Durchführung und Abwicklung der FNA Anterior Fat Pad für Amyloid

Published 10/30/2010
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Erratum

Formal Correction: Erratum: Performing and Processing FNA of Anterior Fat Pad for Amyloid
Posted by JoVE Editors on 12/20/2010. Citeable Link.

Summary

Fettpolster Bestreben ist es eine bevorzugte, minimal-invasive und kostengünstige Ansatz als Vergleich zu anderen Methoden, um Amyloid zur Diagnose einer systemischen Amyloidose zu erkennen. Dieses Video Artikel beschreibt eine prozedurale Entwurf für die Durchführung Fettpolster Aspiration mit entsprechender Verarbeitung der Proben für die optimale diagnostische Ergebnisse.

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Shidham, V. B., Hunt, B., Jaradeh, S. S., Barboi, A. C., Devata, S., Hari, P. Performing and Processing FNA of Anterior Fat Pad for Amyloid. J. Vis. Exp. (44), e1747, doi:10.3791/1747 (2010).

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Abstract

In der Vergangenheit wurden Herz, Leber und Niere Biopsien durchgeführt werden, um Amyloid-Ablagerungen im Amyloidose zu demonstrieren. Da das klinische Erscheinungsbild dieser Krankheit ist so variabel und unspezifisch sind die damit verbundenen Risiken dieser Biopsien zu groß für die diagnostische Ausbeute. Andere Websites, die einen niedrigeren Biopsie Risiko, wie Haut oder Zahnfleisch haben, sind auch relativ invasiv und teuer. Darüber hinaus können diese Biopsien nicht immer ausreichend Amyloid-Ablagerungen, eine Diagnose zu stellen. Fettpolster Aspiration hat gute klinische Korrelation mit niedrigen Kosten und minimaler Morbidität gezeigt. Allerdings gibt es noch keine standardisierten Protokolle zur Durchführung dieses Verfahrens-oder Verarbeitung der angesaugten Probe, die variable und nicht reproduzierbaren Ergebnissen führt. Die am häufigsten verwendeten Modalität zur Detektion von Amyloid im Gewebe ist ein Apfel-grüne Doppelbrechung auf Kongorot gefärbten Schnitten unter dem Polarisationsmikroskop. Diese Technik erfordert Zellenblock Vorbereitung der angesaugten Material. Leider haben Patienten im frühen Stadium der Amyloidose minimale Mengen von Amyloid, das reduziert die Empfindlichkeit des Kongorot gefärbte Zelle blockieren Teile der Fettpolster saugt. Daher sollten ultrastrukturelle Auswertung der Fettpolster saugt mittels Elektronenmikroskopie genutzt werden, da ihre erhöhte Sensibilität für Amyloid-Erkennung. Dieser Artikel beschreibt eine einfache und reproduzierbare Vorgehensweise zur Durchführung vordere Fettpolster Aspiration für den Nachweis von Amyloid-Nutzung beider Kongorotfärbung der Zelle blockieren Abschnitte und Elektronenmikroskopie für ultrastrukturelle Identifizierung.

Protocol

Einführung

Systemische Amyloidose ist eine sehr variable Krankheit, die extrazelluläre Ablagerung von verschiedenen Proteinen, die gemeinsam als Amyloid bezeichnet bezieht. Deposition dieser Amyloid-Fibrillen mit Beta gefalteten Konfiguration führt zu verschiedenen klinischen Präsentationen in Abhängigkeit von der betroffenen Organe. Die meisten klinisch relevanten Manifestationen der systemischen Amyloidose werden zur Kenntnis genommen, wenn ein Eingreifen von kritischen Organen wie Herz, Leber und / oder Niere. Historisch gesehen, wären diese beteiligt Organe biopsiert, um das Vorhandensein von Amyloid zu demonstrieren. Diese mäßig invasive Verfahren durchgeführt ein erhebliches Risiko, einschließlich Blutungen. Fettpolster Aspiration seither gezeigt, dass eine zuverlässige und nichtinvasive Methode zum Nachweis von Amyloid in der systemischen Amyloidose 1 bereitzustellen. Dieses Verfahren ist im Wesentlichen vergleichbar mit der Fettabsaugung des subkutanen Fettgewebes in der vorderen Bauchwand unter örtlicher Betäubung zu fibroadipose Gewebe für die Bewertung kaum Amyloid-Ablagerungen in den kleinen Blutgefäßen Wände 2 abzurufen.

Die am häufigsten verwendeten Methode zur Identifizierung Amyloid im Gewebe bleibt die charakteristische apfelgrüne Doppelbrechung Muster gesehen, wenn Kongorot gefärbten Schnitten unter einem Polarisationsmikroskop 3 sind visualisiert. Wenn Fettpolster Aspiration durchgeführt wird, kann Kongo rote Flecken auf beiden direkten verschmiert Dias oder Zellenblock Vorbereitungen der angesaugten Fettgewebe erfolgen. Allerdings haben Patienten in frühen Stadien der Amyloidose spärliche Amyloid-Ablagerungen, die stark reduziert die Empfindlichkeit des Kongorot gefärbte Zelle blockieren Abschnitten 4,5. Ultrastrukturelle Auswertung der Fettpolster saugt mittels Elektronenmikroskopie hat eine bessere Reproduzierbarkeit und verbesserte Empfindlichkeit 4. Daher ist es empfehlenswert, alle Fettpolster saugt sowohl für Vorbereitung einer Zelle blockieren und für die Durchführung der Elektronenmikroskopie 2 Einreichen.

Fettpolster Anspruch ist relativ kostengünstig und nicht-invasive Methode zur Gewinnung von Gewebe systemische Amyloidose zu diagnostizieren. Dieser Artikel beschreibt, Fettpolster Aspiration Verfahren zusammen mit Einzelheiten über Probenaufbereitung bis Probe für beide Kongorotfärbung und ultrastrukturelle Auswertung mittels Elektronenmikroskopie einzureichen. In diesem Video zeigen wir, diese reproduzierbar und einfaches Verfahren, um eine optimale Diagnose-Material abrufen.

1. Durchführen der FNA der Anterior Fat Pad

A. Betäubung der lokalen Bereich (Abb. 1 & 2)

  1. Mit Alkoholtupfer oder die Haut Reinigungsmittel von einer bestimmten Institution bevorzugt, reinigen Sie die Haut an den unteren Quadranten Bereich des Bauches lateral der Mittellinie und unterhalb des Nabels (Abbildung 1).
  2. Markieren Sie eine rautenförmige Fläche ca. 2 x 2 Zoll, wie in Abbildung 1 mit einem Markierstift gezeigt.
  3. Saugen Sie ca. 10 ml 1% Lidocain mit einer 18G Nadel. Bringen Sie einen 25G 1 ½-Zoll-Nadel auf die Spritze. Entfernen Sie eventuell eingeschlossene Luft durch Antippen des aufrechten Spritze beim Drücken Sie den Kolben, bis die Flüssigkeit abgegeben wird und keine Luftblasen vorhanden sind.
  4. Anesthetize entlang der Grenzen der rautenförmigen Fläche bereits markiert, wie in Abbildung 2 dargestellt. Starten Sie, indem Sie die 25G-Nadel unter die Haut am Punkt A und vorsichtig die Nadel subkutan Punkt X. Ziehen wieder auf den Spritzenkolben, um sicherzustellen, dass Sie sich nicht innerhalb eines Gefäßes. Dann langsam den Kolben zu infiltrieren bis zu 2,5 ml Lidocain (ca. ¼ der Lidocain in 10 ml-Spritze), während die Nadel auf A, ohne dass die Nadel aus der Haut am Punkt A (Abbildung 2a3) come point. Mit der Nadel noch unter der Haut verändern Richtung Punkt Y (Abbildung 2a4) und drücken Sie die Nadel subkutan zu Punkt Y (Abb. 2b1). Nach wie vor bestätigen, dass die Nadel nicht in ein Gefäß und verzichten etwa 2,5 ml Lidocain, während langsam die Nadel durch den Punkt A (Abb. 2b3 durch 2b4). Wiederholen Sie ähnliche Schritte ab Punkt B und Abgabe Lidocain subkutan von den Punkten B, X und B auf Y (Abbildung 2C1 durch 2D4). Verhindern Blutungen aus den Stachel A und B von der Firma Anwendung von sterilen gauge Stück.
  5. Sie können nun überprüfen, dass das Gebiet betäubt wird durch leichtes Berühren der Haut innerhalb der narkotisierten rautenförmigen von Spitze / Ecke Baumwollgaze Stück, durch den Vergleich mit benachbarten nicht narkotisierten Haut.

B. Performing Fettpolster Aspiration (Abbildung 3)

(Anwendung von örtlicher Betäubung vor der Leistung der Fettpolster Aspiration kann umgangen werden, abhängig von der regionalen und individuellen Vorlieben. Ordnungsgemäß durchgeführt FNAB Verfahren für die vordere Fettpolster Aspiration in einem Prick abgeschlossen werden kann. Je nach der Schmerzgrenze des einzelnen Patienten , Manövrieren von 18G Nadel hin und her in das subkutane Fettgewebe ist relativ distreszu singen. Die Betäubung hier beschriebene Methode wird erreicht, in nur zwei Stiche mit 25G Nadel und vermeidet die Schmerzen mit einer verbesserten Toleranz gegenüber dem Verfahren.)

  1. Montieren 18G 1 ½-Zoll-Nadel auf eine 10 ml Spritze. Montieren Sie die Spritze-Nadeleinheit in die Spritze greifen ("FNAB Griff / gun") für die ordnungsgemäße Anwendung und Freisetzung von Vakuum.
  2. Führen Sie die Spitze der Nadel in das subkutane Fettgewebe innerhalb der gereinigt und betäubt rautenförmigen Fläche (Abbildung 3a).
  3. Komplett zurückziehen den Kolben der Spritze mit der Nadel in das subkutane Gewebe eingefügt werden, um Vakuum (Abbildung 3b) zu generieren.
  4. Pflegen Sie die Vakuum-und Handlungsspielraum der Nadel hin und her in verschiedene Richtungen in das subkutane Fettgewebe (Abbildung 3c durch 3i). Jeder Strich muss so lange wie möglich mit der Länge der Nadel, ohne dass die Nadel aus der Haut kommen ausgewählt. Maximale Abtastrate wird durch die Richtung ändern mit jedem Schlag (Abb. 3i) erreicht. Es ist wichtig, um die Richtung der Nadel tangential zur Serosa und parallel zur Hautoberfläche zu vermeiden Punktion der Bauchhöhle zu halten.
  5. Die fibroadipose Gewebe sammelt sich in der Spritze. Sobald genügend fibroadipose Gewebestücke (bis zu 1 mL der Fragmente reiche Blut vermischt Probe) abgerufen werden, das Vakuum vollständig und entfernen Sie die Nadel (Abb. 3k).
  6. Lassen Sie den Patienten oder die Assistentin festen Druck auf den Bereich der Verfahrens mit einem Pad aus Gaze zu Blutaustritt zu verhindern.

2. Verarbeitung von Proben

  1. Legen Sie mindestens 5-6 Fragmente fibroadipose Gewebe in Glutaraldehyd-Lösung für die Elektronenmikroskopie (Abbildung 4B).
  2. Abhängig von der institutionellen Protokoll, kann ein paar Abstrichen der fibroadipose Gewebestücke durch Verteilung zwischen zwei Folien (Abbildung 4A) hergestellt werden.
  3. Das verbleibende Material wird zur Gerinnung in der Spritze (dies kann 5-7 Minuten dauern, je nach der Gerinnungszeit) (Abbildung 4C) erlaubt.
  4. Saugen Sie 10% Formalin in die Spritze so, dass die geronnene fibroadipose Gewebematerial aus der Wand der Spritze und frei schwebende (Abb. 4C2) wird verdrängt. Entfernen Sie den Kolben aus der Spritze (Abb. 4C3) und übertragen Sie die geronnene fibroadipose Gewebe in der 10%-Formalin-Container aus dem offenen Ende der Spritze gegenüber der Düse Ende (Abb. 4C4).
  5. Beschriften Sie die Behälter entsprechend und senden Sie das Glutaraldehyd für Elektronenmikroskopie und der Formalin für H & E Bereich und Kongorot-Färbung für die Auswertung unter Polarisationsmikroskopie. Wenn Abstrichen bereit sind, können sie nach dem Protokoll der einzelnen Labor verarbeitet werden.

Abbildung 1
Abbildung 1. Bereich zu sein für FNAB der vorderen Fettpolster betäubt.

Abbildung 2
Abbildung 2. Betäubung der Umgebung.

Abbildung 3
Abbildung 3. Performing FNAB der vorderen Fettpolster.

Abbildung 4
Abbildung 4. Die Verarbeitung des vorderen Fettpolster absaugen zu Labor zum Nachweis von Amyloid-Ablagerungen eingereicht werden.

3. Repräsentative Ergebnisse

Abbildung 5
Abbildung 5. Amyloid in der Wand der kleinen Blutgefäße in fibroadipose Gewebefragmente. Fibroadipose Gewebe wurde in Formalin verarbeitet, Paraffin eingebettet, gefärbt mit Kongorot, und untersucht durch polarisierende Lichtmikroskopie. Amyloid in der Wand der kleinen Blutgefäße zeigt, Apfelgrün Doppelbrechung (weißer Pfeil).

Abbildung 6
Abbildung 6. Tissue fehlt Amyloidose. Die Apfelgrün Doppelbrechung ist in Geweben von einem anderen Patienten fehlen, ohne Amyloidose. Blau Doppelbrechung (weißer Pfeil) von Kollagenfasern, sind in der Regel in fast allen Proben anwesend.

Abbildung 7
Abbildung 7. Fibrillen im Einklang mit Amyloid in der Gefäßwand. Elektronenmikroskopische Aufnahme von geraden, nicht verzweigt, 8-10 nm Durchmesser Fibrillen durch Amyloid in der Gefäßwand gebildet zufällig verstreut.

Discussion

Die Diagnose der Amyloidose ist in der Regel mit einer Gewebeprobe des betroffenen Organe wie Niere, Leber und / oder des Herzens erreicht. Dieser Ansatz hat eine hohe diagnostische Ausbeute ist jedoch invasiv und kann mit Komplikationen wie Blutungen 2 zugeordnet werden. Rectal, Zahnfleisch und Knochenmark Biopsien wurden für die Diagnose als relativ weniger invasive Ansatz in den 1960er Jahren 6,7,8 bevorzugt. Abdominal Fettpolster Aspiration wurde 1973 als eine sichere, minimal-invasive, einfach und weniger teures Verfahren für das Tissue Diagnose einer systemischen Amyloidose 1 angegeben. Allerdings ist die Einzelheiten des Verfahrens und den Ansatz für die Verarbeitung der abgerufenen Probe nicht zusammenhängend berichtet. Das Video und die Artikel beschreiben das Verfahren Schritt für Schritt.

Der Ansatz zum Nachweis von Amyloid in Fettpolster Aspiration, ähnlich, ist auch nicht gut standardisiert mit ein paar Studien zum Vergleich und Bewertung verschiedener Ansätze 1,5,6,7,8. Evaluation der vorderen Fettpolster saugt mit Kongorotfärbung weniger empfindlich ist mit niedrigeren Interobserver Reproduzierbarkeit vor allem in frühen Fällen der Amyloidose mit wenig Amyloid-Ablagerungen 5. Immunhistochemie durchgeführt am Formalin-fixierten Paraffin eingebetteten Zellenblock Abschnitte und Kongo rote Fluoreszenz auf zytologische Abstriche durchgeführt wurde berichtet, dass die diagnostische Sensitivität 9,10 zu verbessern. Elektronenmikroskopie verbessert die Detektion und Identifizierung von wenig Amyloid-Fibrillen in kleinen Gefäßwände in den fibroadipose Gewebe in Fettpolster saugt 4, 5. Basierend auf diesen Informationen, beschreibt dieser Artikel die Verarbeitung der Probe zu Zelle blockiert (für die Auswertung von Kongorot gefärbte Zelle blockieren Abschnitten unter Polarisationsmikroskop für diagnostische Apfelgrün Doppelbrechung und auch für die Immunhistochemie wie angegeben) und für die Elektronenmikroskopie vorbereitet. Allerdings, je nach Ansatz für die Auswertung der Probe für Amyloid gewählt, kann es zu zytologischen Abstrich Vorbereitung, Zellenblock Vorbereitung und Verarbeitung für die Elektronenmikroskopie unterworfen werden. Einige Labors die Tests auf die Flecken aus der angesaugten fibroadipose Gewebestücke präpariert und gefärbt mit Kongorot, um die Fluoreszenz 10 Studie.

Generell in einem späten Amyloidose, kann die Lichtmikroskopie mit Kongorot Polarisationsmikroskopie ausreichend sein, jedoch in frühen Stadien der Erkrankung Kongorotfärbung mit Polarisationsmikroskopie auf Zellenblock Abschnitte ist weniger empfindlich und zuverlässig für Fettpolster saugt 4,5,11 . Andere Spezialfärbungen einschließlich Thioflavin T kann mit ähnlichen Einschränkungen verwendet werden. Andere Ansätze zur Amyloid erkennen auch eine Auswertung der absaugen Abstriche für Amyloid mit Kongorot polarisierenden Mikroskopie und Fluoreszenz-10. In unserer Erfahrung dieser Methode ist weniger reproduzierbar. Evaluation der Blutgefäße in Fettpolster für Amyloid durch Elektronenmikroskopie überwindet diese Einschränkungen 4,11. Die weitere Charakterisierung von Amyloid durch Immunelektronenmikroskopie 12 sind gemeldet, aber diese Methoden nicht zur Verfügung stehen häufig in einem nicht-tertiären Versorgungszentren Einstellung.

Nadeln für die Durchführung von Aspiration Verfahren verwendet werden, können nach ihrer Lehre Größen in feine (21-25G), mittlere (18-20G) und große (z. B.-14G) 11 eingestuft werden. Anterior Fettpolster Bestrebungen wurde berichtet, dass durch die Verwendung variabler Lehren von mittleren (18 bis 20G), feine (21 bis 22G) 2,10 durchgeführt werden. Die meisten der Masse Läsionen sind mit feiner Gauge-Nadeln (wie z. B. 25G) angesaugt, um gute zytologische Abstriche zusammen mit weiteren Durchgänge mit breiter Nadel (zB 18G), um zusätzliche Probe für Zellblöcke abrufen zu erhalten.

Während vordere Fettpolster Aspiration, wird der Zusammenhalt fibroadipose Gewebe nicht gut absaugen mit feiner Nadeln. Cell Block Vorbereitung und Elektronenmikroskopie zur Auswertung von kleinen Gefäßwände in fibroadipose Gewebestücke in das Fett saugt wichtig. Wider Gauge-Nadeln (z. B. 18G) wird empfohlen, diagnostische angemessene materielle 2,10 ergeben. Da das Verfahren ist vergleichbar mit dem konventionellen FNAB ist Fettpolster Anspruch, als FNAB bezeichnet, obwohl breiter Gauge-Nadeln für die Durchführung it 5 verwendet werden.

Disclosures

Keine Interessenkonflikte.

Acknowledgements

Wir danken Frau Bonnie Phetteplace, RN für die Unterstützung während der Video-Graphik der FNAB Verfahren Demonstration.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alcohol swabs
gauze pads
marking pen
10 mL syringes x2
1% lidocaine local anesthetic- If lidocaine is used alone, it causes an initial burning sensation after instillation. This can be prevented by using a 1:1 mixture of 1% lidocaine and 1% sodium-bi-carbonate
18 gauge(G) 1 ½ inch needles x2 (for performing FNAB)
25G 1 ½ inch needle for injecting local anesthetic
FNA syringe holder ("gun")
bandage
vial of glutaraldehyde for electron microscopy
biopsy container of 10% formalin

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References

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