Redémarrez direct d'une fourche de réplication bloquée par une polymérase ARN Head-On

Published 4/29/2010
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Biology
 

Summary

Le sort de la réplisome suite d'une collision avec une tête sur l'ARN polymérase (ARNP) est inconnu. Nous constatons que les étals réplisome lors d'une collision avec un ARNP de front, mais reprend allongement après déplacement de la ARNP partir de l'ADN. Mfd favorise redémarrer la réplication en facilitant le déplacement de la ARNP après la collision.

Cite this Article

Copy Citation

Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. Direct Restart of a Replication Fork Stalled by a Head-On RNA Polymerase. J. Vis. Exp. (38), e1919, doi:10.3791/1919 (2010).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Des études in vivo suggèrent que fourches de réplication sont arrêtées en raison de rencontres avec la tête sur les complexes de transcription. Pourtant, le sort de la réplisome et l'ARN polymérase (ARNP) suite à une collision frontale est inconnue. Ici, nous constatons que la E. coli stands réplisome lors d'une collision avec une tête sur le complexe de transcription-, mais au lieu de s'effondrer, la fourche de réplication reste très stable et reprend finalement allongement après déplacement de la ARNP partir de l'ADN. Nous constatons aussi que le facteur de couplage transcription-réparation, MFD, favorise redémarrer directe de la fourche après la collision, en facilitant le déplacement de la ARNP. Ces résultats démontrent la stabilité intrinsèque de l'appareil de réplication et un nouveau rôle pour la voie de réparation transcription-réplication couplée à la promotion d'un bloc ARNP dernières.

Protocol

Cette méthode a été utilisée dans la recherche présentée dans Pomerantz et O'Donnell, Science 327, 590-592 (2010) .

1. Assemblée d'un complexe d'élongation a été stoppé ARNP effectuée comme suit:

500 nM de concentration finale de E. ARNP coli σ 70 ans, il a été mélangé avec une concentration de 5 nM final d'une matrice d'ADN biotinylé 3,6 kb contenant le promoteur T7A1 dans 100 ul de tampon A (20 mM Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM de MgCl2, 0,5 mM EDTA, 5 mM DTT, 10% glycérol) pendant 10 min à 37 ° C. 100 uM de l'APU et 40 uM de chacun de GTP, ATP, et CTP ont été ajoutés pour encore 10 min à 37 ° C.

2. Immobilisation du complexe d'élongation ARNP stoppé sur des billes de streptavidine a été effectuée comme suit:

200 ul de streptavidine billes magnétiques revêtues (Invitrogen) ont été ajoutés à la réaction ci-dessus pendant 10 min à température ambiante.

3. Purification du complexe immobilisé ARNP stoppé l'élongation a été effectuée comme suit:

Les perles (en haut) ont été lavées 5 fois avec 0,9 ml de tampon A contenant 0,75 M de NaCl, 200 ug / ml d'héparine, et 20 pg / ml ADNss (Le surnageant a été éliminé après chaque étape de lavage par séparation magnétique.) Ensuite, le billes ont été lavées deux fois avec 0,9 ml de tampon A.

4. Formation d'une fourche de réplication en aval par rapport à la tête sur ARNP a été effectuée comme suit:

Les perles (en haut) ont été remises en suspension dans 100 ul de tampon de la Nouvelle Angleterre Biolabs 4 et 10 unités de Sap I (New England Biolabs) a été ajouté pendant 10 min à 37 ° C. Les billes ont été lavées trois fois avec 0,9 ml de tampon A puis remis en suspension dans 50 pl de tampon de ligation réaction rapide T4 (New England Biolabs). 2 pi de ligase T4 rapide (New England Biolabs) a été ajouté avec 6 concentrations nM finale de pré-recuit ADN fourchue (RP10, RP22, RP25) pendant 10 min à température ambiante. Les billes ont été lavées trois fois avec 0,9 ml de tampon A.

5. Assemblée de l'réplisome et l'initiation de la synthèse des brins de premier plan à la fourche de réplication a été effectuée comme suit:

448 pmol de DnaB (comme hexamère) a été incubée avec les 150 perles ul de tampon A (20 mM de glycérol Tris-Cl (pH 7,5), 8 mM de MgCl2, 0,5 mM EDTA, 5 mM DTT, 10%) pendant 30 s à 23 ° C. 4.9 pmol de Pol III * (Pol III, il minus β), 15 pmol de β, ATP 2 mM, et 60 uM chacun de dGTP et dATP ont été ajoutés à un volume de 200 ul et incubée encore 5 min à 37 ° C. La réplication a été lancé lors de l'ajout de 10 mg et SSB 24 uM de chacun de dATP et dTTP avec [α-32 P] dTTP et [α-32 P] dCTP (activité spécifique, 3000-5000 cpm / pmol) pour un volume final de 250 ul. Réactions ont été interrompues au bout de 10 min après addition de 12 ul d'EDTA 500 mM.

6. Purification et la concentration de la radio-labellisés ADN a été effectuée comme suit:

Les perles (en haut) ont été cuits après la réaction a été arrêtée afin d'éliminer l'ADN à partir des perles. Toute l'ADN résiduel restant attaché à billes a été éliminé en traitant les perles avec la protéinase K dans un volume de 10 ul pendant 30 min à 50 ° C. Les billes sont ensuite bouillies et le surnageant a été enlevé par séparation magnétique. Le surnageant contenant l'ADN combinée a été purifié en utilisant le kit Qiagen PCR Cleanup. Purifié radiomarqué produits d'ADN ont ensuite été analysés dans un gel d'agarose alcalines.

Réplication * en l'absence d'une tête sur ARNP stoppé complexe d'élongation a été effectuée comme ci-dessus, cependant, σ 70 a été omise.

Les résultats représentatifs:

Collision de l'réplisome avec une tête sur ARNP se traduit généralement par deux produits de 2,5 kb et 3,6 kb de longueur. Le produit de 2,5 kb représente la longueur de l'ADN de la fourche à la ARNP stoppé et les résultats de réplisome décrochage lors d'une collision avec le ARNP. Le produit 3,6 kb représentent pleine longueur de l'ADN et les résultats de l'occupation soit incomplète du promoteur par ARNP ou partielle réplisome lecture par le biais de l'ARNP front. Un bon résultat ou précis démontre qu'environ 50% de la pleine-longueur de l'ADN est produit. Toutefois, dans certains cas, moins d'occupation du promoteur par ARNP se produit et un pourcentage plus élevé de toute la longueur ADN est observée depuis une plus grande population de replisomes ne rencontrent pas une ARNP front. Réplication en l'absence d'un résultat ARNP stoppé en seulement plein longueur de l'ADN (3,6 kb).

Figure 1
Figure. 1 Le réplisome est entravée par un ARNP front.
(A) Montage expérimental. Un E. Coli ARNP complexe d'élongation arrêté a été assemblé sur un ADN biotinylé contenant le promoteur T7A1 comme décrit précédemment (9). Brièvement, un complexe d'élongation arrêté a été formé 20 bps aval du promoteur en incubant holoenzyme ARNP avec l'ADN biotinylé pendant 10 min suivi par l'ajout d'Apu, le GTP, ATP, CTP et pendant encore 10 min. Billes de streptavidine ont été ajoutés pour encore 10 min puis les billes ont été lavées cinq fois chacune avec 0,9 ml de tampon contenant 0,75 M de NaCl, 200 mg / ml d'héparine, et 100 nM seul brin d'ADN pour retirer instables ARNP complexes ADN-et PNT excès . L'ADN a ensuite été digéré avec Sapi, lavées, et ligué à un ADN pré-recuit fourchue. Les billes ont été lavées à nouveau avant l'assemblage du réplisome. Le promoteur est situé à 2,5 kb de la fourche et est orientée à la transcription directe vers la fourche (B). DnaB a été ajouté puis le réplisome a été assemblé et la réplication a été initié, soit en présence (piste 2) ou l'absence (piste 1) d'un front ARNP.

Disclosures

Le lavage du complexe d'élongation stoppé lié aux billes avec du sel élevée est essentielle afin de supprimer tout instable ou non spécifiquement molécules ARNP lié. ARNP a une affinité extrêmement élevée pour amorce-matrice des structures d'ADN de type. Ainsi, il est nécessaire d'éliminer ces non-spécifiques ARNP complexes ADN-afin d'effectuer la réplication de l'amorce-matrice. La concentration des radio-marqués produits de l'ADN en utilisant le kit de purification de PCR Qiagen est également essentiel afin d'obtenir un signal assez haute radioactives qui peuvent être observées dans le gel.

Acknowledgements

Nous sommes particulièrement reconnaissants à Seth Darst pour fournir des protéines ARNP et MFD et vecteurs d'expression. Nous sommes également à remercier Sergueï Borukhov pour fournir Greb et Dan Zhang pour le soutien technique. Ce travail a été soutenu par une subvention des National Institutes of Health (MOD) et par une Marie-Josée et Henry Kravis Fellowship à l'Université Rockefeller (RTP).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dynabeads M-270 Invitrogen 653.05
SapI New England Biolabs R0569S
T4 Quick Ligase New England Biolabs M2200S
PCR Purification Kit Qiagen 28104

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rudolph, C. J., Dhillon, P., Moore, T., Lloyd, R. G. Avoiding and resolving conflicts between DNA replication and transcription. DNA Repair (Amst). 6, 981-98 (2007).
  2. Vilette, D., Ehrlich, S. D., Michel, B. Transcription-induced deletions in plasmid vectors: M13 DNA replication as a source of instability. Mol Gen Genet. 252, 398-398 (1996).
  3. Trautinger, B. W., Jaktaji, R. P., Rusakova, E., Lloyd, R. G. RNA polymerase modulators and DNA repair activities resolve conflicts between DNA replication and transcription. Mol Cell. 19, 247-247 (2005).
  4. McGlynn, P., Lloyd, R. G. Modulation of RNA Polymerase by (p)ppGpp Reveals a RecG-Dependent Mechanism for Replication Fork Progression. Cell. 101, 35-35 (2000).
  5. McGlynn, P., Guy, C. P. Replication forks blocked by protein-DNA complexes have limited stability in vitro. J Mol Biol. 381, 249-249 (2008).
  6. Labib, K., Hodgson, B. Replication fork barriers: pausing for a break or stalling for time. EMBO Rep. 8, 346-346 (2007).
  7. Bidnenko, V., Ehrlich, S. D., Michel, B. Replication fork collapse at replication terminator sequences. Embo J. 21, 3898-3898 (2002).
  8. Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. Replisome mechanics: insights into a twin DNA polymerase machine. Trends Microbiol. 15, 156-156 (2007).
  9. Pomerantz, R. T., O'Donnell, M. The replisome uses mRNA as a primer after colliding with RNA polymerase. Nature. 456, 762-762 (2008).
  10. Heller, R. C., Marians, K. J. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Nature. 439, 557-557 (2006).
  11. Yuzhakov, A., Turner, J., O'Donnell, M. Replication fork reactivation downstream of a blocked nascent leading strand. Cell. 86, 557-557 (1996).
  12. Hinkle, D. C., Ring, J., Chamberlin, M. J. Replisome assembly reveals the basis for asymmetric function in leading and lagging strand replication. J Mol Biol. 70, 197-197 (1972).
  13. Kaplan, D. L., O'Donnell, M. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. V. T7 RNA chain initiation by enzyme-DNA complexes. Mol Cell. 15, 453-453 (2004).
  14. Park, J. S., Marr, M. T., Roberts, J. W. Twin DNA pumps of a hexameric helicase provide power to simultaneously melt two duplexes. Cell. 109, 757-757 (2002).
  15. Hanawalt, P. C., Spivak, G. E. coli Transcription repair coupling factor (Mfd protein) rescues arrested complexes by promoting forward translocation. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 958-958 (2008).
  16. Hanawalt, P. C. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Science. 266, 1957-1957 (1994).
  17. Selby, C. P., Sancar, A. Transcription-coupled repair and human disease. J Biol Chem. 270, 4882-4882 (1995).
  18. Liu, B., Alberts, B. M. Structure and function of transcription-repair coupling factor. I. Structural domains and binding properties. Head-on collision between a DNA replication apparatus and RNA polymerase transcription complex. Science. 267, 1131-1131 (1995).
  19. George, D. L., Witkin, E. M. Slow excision repair in an mfd mutant of Escherichia coli B/r. Mol Gen Genet. 133, 283-283 (1974).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats