IRMf simultanées et l'électrophysiologie dans le cerveau de rongeurs

Neuroscience

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Summary

Nous avons développé une méthode pour l'imagerie simultanée par résonance magnétique fonctionnelle et l'enregistrement électrophysiologique dans le cerveau de rongeurs, en fournissant une plateforme pour l'étude de la relation entre l'activité neuronale et le niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) du signal IRM.

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Pan, W., Thompson, G., Magnuson, M., Majeed, W., Jaeger, D., Keilholz, S. Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain. J. Vis. Exp. (42), e1901, doi:10.3791/1901 (2010).

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Abstract

Afin d'examiner les bases neurales du niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) imagerie par résonance magnétique (IRM) du signal, nous avons développé un modèle de rongeur dans laquelle données d'IRM fonctionnelle et

Protocol

1. Il s'agit d'une chirurgie non-survie. La première étape est l'implantation des électrodes. Dans cet exemple, les électrodes seront implantées dans les régions du cortex somatosensoriel patte primaires des deux hémisphères.

  1. Anesthésier le rat (mâle chez les rats SD, 200-300 g) avec 2% d'isoflurane et fixer en place d'un système stéréotaxique chirurgicale. Avant de commencer la chirurgie, s'assurer que l'animal est bien anesthésié et ne présente pas de réponse à un pincement de l'orteil. Enlever les poils avant l'ouverture du cuir chevelu. Séparez les muscles et autres tissus au-dessus du crâne et de bloquer tout saignement sur la surface de l'os en utilisant un cauterizer.
  2. Préparer une jetée sur la surface du crâne (à proximité de la ligne médiane antérieure en forme de V de jonction) comme un point de fixation pour l'arbre de l'électrode implantée, en utilisant du ciment dentaire. Réglage d'un ensemble de nylon petite vis dans l'os avant d'appliquer le ciment dentaire peut augmenter la stabilité. La taille de la jetée en forme avec du ciment devrait être d'environ 5 mm de haut et de 3 x 5 mm 2 de surface à la base (voir figure 1).
  3. Utiliser une perceuse électrique fines pointes, ouvrir avec précaution le crâne et exposer la durée au cours de la représentation des pattes de devant dans le cortex somatosensoriel primaire de chaque hémisphère. Le diamètre de chaque trou doit être d'environ 1 mm, positionné à 1 mm en avant de 4 mm et latéral de bregma. Sous un microscope, couper une petite ouverture dans la durée en utilisant une aiguille de seringue, en veillant à éviter tout dommage navire.
  4. Avant d'insérer chaque électrode, assurez-vous qu'aucun saignement ou suintement est présent près des incisions. Les microélectrodes de verre doit être préparée avant la chirurgie, avec environ 3 ~ 4 cm de longueur d'arbre et l'impédance de 1 ~ 5 MW. Remplir le capillaire de l'électrode avec le LCR artificiel (ACSF) et insérez chaque électrode oblique (~ 45 °, d'arrière en avant) dans le cerveau ~ 0,4 mm de la durée a ouvert en utilisant le bras stéréotaxique. Avant de fixer en place, vérifiez le signal électrique. Une extrémité d'un fil argent chloruré devrait être plongé dans l'ACSF et l'autre extrémité reliée à l'entrée mène à l'amplificateur. Un fil d'argent, attaché sous-cutanée à l'arrière de la peau ouverte, sert d'électrode de référence.
  5. Avant de fixation de l'électrode, vérifiez la zone chirurgicale et assurez-vous qu'aucun saignement ou suintement se produit, et ensuite appliquer le dentifrice pour remplacer la peau enlevée et les muscles sur le crâne. L'utilisation du dentifrice améliore la qualité de l'image IRM en réduisant l'inadéquation susceptibilité à l'interface crâne / air. Fixez l'arbre électrode à l'embarcadère préparés avec du ciment dentaire (voir Figure 1).
  6. Après les cures de ciment dentaire, le transfert de l'animal au berceau IRM et fixer en place. Surveiller l'état physiologique du rat s pour le reste de l'étude, y compris la température du corps, rythme respiratoire, la SpO 2 et la fréquence cardiaque.
  7. Position d'une bobine de surface (émission / réception) sur la tête, avec les électrodes en saillie à partir du centre de la bobine. Un autre en forme d'arche à couverture rigide qui se trouve au sommet de la station d'accueil sert de support pour la fixation de l'électrode conduit afin d'éviter le mouvement causé par la respiration des animaux. Le conduit utilisé pour l'imagerie et d'enregistrer simultanément s'étendre à ~ 5 m (l'amplificateur est situé juste en dehors de la salle de l'aimant) et sont recouverts de plastique conductrice qui sert de bouclier passif.
  8. L'anesthésie peut être commutée de l'isoflurane à la médétomidine pour réduire la suppression de l'activité neuronale, si désiré. Examinez le signal électrique une dernière fois avant de transférer l'animal dans l'aimant. Dans nos études, les paramètres d'enregistrement ont été comme suit: 1000 x amplifié, 0.1Hz ~ 5 K Hz passe-bande-filtré, 60 Hz cran-filtré, 12 kHz pour la conversion analogique-numérique.

2. À ce stade, l'animal est inséré dans le scanner IRM pour l'imagerie simultanée et d'enregistrement. Les animaux sont anesthésiés pendant toute la procédure d'imagerie.

  1. A 9,4 T petits animaux système IRM (Bruker, Allemagne) a été utilisé dans nos études. Avant l'enregistrement, les paramètres d'imagerie doit être établie. Une image en trois plane scout est utilisé pour la position de l'IRMf. Pour améliorer l'homogénéité du champ magnétique, le volume d'intérêt est calée à l'aide FASTMAP 1. Pour les études d'IRMf, une tranche d'imagerie coronaire a été sélectionné, qui comprenait bilatéraux patte aires somatosensorielles primaires, dans lequel les électrodes ont été implantées. Les paramètres du PEV ont été imagerie FOV, 1,92 x 1,92 cm 2; taille de la matrice, 64 x 64; dans le plan résolution, 0,3 x 0,3 mm 2; épaisseur des tranches de 2 mm; TR / TE, 500/15 ms.
  2. Après l'installation d'imagerie est terminée, l'enregistrement simultané et l'IRMf peut commencer. La figure 2 montre une image représentative du PEV et des enregistrements bruts pendant l'imagerie. La commutation rapide des gradients de cours d'acquisition d'image dans les résultats des enregistrements saturés, qui persistent pendant seulement une petite partie de chaque cycle (22/500 ms). Après l'acquisition d'images, le signal électrique RETURns à base d'une forme de non-saturés oscillation (voir Figure 3). IRMf combinée et l'enregistrement peut être effectué pendant l'état de repos (comme démontré dans cette étude) ou pendant la stimulation. Pour les études de relance, les paramètres d'imagerie sont les mêmes que pour l'étude de l'état de repos, avec une stimulation électrique de la patte avant fourni avec 9 Hz, 1 ~ 4 mA. Le rat est euthanasié après la numérisation finale.

3. Après l'imagerie simultanée et d'enregistrement, les données doivent être pré-traitées avant l'analyse finale.

  1. Nous commençons avec la suppression des artefacts de gradient à partir des enregistrements électrophysiologiques (voir figure 3).
    1. La structure du bruit à cause du balayage peut être extraite en faisant la moyenne toutes les 500 ms ~ (TR) sections, dont chacune correspond à l'intervalle entre deux images consécutives IRMf.
    2. Soustraire la structure moyenne du bruit à partir des enregistrements originaux. Cette méthode ne corrige que les segments d'enregistrement insaturés.
    3. Chaque segment saturé correspondant à l'alternance du gradient lors de l'acquisition d'image est remplacée par une ligne qui passe entre le point de temps avant et le point de temps après gradient induit par la saturation.
  2. Les enregistrements débruitée des potentiels de champ locaux (LFPs) sont ensuite convertis aux cours du temps le pouvoir, qui aura la même résolution temporelle que le cours du temps IRMf. La puissance moyenne dans un bac de 2 secondes est utilisé pour le calcul des fréquences les plus basses (bande delta, 1 ~ 4 Hz), avec un bac 1 seconde pour la bande thêta (4 ~ 8 Hz) des fréquences, et un bac de ~ 0,5 s entre voisins signaux saturés pour des fréquences plus élevées (> 8 Hz, alpha à des bandes gamma). La fenêtre coulissante pour toutes les bandes de fréquences a été déplacée par incréments de 0,5 s, correspondant au TR des données IRMf.
  3. Pour les données d'image, le prétraitement IRMf standard est effectuée, y compris la correction mouvement de la tête, lissage de l'image avec 0,5 mm FWHM, et la suppression de dérive linéaire.
  4. L'analyse de corrélation croisée est réalisée entre les cours LFP le temps la puissance et le cours du temps de chaque voxel de données d'imagerie. Décalages de temps variables permettre l'examen de la corrélation dépendant du temps (voir Figure 4).

Les résultats représentatifs:

À titre d'exemple, cette technique peut être utilisée pour étudier la relation entre l'activité neuronale spontanée et les fluctuations BOLD. La figure 4 montre la corrélation entre la puissance des cartes LFP et le signal BOLD au temps écoulé entre -2,5 et 9,5 s d'un rat. Les fluctuations basses fréquences BOLD (<0,1 Hz) dans les zones corticales près de la pointe de l'électrode sont corrélés avec les changements de puissance LFP (<0,1 Hz) à un délai de 2 ~ 6 s.

Figure 1
Figure 1. Schéma de configuration de l'implantation d'électrodes et de la région d'imagerie avec une bobine de surface.

Figure 2
Figure 2. Un représentant coronale PEV image, y compris les extrémités des électrodes, est montré dans le panneau de gauche. Le panneau de droite montre premières enregistrements électrophysiologiques avant et pendant l'imagerie.

Figure 3
Figure 3. En zoomant sur ​​un cycle de balayage, il peut être vu que l'artefact (en vert) lors de l'imagerie peuvent être retirés à partir d'enregistrements originaux (bleu). Les cours du temps débruitée (rouge) ont été utilisés pour une analyse ultérieure.

Figure 4
Figure 4. Cartes coronale (à partir d'un rat typique) de la corrélation entre la puissance de l'activité spontanée bande delta d'une électrode et le signal de repos à l'état gras au décalages de -2,5 à 9,5 s. Maximum de corrélation est observée dans SI bilatérale à environ 4 ~ 5 s chez le rat anesthésié isoflurane. Couleur barre représente Pearson r.

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Discussion

Les deux enregistrements électrophysiologiques et IRMf BOLD sont séparément bien développé des techniques. Toutefois, l'enregistrement simultané et l'imagerie est difficile en raison de l'interférence mutuelle 2 des deux modalités. Ici nous fournissons une solution possible pour des expériences combinées dans le rongeur. La méthode modifiée de l'implantation d'électrodes minimise l'influence sur la qualité de l'image, et la suppression des artefacts pour les enregistrements électriques est nécessaire d'enlever le bruit induit par l'acquisition d'images. D'imagerie et d'enregistrer simultanément chez le rongeur va offrir une plateforme puissante pour complément d'enquête sur le couplage entre l'activité neuronale spontanée et le signal BOLD, en plus d'autres applications en neurosciences qui tirent parti des points forts combinés de l'électrophysiologie et d'imagerie cérébrale fonctionnelle 3.

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Acknowledgements

Le travail a été soutenu par le NIH une R21NS057718-01.

References

  1. Gruetter, R. Automatic, localized in vivo adjustment of all first- and second-order shim coils. Magn Reson Med. 29, (6), 804-804 (1993).
  2. Logothetis, N. K., Pauls, J., Augath, M. Neurophysiological investigation of the basis of the fMRI signal. Nature. 412, (6843), 150-150 (2001).
  3. Nir, Y., Fisch, L., Mukamel, R. Coupling between neuronal firing rate, gamma LFP, and BOLD fMRI is related to interneuronal correlations. Curr Biol. 17, (15), 1275-1275 (2007).

Comments

2 Comments

  1. Thank you for this video. I'm wondering about the details of the amplifier. Which amplifier is used and what is the input impedance of the amplifier? Are there any other important considerations about the amplifier?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 11, 2018 - 12:03 PM
  2. A-M system model 1700, spec can be found in https://www.a-msystems.com/p-202-model-1700-differential-ac-amplifier.aspx
    We also prefer using model 3000 instead, for full band recording from DC.

    Reply
    Posted by: Wen-Ju P.
    April 11, 2018 - 3:34 PM

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