursachen und metabolische und molekulare Veränderungen im Zusammenhang mit Schlafentzug zu induzieren.
Abstract
Die Störung des zirkadianen Rhythmus bezieht sich auf die Desynchronisation zwischen der äußeren Umgebung oder dem Verhalten und der endogenen molekularen Uhr, die die Gesundheit erheblich beeinträchtigt. Schlafentzug ist eine der häufigsten Ursachen für eine Störung des zirkadianen Rhythmus. Es wurde über verschiedene Modalitäten (z. B. Plattformen auf dem Wasser, schonende Handhabung, Gleitstangenkammern, rotierende Trommeln, Orbitalschüttler usw.) berichtet, um Schlafentzug bei Mäusen zu induzieren, um seine Auswirkungen auf die Gesundheit zu untersuchen. Die aktuelle Studie stellt eine alternative Methode für Schlafentzug bei Mäusen vor. Es wurde ein automatisiertes Gerät entwickelt, das auf einer Wippplattform basiert, das kostengünstig ist und den Schlaf von Mäusen in Gruppenhaltung in einstellbaren Zeitintervallen effizient stört. Dieses Gerät induziert charakteristische Veränderungen des Schlafentzugs bei minimaler Stressreaktion. Folglich kann sich diese Methode als nützlich für Forscher erweisen, die daran interessiert sind, die Auswirkungen und zugrunde liegenden Mechanismen von Schlafentzug auf die Pathogenese mehrerer Krankheiten zu untersuchen. Darüber hinaus bietet es eine kostengünstige Lösung, insbesondere wenn mehrere Schlafentzugsgeräte parallel laufen müssen.
Introduction
Die Störung des zirkadianen Rhythmus bezieht sich auf die Desynchronisation zwischen der äußeren Umgebung oder dem Verhalten und der endogenen biologischen Uhr. Eine der häufigsten Ursachen für eine Störung des zirkadianen Rhythmus ist Schlafentzug1. Schlafmangel wirkt sich nicht nur negativ auf die menschliche Gesundheit aus, sondern erhöht auch das Risiko für viele Krankheiten, darunter Krebs2 und Herz-Kreislauf-Erkrankungen3, erheblich. Die Mechanismen, die den schädlichen Auswirkungen von Schlafentzug zugrunde liegen, sind jedoch noch weitgehend unbekannt, und die Etablierung von Schlafentzugsmodellen ist unerlässlich, um unser Verständnis in dieser Hinsicht zu verbessern.
Es wurde über verschiedene Methoden zur Schlafentziehung bei Mäusen berichtet, wie z. B. die Verwendung von Wasserplattformen4, schonende Handhabung5, Gleitstangenkammern6, rotierende Trommeln7 und Käfigrührprotokolle 5,8,9. Schiebestangenkammern fegen automatisch über den Boden des Käfigs und zwingen die Mäuse, darüber zu laufen und wach zu bleiben. Bei den Käfig-Rührprotokollen werden Käfige auf Labor-Orbitalschüttler gesetzt, was zu einer effizienten Schlafstörung führt. Diese Methoden sind zwar automatisch und effektiv, können aber teuer sein, wenn mehrere Geräte parallel laufen müssen, insbesondere bei spezifischen Studiendesigns, die eine große Anzahl von Mäusen mit Schlafentzug umfassen, die für die Erstellung eines zirkadianen Genprofils benötigt werden. Auf der anderen Seite sind Wasserplattformen und sanfte Handhabungsprotokolle billigere und einfachere Methoden, die häufig verwendet werden, um Schlafentzug herbeizuführen. Die Wasserplattform erlaubt jedoch keine automatische Steuerung der vorgegebenen Entzugs-Ruhe-Zyklen10,11, und die schonende Handhabung erfordert von den Forschern eine kontinuierliche Wachsamkeit, um den Schlaf zu stören. Darüber hinaus können andere Modalitäten, wie rotierende Trommeln, durch soziale Isolation oder Stress verwirrt werden12.
Inspiriert von der orbitalen Shaker-basierten Methode wollen wir ein Protokoll zur Etablierung eines Rocker-Plattform-basierten Geräts für Schlafentzug bei Mäusen einführen. Diese Methode ist billig, effektiv, minimal stressig, kontrollierbar und automatisiert. Das derzeitige Protokoll ermöglicht es uns, ein auf der Wippplattform basierendes Gerät zu einem Preis zu entwickeln, der etwa zehnmal billiger ist als der von Orbitalschüttlern, basierend auf unserer Zugänglichkeit. Dieses Gerät störte effektiv den Schlaf von Mäusen, die in Gruppen gehalten wurden, und induzierte charakteristische Veränderungen des Schlafentzugs bei minimaler Stressreaktion. Es wird besonders nützlich für Forscher sein, die daran interessiert sind, die Auswirkungen und zugrunde liegenden Mechanismen von Schlafentzug auf die Pathogenese mehrerer Krankheiten zu untersuchen, insbesondere wenn die Studie mehrere Gruppen parallel Schlafentzug umfasst.
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Protocol
Alle Tierversuchsprotokolle in dieser Studie wurden von der Ethikkommission für das Wohlergehen von Labortieren des Renji-Krankenhauses, Medizinische Fakultät, Shanghai Jiao Tong Universität, genehmigt. In der Studie wurden männliche C57BL/6J-Mäuse im Alter von 8 bis 10 Wochen verwendet. Die Tiere stammten aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die wichtigsten Teile, die für die Einrichtung des Geräts erforderlich sind, sind in Abbildung 1A aufgeführt.
1. Vorbereitung des Schlafentzugsgeräts
- Befestigen Sie ein Ende einer 50 cm langen geschlitzten Stahlrinne in der Mitte einer 40 cm langen geschlitzten Stahlrinne mit Schrauben (siehe Materialtabelle), um eine T-förmige Struktur zu erhalten. Wiederholen Sie den Vorgang und stellen Sie zwei solcher T-förmigen Strukturen her (Abbildung 1B-a).
- Lassen Sie die beiden T-förmigen Strukturen parallel im Abstand von 30 cm nach oben stehen und verbinden Sie die Böden der beiden T-förmigen Strukturen mit einem 30 cm langen schraubkompatiblen Stahlzylinder (siehe Materialtabelle) mit Schrauben (Abbildung 1B-b).
- Platzieren Sie eine rechteckige Plattform aus Stahl (20 × 25 cm) (siehe Materialtabelle) zwischen den beiden T-förmigen Strukturen (Abbildung 1B-c).
HINWEIS: Wenn keine gebrauchsfertigen rechteckigen Stahlplattformen in der angegebenen Größe verfügbar sind, kann man eine durch Schweißen von 2 mm dicken Flachstählen herstellen. - Befestigen Sie jedes Ende eines 30 cm langen, schraubkompatiblen Stahlzylinders, der in der Plattform befestigt ist, an zwei Lagern, die an jeder der T-förmigen Strukturen 10 cm von der Oberseite entfernt befestigt sind (Abbildung 1B-d).
- Befestigen Sie eine Motorhalterung (siehe Materialtabelle) mit Schrauben an einer der T-förmigen Strukturen in einem Abstand von 25 cm von oben (Abbildung 1B-e).
HINWEIS: Alternativ kann Konstruktionskleber verwendet werden, um die Motorhalterung anstelle von Crews an der T-förmigen Struktur zu befestigen. - Montieren Sie einen Motor (siehe Materialtabelle) mit Schrauben an der Motorhalterung (Abbildung 1B-f).
- Befestigen Sie einen Lüfter (siehe Materialtabelle) mit selbstsichernden Bändern an der T-förmigen Struktur unterhalb des Motors (Abbildung 1B-g).
- Befestigen Sie das Lagerende einer Pleuelstange mit Schrauben an einer dem Motor zugewandten Plattformecke (Abbildung 1B-h).
- Ein weiteres Ende der Pleuelstange mit Schrauben an der Welle des Motors befestigen (Abbildung 1B-i).
- Bohren Sie mit einem Bohrer zwei 4-mm-Löcher an jeder der vier Ecken eines Kunststoffbehälters oder eines Standard-Tierkäfigs (siehe Materialtabelle) und bohren Sie zwei 4-mm-Löcher und ein unteres 6-mm-Loch auf der linken Seite des Käfigs (Abbildung 1B-j).
- Befestigen Sie den Käfig auf der rechteckigen Plattform mit selbstsichernden Bändern durch die Ecklöcher (Abbildung 1B-k).
- Bohren Sie mit einem Bohrer ein 5 mm großes Loch in die Kappe eines 50-ml-Zentrifugenröhrchens und stopfen Sie das Loch mit einer langen Düse, die mit einem Kugelhahn ausgestattet ist, um ein Austreten von Wasser zu verhindern.
HINWEIS: Hydrogel wäre eine alternative Option für die Wasserversorgung, wenn die Anpassung von Wasserflaschen schwierig ist. - Befestigen Sie die angepasste Wasserflasche auf der linken Seite des Käfigs mit selbstsichernden Bändern durch die beiden 4-mm-Löcher, wobei die Düse durch das 6-mm-Loch führt (Abbildung 1B-l).
- Verbinden Sie die elektrischen Ausgangsdrähte des Netzteiladapters mit den beiden Anschlüssen des Motors (Abbildung 1B-l).
HINWEIS: Es gibt keine spezielle Polaritätsanforderung für den Anschluss der Drähte an die Motorklemmen. - Verbinden Sie die elektrischen Eingangsdrähte des Netzteiladapters mit dem Zeitschütz (Abbildung 1B-m).
2. Induktion von Schlafentzug
- Drücken Sie die Tasten ganz rechts auf der linken bzw. rechten Hälfte des Zeitschützes (siehe Materialtabelle), bis auf den mechanischen Zählern auf beiden Seiten "M" erscheint (Abbildung 1C-a).
- Drücken Sie die mittleren Pluszeichentasten in der linken und rechten Hälfte des Zeitschützes, bis auf den mechanischen Zählern auf beiden Seiten "5M" erscheint (Abbildung 1C-b).
- Drücken Sie die Pluszeichentaste ganz links in der linken Hälfte des Zeitschützes, bis "15M" auf dem linken mechanischen Zähler erscheint (Abbildung 1C-c).
HINWEIS: Das Zeitschütz ist dann im zyklischen Modus für 15 Minuten eingeschaltet und für 5 Minuten ausgeschaltet. - Setze Mäuse ad libitum mit Wasser und Futter in den Käfig.
- Versorgen Sie das Zeitschütz und den Lüfter mit Strom.
HINWEIS: Die Plattform schaukelt jetzt mit 10 Umdrehungen pro Minute. - Wiegen Sie jede Maus jeden Tag zur Zeitgeberzeit 0 (ZT0).
HINWEIS: Das Licht ist von 8 Uhr (ZT0) bis 20 Uhr (ZT12) eingeschaltet.
3. Oraler Glukosetoleranztest
- Messen Sie den Nüchternglukosespiegel bei nüchternen Mäusen, indem Sie Blutproben aus den Schwanzvenen entnehmen.
- Glukoselösung (2 g/kg Körpergewicht) intraperitoneal mit 1-ml-Spritzen injizieren.
- Entnehmen Sie Blutproben durch die Schwanzvene und testen Sie den Blutzucker 15 min, 30 min, 60 min bzw. 120 min nach der Glukoseinjektion.
- Setzen Sie die Mäuse nach dem Test ad libitum mit dem Futter und dem Wasser zurück in den Käfig.
4. Entnahme des Hirngewebes
- Enthaupten Sie die Mäuse nach angemessener Anästhesie, indem Sie sie 3-5 Minuten lang Isofluran (2%) aussetzen.
- Legen Sie den Schädel frei und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen 1 cm langen vertikalen Schnitt am Schädel.
- Entfernen Sie den Schädel mit Hilfe von Mückenhämotaten (siehe Materialtabelle), um das Hirngewebe freizulegen.
- Bewegen Sie das gesamte Gehirn vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette aus der Schädelhöhle.
HINWEIS: Hirngewebe sollte gemäß den örtlichen Richtlinien entfernt werden. - Waschen Sie das Hirngewebe mit kalter phosphatgepufferter Kochsalzlösung (1x PBS, 4 °C).
- Das intakte Hirngewebe wird in flüssigem Stickstoff eingefroren und zur Langzeitlagerung auf -80 °C überführt.
HINWEIS: Bei Lagerung bei -80 °C ist das schockgefrorene Hirngewebe mindestens 6 Monate lang stabil.
5. Nachweis der Genexpression mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
- Das Hirngewebe bei 4 °C oder auf Eis auftauen.
- Übertragen Sie das Gewebe in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und extrahieren Sie die Gesamt-RNA mit der TRIzol-basierten Methode13.
- Messen Sie die RNA-Konzentration mit einem Spektralphotometer (siehe Materialtabelle) nach der RNA-Extraktion.
- Durchführen einer reversen Transkription der Gesamt-RNA (1 μg) in komplementäre DNA (cDNA) unter Verwendung eines handelsüblichen Kits14.
- Messung des Genexpressionsniveaus mittels Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktionin Echtzeit 15.
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Representative Results
Das etablierte Gerät für Schlafentzug bei Mäusen ist in Abbildung 1D dargestellt. Am Tag 7 nach Beginn des Schlafentzugs zeigten Elektroenzephalogramm (EEG) und Elektromyographie (EMG)16, dass das Gerät die Schlafdauer signifikant verkürzte und die Wachdauer bei Mäusen verlängerte (Abbildung 2A-D). In der Zwischenzeit erhöhte das aktuelle Protokoll signifikant den Adenosinaufbau und die mRNA-Spiegel von Homer1a im Gehirn (Abbildung 2E,F), die Marker für erfolgreichen Schlafentzug sind17. Unter Verwendung eines ELISA-Kits18 beobachteten wir, dass die Serum-Corticosteron-Spiegel durch das aktuelle Schlafentzugsprotokoll nicht signifikant verändert wurden (Abbildung 2G). Nach 7-tägigem Schlafentzug nahm das Körper- und Thymusgewicht signifikant ab (Abbildung 3A-D), was mit früheren Berichten übereinstimmt19. Darüber hinaus war die Glukosetoleranz bei Mäusen nach Schlafentzug signifikant beeinträchtigt (Abbildung 3E,F). Um die Veränderungen in der Uhr-Genexpression zu untersuchen, wurde Gehirngewebe alle 4 h über einen Tag verteilt gesammelt. Wir beobachteten, dass die Expressionsmuster der Uhrengene im Gehirn nach Schlafentzug signifikant verändert waren (Abbildung 3G und Tabelle 1), was auf eine Störung der molekularen Uhr hindeutet20.
Abbildung 1: Etablierung der Wippplattform-basierten Vorrichtung. (A) Abbildungen, die die wichtigsten Teile darstellen, die für den Zusammenbau der Wippbühnen-basierten Vorrichtung erforderlich sind. (B) Detaillierte Schritte zur Demonstration des Zusammenbaus der Schlafentzugsvorrichtung. (C) Bilder mit Parametereinstellungen im Zeitschütz. (D) Foto der fertig montierten Schüttelkammer. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Bewertung von Schlafstörungen und Serum-Corticosteron-Spiegeln bei Mäusen. (A) Schematische Darstellung der EEG/EMG-Aufzeichnung bei Mäusen während des Schlafentzugs. (B) Repräsentative EEG/EMG-Aufzeichnungen, die bei Mäusen aufgezeichnet wurden. (C) Repräsentative EEG/EMG-Wellenformen bei Mäusen während Wachheit, NREM und REM. (D) Prozentsatz der Wachdauer, NREM-Dauer und REM-Dauer, aufgezeichnet bei schlafgestörten Mäusen und Kontrollmäusen (n = 4 Mäuse/Gruppe). *P < 0,05, ***P < 0,001. Die statistische Analyse wurde mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; NREM, Non-rapid eye movement; REM, Schnelle Augenbewegungen; SD, Schlafentzugsgruppe. (E) mRNA-Spiegel von Homer1a in Hirngeweben, gemessen bei Mäusen mit Schlafstörungen und Kontrollmäusen (n=4 Mäuse/Gruppe). *P < 0,05, Die statistische Analyse wurde mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; Homer1a, Homer-Gerüstprotein 1a; SD, Schlafentzugsgruppe. (F) Adenosingehalt im Hirngewebe, gemessen bei schlafgestörten Mäusen und Kontrollmäusen (n=4 Mäuse/Gruppe) unter Verwendung eines ELISA-Kits. *P < 0,05, Die statistische Analyse wurde mit einem ungepaarten t-Test zu jedem Zeitpunkt durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (G) Serum-Corticosteron-Konzentration, gemessen bei schlafgestörten Mäusen und Kontrollmäusen (n = 4 Mäuse pro Zeitpunkt/Gruppe). Die statistische Analyse wurde mittels Zwei-Wege-Varianzanalyse durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Pathophysiologische Veränderungen nach Schlafentzug bei Mäusen. (A) Repräsentative Bilder, die die Größe der Mäuse in den angegebenen Gruppen zeigen. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (B) Veränderungen des Körpergewichts nach Beginn des Schlafentzugs in den angegebenen Gruppen (n = 24 Mäuse pro Gruppe). **P < 0,001 wurde die statistische Analyse mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (C) Repräsentative Bilder, die die Größe des Thymus in den angegebenen Gruppen zeigen. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (D) Vergleich des Verhältnisses von Thymusgewicht zu Körpergewicht zwischen den beiden Gruppen (n = 24 Mäuse pro Gruppe). **P < 0,001 wurde die statistische Analyse mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (E) Die Ergebnisse des intraperitonealen Glukosetoleranztests in den angegebenen Gruppen (n = 5 pro Gruppe). *P < 0,01; **P < 0,001 wurde die statistische Analyse mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (F) Vergleich der Fläche unter der Kurve (AUC) des intraperitonealen Glukosetoleranztests zwischen der Schlafentzugsgruppe und der Kontrollgruppe (n = 5 pro Gruppe). **P < 0,001 wurde die statistische Analyse mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt. Abkürzungen: CTR, Kontrollgruppe; SD, Schlafentzugsgruppe. (G) Zirkadiane Expressionsmuster der Uhrengene (Bmal1, Dbp, Cry1, Cry2, Nr1d1, Nr1d2, Per1 und Per2) im Hirngewebe wurden in der Schlafentzugsgruppe und der Kontrollgruppe (n = 4 Mäuse pro Zeitpunkt/Gruppe) gemessen. Die Daten wurden mittels nichtlinearer Cosinor-Regression verglichen und die Expressionskurven der Uhrengene mit dem R-Paket CircaCompare angepasst. Die p-Werte werden wie angegeben angegeben. Abkürzungen: A, Amplitude; Bmal1, Gehirn und Muskel Arnt-artig 1; Cry1, zirkadianer Cryptochrom-Regulator 1; Cry2, zirkadianer Cryptochrom-Regulator 2; CTR, Kontrollgruppe; Dbp, D-Site-bindendes Protein; M, Mesor; Nr1d1, Kernrezeptor-Unterfamilie 1, Gruppe D, Mitglied 1; Nr1d2, Kernrezeptor-Unterfamilie 1 Gruppe D Mitglied 2; P, Phase; Per1, periodischer circadianer Regulator 1; Per2, periodischer circadianer Regulator 2; SD, Schlafentzugsgruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Uhren-Gene | Bmal | DBP | Weinen1 | Weinen2 | Nr1d1 | Nr1d2 | Per1 | Per2 | |
| Rhythmizität | Steuerung | P < 0,05 | P < 0,01 | P < 0,001 | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0,01 | P < 0,001 | P < 0,001 |
| Schlafentzug | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | |
| Akrophase (Zeitgeberzeit) | Steuerung | 22 | 12 | 17 | 15 | 11 | 14 | 14 | 16 |
| Schlafentzug | 10 | 24 | 4 | 3 | 22 | 0 | 1 | 1 | |
| Mesor-Schätzung | Steuerung | 0.933 | 2.242 | 1.136 | 1.171 | 1.799 | 1.41 | 1.289 | 1.033 |
| Schlafentzug | 0.826 | 2.101 | 1.094 | 1.155 | 1.756 | 1.399 | 0.999 | 0.888 | |
| Amplituden-Schätzung | Steuerung | 0.099 | 0.746 | 0.305 | 0.131 | 0.494 | 0.314 | 0.294 | 0.341 |
| Schlafentzug | 0.108 | 0.866 | 0.342 | 0.168 | 0.503 | 0.323 | 0.388 | 0.305 | |
Tabelle 1: Das Vorhandensein der Rhythmizität, der Mesorschätzung, der Amplitudenschätzung und der Akrophase für die getesteten Uhrengene in jeder Gruppe.
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Discussion
Mausmodelle für Schlafentzug sind unerlässlich, um die Auswirkungen von Schlafstörungen auf verschiedene Krankheiten zu untersuchen, darunter Herz-Kreislauf-Erkrankungen21, psychiatrische Erkrankungen22 und neurologische Störungen23. Unter den bestehenden Schlafentzugsstrategien bei Mäusen sind körperliche Ansätze, die eine wiederholte kurzzeitige Unterbrechung des Schlafs beinhalten, die amhäufigsten verwendeten 5,7,12. Diese physikalischen Ansätze umfassen die Verwendung von Wasserplattformen4, schonender Handhabung5, Gleitstangenkammern6, 24, rotierenden Trommeln7 oder Orbitalschüttlern8, 9, 25, 26.
Um Schlafentzug bei Mäusen effektiv herbeizuführen, sollten ideale Methoden die Mäuse mit einem nicht stressigen Reiz wecken. Das gewählte Gerät sollte auch automatisiert und leicht kontrollierbar sein, um die Entzugs-Ruhe-Zyklen anzupassen. Unter den genannten Verfahren erfüllt die Gleitstangenkammer die meisten dieser Anforderungen. Es ist jedoch teuer und kann den Mäusen gelegentlich schaden. Eine weitere effektive und minimal belastende Methode ist das auf Orbitalschüttlern basierende Protokoll 7,8,9,25, bei dem ein Käfig auf einem Standard-Labor-Orbitalschüttler platziert wird, der mit einem Zeitregler verbunden ist, was zu wiederholten Schlafunterbrechungen führt. Wenn jedoch bestimmte Studiendesigns erfordern, dass mehrere Orbitalschüttler parallel laufen, können die Kosten für einige Forschungsgruppen unerschwinglich werden.
Inspiriert von den Orbital-Shaker-Methoden präsentiert die aktuelle Studie ein detailliertes Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Etablierung eines auf der Rocker-Plattform basierenden Schlafentzugsgeräts. Die Kosten betragen etwa ein Zehntel der Labor-Orbitalschüttler, was sie leichter zugänglich macht. Das eingeführte Gerät wurde als wirksam bei Schlafentzug bei Mäusen validiert, wie EEG/EMG-Überwachungsdaten zeigen, die eine signifikant verkürzte Schlafdauer und erhöhte Schlafentzugsmarker zeigten. Darüber hinaus veränderte dieses auf der Rocker-Plattform basierende Gerät den Serum-Corticosteron-Spiegel bei Mäusen nicht signifikant. Insgesamt haben wir ein neues automatisiertes Schlafentzugsgerät eingeführt, das kostengünstig, effektiv, minimal stressig und kontrollierbar ist.
Trotz seiner Vorteile hat das aktuelle Protokoll einige Einschränkungen. Erstens: Im Gegensatz zu gebrauchsfertigen, kommerziell erhältlichen Geräten muss das hier vorgestellte Schlafentzugsgerät von den Experimentatoren zusammengebaut werden. Es wurden jedoch detaillierte Schritt-für-Schritt-Protokolle und Illustrationen bereitgestellt, um den Prozess zu vereinfachen. Zweitens sind nicht alle Materialien, die für die Einrichtung von Vorrichtungen erforderlich sind, kommerziell erhältlich, und einige Anpassungen von Materialien können auf der Grundlage der in dieser Arbeit bereitgestellten Spezifikationen erforderlich sein. Drittens kann es bei herkömmlichen Wasserflaschen, die mit der Wippplattform verwendet werden, zu Leckagen kommen, was die Verwendung von kundenspezifischen Wasserflaschen erforderlich macht, um dieses Problem zu vermeiden.
Zusammenfassend stellt diese Studie eine kostengünstige und effiziente Methode zur Etablierung eines alternativen Geräts zur Induktion von Schlafentzug bei Mäusen in Gruppenhaltung vor. Dieses Protokoll kann Forschern dabei helfen, die Auswirkungen und zugrunde liegenden Mechanismen von Schlafentzug auf eine Vielzahl von Gesundheitszuständen zu untersuchen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Natural Science Foundation of China (82230014, 81930007, 82270342), des Shanghai Outstanding Academic Leaders Program (18XD1402400), der Science and Technology Commission of Shanghai Municipality (22QA1405400, 201409005200, 20YF1426100), des Shanghai Pujiang Talent Program (2020PJD030), des SHWSRS (2023-62), des Shanghai Clinical Research Center for Aging and Medicine (19MC1910500) und des Postgraduate Innovation Program des Bengbu Medical College unterstützt (Byycxz21075).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Axygen | MCT-150-C-S | |
| 50 mL centrifuge tube | NEST | 602002 | |
| Adenosine ELISA kit | Ruifan technology | RF8885 | |
| Animal cage | ZeYa tech | MJ2 | |
| Blood glucose meter | YuYue | 580 | |
| C57BL/6J Mice | JieSiJie Laboratory Animal | N/A | Age: 8-10 weeks |
| Connecting rod | ShengXiang Tech | N/A | Length: 20 cm |
| Cooling fan | LiMing | EFB0805VH | Supply voltage: 5 V; Power consumption: 1.2 W; Air flow: 26.92 cfm; Dimensions: 40 mm * 40 mm * 56 mm |
| Corticosterone ELISA kit | Elabscience | E-OSEL-M0001 | |
| EEG/EMG recording and analysis system | Pinnacle Technology | 8200-K1-iSE3 | |
| Isoflurane | RWD | 20071302 | |
| mosquito hemostats | FST | 13011-12 | Surgical instrument |
| Motor and motor mount | MingYang | MY36GP-555 | Supply voltage: 24 V dc; Shaft diameter: 8 mm; Maximum output torque: 100 Kgf.cm; Maximum output speed: 10 rpm |
| NanoDrop 2000c | Thermo Scientific | NanoDrop 2000c | |
| Power brick adapter | MingYang | QiYe-0243 | Input voltage: 110-220V ac; Output voltage: 24 V dc; Outputcurrent: 2 A; Cable length: 2 m |
| qPCR commercial kit | Vazyme | Q711-02 | |
| qPCR measurement equipment | Roche | 480 | |
| Rectangle platform attached with a screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Width: 20 cm; length: 25 cm; length of the cylinder: 30 cm, thickness: 2 mm |
| Reverse RNA to cDNA commercial kit | Vazyme | R323-01 | |
| Screw and nut | Guwanji | N/A | Inner diameter: 6 mm, 12 mm |
| Screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Length: 300 mm |
| Slotted steel channels | Customized | N/A | Length: 400 mm or 500 mm, thickness: 2 mm |
| Time contactor | LiXiang | DH48S-S | Supply voltage: 110-220 V ac; Units measured: hours, minutes, seconds; Contact configuration: DPDT |
| TRIzol | Vazyme | R401-01 |
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