Determinación de la acidez en fase gaseosa de oligopéptidos

1Department of Chemistry, University of the Pacific
Published 6/24/2013
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Chemistry

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Summary

Se describe la determinación de la acidez de la fase de gas de oligopéptidos que contienen cisteína. Los experimentos se realizaron con un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo. La acidez relativa de los péptidos se miden utilizando experimentos de disociación inducida por colisión, y la acidez cuantitativas se determinaron utilizando los cocineros extendidas método cinético.

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Ren, J., Sawhney, A., Tian, Y., Padda, B., Batoon, P. Determination of the Gas-phase Acidities of Oligopeptides. J. Vis. Exp. (76), e4348, doi:10.3791/4348 (2013).

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Abstract

Los residuos de aminoácidos situados en diferentes posiciones en las proteínas plegadas a menudo exhiben diferentes grados de acidez. Por ejemplo, un residuo de cisteína localizado en o cerca del extremo N-terminal de una hélice es a menudo más ácidos que los que en o cerca del extremo C-terminal 1-6. Aunque extensos estudios experimentales sobre las propiedades ácido-base de péptidos se han llevado a cabo en la fase condensada, en particular en soluciones acuosas 6-8, los resultados son a menudo complicados por los efectos del disolvente 7. De hecho, la mayoría de los sitios activos en las proteínas se encuentran cerca de la región interior, donde los efectos del disolvente se han minimizado 9,10. A fin de comprender las propiedades ácido-base intrínsecas de péptidos y proteínas, es importante para llevar a cabo los estudios en un entorno libre de disolvente.

Se presenta un método para medir la acidez de oligopéptidos en la fase de gas. Utilizamos una cisteína que contiene oligopéptido, Ala 3 CysNH 3 CH), como el compuesto modelo. Las mediciones se basan en el método bien establecido cocineros extendida cinética (Figura 1) 11-16. Los experimentos se llevaron a cabo utilizando un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo-interconectado con una ionización por electrospray (ESI) fuente de iones (Figura 2). Para cada muestra de péptido, varios ácidos de referencia se seleccionan. Los ácidos de referencia son compuestos orgánicos estructuralmente similares conocidos con acidez de fase de gas. Una solución de la mezcla del péptido y un ácido de referencia se introduce en el espectrómetro de masas, y se forma una fase de gas de protones enlazado grupo aniónico de ácido péptido-referencia. El cúmulo de protones unido se masa aislados y fragmentados posteriormente a través de experimentos de disociación inducida por colisión (CID). Las abundancias de iones de fragmentos resultantes se analizaron mediante una relación entre la acidez y el grupo de iones de disociación cinética. La acidez de la fase gaseosa del péptido es entonces obteNed por regresión lineal de las parcelas termo-cinéticas 17,18.

El método se puede aplicar a una variedad de sistemas moleculares, incluyendo compuestos orgánicos, aminoácidos y sus derivados, oligonucleótidos y oligopéptidos. Al comparar la acidez de la fase gas medidos experimentalmente con los valores calculados para los diferentes confórmeros, se pueden evaluar los efectos conformacionales en la acidez.

Introduction

Los acidez de los residuos de aminoácidos están entre las propiedades más importantes termoquímicos que influyen en las estructuras, la reactividad, y los procesos de plegado de las proteínas que se desarrollan 9,19. Residuos de aminoácidos individuales a menudo muestran diferentes acideces eficaces en función de sus ubicaciones en las proteínas. En particular, los residuos localizados en los sitios activos exhiben a menudo perturbados significativamente acidez. Un ejemplo de ello es el residuo de cisteína que residen en los sitios activos de la tiorredoxina super-familia de enzimas 20,21. La cisteína del sitio activo es inusualmente ácida en comparación con los de las proteínas desplegadas 3-5. Se ha sugerido que la conformación helicoidal puede tener una importante contribución a la acidez inusual. Hay amplios estudios experimentales sobre las propiedades ácido-base de los péptidos realizadas en soluciones, sobre todo en soluciones acuosas 2,6-8. Los resultados a menudo se complica por los efectos del solvente7. De hecho, la mayoría de los sitios activos en las proteínas se encuentran cerca de la región interior, donde los efectos del disolvente se reducen al mínimo 9,10.

A fin de comprender las propiedades ácido-base intrínsecas de péptidos y proteínas, es importante para llevar a cabo los estudios en un entorno libre de disolvente. Aquí presentamos un método de espectrometría de masas basado en la determinación de la acidez de la fase de gas. Se conoce como el método de cinética cocineros extendida El enfoque. Este método se ha aplicado con éxito a una amplia gama de sistemas químicos para la determinación de diversas propiedades termoquímicas, tales como la acidez en fase gaseosa, la afinidad protónica, la afinidad con un ion de metal, la afinidad electrónica, y la energía de ionización 11-15, 22-26. Hemos aplicado este método para determinar la acidez de fase de gas de una serie de oligo-polialanina cisteína y cisteína-poliglicina péptidos 17,18,27. Estos estudios muestran que la cisteína N-terminal de PeptidES son significativamente más ácidos que los correspondientes C-terminales. Es probable que los altos acidez de la ex se deben a los efectos conformacionales helicoidales en el que el anión tiolato está fuertemente estabilizado por la interacción con la hélice macro-dipolo. Debido a la naturaleza no volátil y térmicamente lábiles de los péptidos, el método de cinética es el enfoque más práctico disponible en la actualidad para producir ácido-base termoquímicos cantidades razonablemente precisos de péptidos 28.

El esquema general y la ecuación asociada con el método de cinética se muestran en la Figura 1. La determinación de la acidez en fase gaseosa de un péptido (AH) comienza con la formación de una serie de aniones de racimo de protones enlazados, [A • H • Un i] ¯ (o [A ¯ • H + • Un i ¯] ¯), en la región de la fuente de iones del espectrómetro de masas, donde A y A i ¯ ¯ son las formas desprotonados del péptido ylos ácidos de referencia, respectivamente. Los ácidos de referencia son compuestos orgánicos con conocidos acidez de fase de gas. Los ácidos de referencia deben tener estructuras similares entre sí (pero no necesariamente similar a la del péptido). La similitud de las estructuras entre ácidos de referencia asegura la similitud de las entropías de desprotonación entre ellos. El cluster de protones enlazado aniones se seleccionan de masa y colisional activados y posteriormente disociarse utilizando experimentos de disociación inducida por colisión (CID) para producir los correspondientes aniones monoméricos, Un ¯ y A i ¯, con constantes de velocidad de k y k i, respectivamente, se muestra en la Figura 1a. Si fragmentaciones secundarios son insignificantes, la razón de abundancia de los iones de fragmentos CID, [A ¯] / [A i ¯], representa una medida aproximada de la relación de las constantes de velocidad, k / k i. Bajo el supuesto de que no hay marcha atrás activatbarreras de iones para ambos canales de disociación, el ión producto CID relaciones de ramificación, ln [A ·] / [A i ¯], se linealmente correlacionados con la acidez de la fase gaseosa del péptido (Δ ácido H) y las de los ácidos de referencia (Δ ácido H i), como se muestra en la Figura 1b. En esta ecuación, ácido Δ H promedio es la acidez media en fase gaseosa de los ácidos de referencia, Δ (Δ S) es el término de entropía (que puede ser asumido constante si los ácidos de referencia son estructuralmente similares entre sí), R es la constante universal de los gases, y T ef es la temperatura efectiva del sistema. La temperatura efectiva es un parámetro empírico que depende de varias variables experimentales, incluyendo la energía de colisión.

El valor de la acidez de la fase de gas se determina mediante la construcción de dos conjuntos de parcelas termo-cinéticas. El primer conjunto es obcontenida por el trazado de ln ([A ¯] / [A i ¯]) contra ácido Δ H i - ácido Δ H promedio, como se muestra en la Figura 4a. La regresión lineal dará lugar a un conjunto de líneas rectas con las pistas de X = 1 / RT ef e intercepta de Y = - [ácido Δ H - Δ ácido promedio H] / RT ef - Δ (Δ S) / R. El segundo conjunto de parcelas se obtiene mediante el trazado de las intersecciones resultantes (Y) desde el primer conjunto contra las pistas correspondientes (X), como se muestra en la Figura 4b. Regresión lineal produce una nueva línea con una pendiente de ácido Δ H - Δ H ácido promedio y una intercepción de Δ (Δ S) / R. El valor Δ de ácido H se obtiene entonces a partir de la pendiente y el término entropía, Δ (Δ S), se obtiene a partirla intersección.

Los experimentos se realizaron con un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo interfaz con una ionización por electrospray (ESI) fuente de iones. Un diagrama esquemático del espectrómetro de masas se muestra en la Figura 2. Los experimentos CID se llevan a cabo en masa seleccionar los aniones de racimo de protones enlazados con la primera unidad de cuadrupolo y permitiendo a someterse a colisiones con átomos de argón filtrados en la cámara de colisión que se mantiene a una presión de alrededor de 0,5 mTorr. Los iones de productos de disociación se analizaron en masa con la tercera unidad de cuadrupolo. Los espectros CID se registran a varias energías de colisión con la gama de m / z suficientemente amplia para cubrir todos los posibles fragmentos secundarios. Los CID intensidades de iones de productos se miden configurando el instrumento en el control de la reacción seleccionada (SRM) en el que el modo de exploración se centra en iones de productos seleccionados. Los experimentos CID se realizan en cuatro energías de colisión diferentes, correspondientes aenergías centro de masa (E cm) de 1.0, 1.5, 2.0 y 2.5 eV, respectivamente. La energía del centro-de-masa se ​​calcula utilizando la ecuación: E = E laboratorio cm [m / (M + m)], donde E es laboratorio de la energía de colisión en el marco del laboratorio, m es la masa de argón, y M es la masa del ion clúster de protones enlazado.

En este artículo, utilizamos el oligopéptido Ala 3 CysNH 2 (A 3 CH) como compuesto modelo. El extremo C-terminal está amidado y el grupo tiol (SH) del resto de cisteína será el sitio ácido. La selección de los ácidos de referencia adecuados es crucial para el éxito de la medición de la acidez de la fase de gas. Los ácidos de referencia ideales son estructuralmente similares (entre sí) compuestos orgánicos con valores de acidez en fase gaseosa bien establecidos. Los ácidos de referencia deben tener valores de acidez cercanas a la de los péptidos. Para el péptido A 3 CH, seis halogenado carboxılicoc ácidos son elegidos como los ácidos de referencia. Los ácidos de referencia seis son el ácido cloroacético (MCAH), ácido bromoacético (MBAH), ácido difluoroacético (DFAH), ácido dicloroacético (DCAH), ácido dibromoacético (DBAH) y trifluoroacético (TFAH). Dos de ellos, DFAH y MBAH, servirán para ilustrar el protocolo.

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Protocol

1. Preparación de las soluciones de muestra

  1. En primer lugar preparar las soluciones madre de péptido y los ácidos de referencia seis utilizando un disolvente mixto de metanol y agua en una relación en volumen 01:01. Las soluciones madre deben tener una concentración de aproximadamente 10 -3 M.
  2. Pesar 1 mg de la muestra péptido sólido, un 3 CH, en un tubo Eppendorf de 1,5 ml y añadir 1,0 ml de disolvente mixto de metanol y agua, y mezclar usando un vórtice.
  3. Pesar 1 mg de ácido difluoroacético (DFAH) y añadir 1,0 ml de la mezcla de disolventes de metanol y agua, y mezclar usando un vórtice.
  4. Utilice el mismo procedimiento para hacer las soluciones madre de las otras cinco Referencia ácidos ácido cloroacético (MCAH), ácido bromoacético (MBAH), ácido dicloroacético (DCAH), ácido dibromoacético (DBAH) y ácido trifluoroacético (TFAH).
  5. Dibuje sobre 50 l de la solución madre de péptido en un tubo Eppendorf de 1,5 ml, y dibujar sobre 50 l de la solución madre de DFAH en el SAMe tubo Eppendorf. Diluir la solución mezclada con 900 l de la mezcla de disolventes de metanol y agua para conseguir una concentración final de aproximadamente 10 -4 M. Esta solución diluida se utiliza como la solución de la muestra para las mediciones de espectrometría de masas. La relación real del péptido con el ácido de referencia, así como la concentración final de la solución de muestra se puede ajustar sobre la base de las abundancias de señal de iones observados en el espectrómetro de masas.
  6. Utilice el mismo procedimiento para preparar las soluciones de muestra del péptido con los otros ácidos cinco de referencia.

2. La espectrometría de masa Medida 1: Proton-bound Formación Cluster Ion

  1. El primer paso de la medición de espectrometría de masas es generar iones agrupados de protones enlazados estables del péptido con un ácido referencia.
  2. Ajuste el instrumento en el modo de iones negativos MS con el voltaje de la aguja ESI a -4,5 kV, el voltaje capilar en alrededor de -35 V, y la temperatura del gas de secadomantenido a 150 ° C. Establecer la anchura del pico Q1 y la anchura del pico Q3 tanto a la escala calibrada (La anchura del pico es un parámetro de instrumento que se puede utilizar para ajustar la resolución de los picos. El ajuste de "escala calibrada" permite mostrar picos estrechos para una mejor separación de los picos ). La tensión capilar y la temperatura del gas de secado se pueden ajustar para mejorar las abundancias de iones observados.
  3. Infundir aproximadamente 0,5 ml de la solución de muestra de péptido-DFAH en una jeringa Hamilton de 1 ml y conectar la jeringa a la entrada de la aguja ESI usando tubo de PEEK. A continuación, coloque la jeringa en la bomba de jeringa. Encienda la bomba de jeringa para infundir la solución de muestra en la aguja ESI con la velocidad de flujo a 10 l / min.
  4. Encienda el voltaje de la aguja ESI para activar el proceso de ESI. Encienda el detector. Una pantalla de espectro de masas debe ser observado en el modo de perfil. Si la pantalla está en el modo de centro de gravedad, cambiar al modo de perfil. Ver el cúmulo de protones-bound formación de iones de monitoring el pico a m / z 428. La abundancia de la señal del ion de clúster puede ser ajustada mediante la regulación fina del instrumento. Un parámetro importante es la tensión capilar. Uno puede cambiar manualmente la tensión capilar (típicamente en el intervalo de -20 a -50 V) para maximizar la abundancia del pico a m / z 428.

3. La espectrometría de masa Medida 2: Los experimentos de horquillado CID

  1. El siguiente paso es para llevar a cabo el experimento horquillado CID.
  2. Una vez que la abundancia del ion del cluster alcanza el valor deseado (en torno a 100 mV), cambie el instrumento en el modo MS / MS. En este modo, las funciones de Q1 como un filtro de masa para aislar el ion clúster, funciones Q2 como la celda de colisión, y funciones Q3 como el analizador de masas.
  3. Ajuste el gas de colisión (argón, en este caso) de presión a 0,5 mTorr y la energía de colisión en 17 eV. Tres picos se deben observar en la ventana de visualización del espectro de masas. El pico a m / z 428 corresponde a la de iones de clúster, [DFA • H • A 3 CS] ¯. Los dos picos a m / z 332 y m / z 95 corresponden al péptido desprotonado (A 3 CS ¯) y el ácido difluoroacético desprotonado (DFA ¯), respectivamente. El pico menor a m / z 298 es un fragmento secundaria del péptido desprotonado. Adquirir un espectro CID de 2 min, la Figura 3a.
  4. Lleve a cabo experimentos similares CID y adquirir un espectro CID para la solución de la muestra del péptido con ácido bromoacético (MBAH), la Figura 3b.
  5. Realizar experimentos similares CID y adquirir los espectros CID para las soluciones de muestra del péptido con todos los otros ácidos de referencia. Los espectros CID resultante será cualitativamente similares a las Figuras 3a y 3b, pero los valores de m / z y las alturas relativas de los picos será diferente.

4. La espectrometría de masas de medición 3: El método cinético

  1. El último paso es la adquisición de los espectros de SRM.
  2. Cambie la visualización del espectro de centroide y establezca el instrumento para la vigilancia de reacción seleccionada (SRM) de modo. Mantenga m / z 428 como ion aislado por el primer cuadrupolo (Q1), y rellenar cuatro masas (relación masa-carga) sean supervisados ​​por el tercer cuadrupolo (Q3). Los cuatro masas son m / z 428 (el ion clúster), m / z 332 (el ion péptido), m / z 298 (el fragmento del péptido de iones), y m / z 95 (la DFA ¯ de iones). Mantenga la presión del gas de colisión en 0,5 mTorr.
  3. Establecer la energía de colisión de 11,7 eV y adquirir los espectros durante 5 min.
  4. Cambie la energía de colisión a 17,6 eV y adquirir los espectros durante 5 min.
  5. Cambie la energía de colisión a 23,4 eV y 29,3 eV, y adquirir los espectros en los dos energías de colisión durante 5 min.
  6. Realizar mediciones similares para el péptido con todos los otros ácidos de referencia.

5. Análisis de Datos

  1. Copie los valores de las intensidades de iones de All los espectros SRM en una hoja de cálculo Excel.
  2. Calcular los productos del CID iones fracciones de desintegración, ln ([A ¯] / [A i ¯]), medidas para los seis grupos de protones unidos en las cuatro energías de colisión. Los valores de ejemplo se muestran en la Tabla 1.
  3. Grafica los valores de ln ([A ¯] / [A i ¯]) contra los valores de Δ ácido H i - Δ H ácido promedio. Esto dará a cuatro parcelas correspondientes a los datos en cuatro energías de colisión, la Figura 4a.
  4. Extraer los valores de las pendientes y las ordenadas por la regresión lineal de las cuatro parcelas. En este caso, las pendientes son valores positivos y las intersecciones son valores negativos. Dé el símbolo "X" a las pistas y el símbolo "S" para las intersecciones. Los resultados se muestran en la Tabla 2. Multiplicar los valores de Y por -1 y utilizar el símbolo Y 'para representar los valores positivos (esto permite que el eje y para desreproducir valores positivos). Nota, esta conversión es opcional, siempre y cuando los valores correspondientes se utilizan para hacer la trama para el siguiente paso.
  5. Grafica los valores de Y 'en contra de los valores de X, la Figura 4b. Regresión lineal de la trama da una pendiente de 1.706 y una intercepción de -0,536. La pendiente se corresponde con ácido Δ H - Δ H ácido promedio. El valor de ácido Δ H promedio se sabe que es 330,5 kcal / mol, que se determina por el conjunto de los ácidos de referencia seleccionados. El valor de la acidez de la fase gaseosa del péptido se obtiene entonces a partir de la pendiente: ácido Δ H (A 3 CH) = 332,2 kcal / mol.

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Representative Results

  1. Los experimentos de horquillado CID proporcionan información sobre los acidez relativa del péptido en comparación con los ácidos de referencia seleccionados. Dos espectros CID representante del péptido (A 3 CH) con dos ácidos referencia, DFAH y MBAH, se muestran en la Figura 3. En la Figura 3a la abundancia de iones (altura del pico) del ion péptido es más débil que la de DFA ¯, y en la Figura 3b, la abundancia de iones del ion péptido es más fuerte que la de MBA ¯. Los dos espectros sugieren que la acidez de la fase gaseosa del péptido está en el intervalo entre la acidez de estos dos ácidos referencia.
  2. El valor cuantitativo de la acidez de la fase gaseosa del péptido se determina a partir de los experimentos cuantitativos CID. Las parcelas termo-cinéticos para la disociación de los grupos de protones enlazados del péptido con los seis ácidos de referencia se muestran en la Figura 4. La regresión lineal de las parcelas de acuerdo con el termo-cinética relationship entre la acidez de la fase gaseosa y la relación de derivación de iones producto CID (Figura 1b) da el valor de la acidez de la fase gaseosa del péptido A 3 CH, que es 332,2 kcal / mol. Valores de ejemplo de las pendientes e intersecciones se muestran en las tablas 1 y 2.

Figura 1
Figura 1. El esquema general del método de cinética cocineros extendida. A) El esquema de la agrupación protón unido a la disociación de iones. B) La relación termo-cinética entre la acidez de la fase de gas y el ion producto CID relación de ramificación. En esta ecuación, ácido Δ H i es el valor de acidez en fase gaseosa de los ácidos de referencia individuales, ácido Δ H es el promedio de unaverage de acidez en fase gaseosa de los ácidos de referencia, ácido Δ H es la acidez de la fase de gas para el péptido, Δ (Δ S) es el término de entropía, R es la constante universal de los gases, y T ef es la temperatura efectiva del sistema .

La figura 2
Figura 2. Un dibujo esquemático de un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo-. ESI es la fuente de iones ionización por electrospray. Q1 y Q3 representan las primera y tercera unidades de cuadrupolo, respectivamente. Al realizar el experimento CID, los iones de racimo de protones unidos se seleccionan masa por Q1, y son guiados en la celda de colisión a chocar con los átomos de argón (Ar) se filtraron en la celda de colisión, y los iones de fragmentos resultantes se analizan por Q3.

Figura 3 Figura 3. La Espectros CID para los iones de racimo de protones ligados del péptido con dos ácidos referencia, a) [DFA • H • A 3 C] ¯ y b) [MBA • H • A 3 C] ¯. Los espectros se representa como la relación abundancia de iones con el valor m / z.

Figura 4
La Figura 4. Las parcelas termo-cinéticos para el péptido con seis ácidos de referencia recogidos en cuatro energías de colisión a) La trama de Y = ln ([A ¯] / [A i ¯]) frente a X = Δ ácido H i -. Δ ácido H promedio . b) La trama de Y '= [ácido Δ H - Δ ácido H </ Em> prom] / RT ef - Δ (Δ S) / R contra X = 1 / RT ef.

Tabla 1. Valores de CID de iones de productos razones de desintegración, ln ([A ¯] / [A i ¯]), para los iones de racimo del péptido con DFAH y MBAH.

HA i 11,7 eV 17,6 eV 23,4 eV 29,3 eV
MCAH 3.68 3.50 3.39 3.45
MBAH 2.83 2.65 2.45 2.24
DFAH -0.442 -0.268 -0,0921 0.167
DCAH -2.60 -2.41 -2.22 -2.13
DBAH -2.43 -2.44 -2.49 -2.60
TFAH -5.41 -5.02 -4.71 -4.44
Tabla 2. Los valores de las pendientes (X) y los intercepta (Y) resultantes de la regresión lineal del primer conjunto de parcelas termo-cinéticas.

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Discussion

El éxito de la medición de la acidez en fase gaseosa de un péptido se basa en gran medida de la selección de los ácidos de referencia adecuados. Los ácidos de referencia ideales son compuestos orgánicos estructuralmente similares con valores de acidez en fase gaseosa bien establecidos. Los ácidos de referencia deben tener estructuras similares el uno al otro. Esto asegurará una entropía similar de desprotonación para cada uno de los ácidos de referencia en el conjunto. Los ácidos de referencia deben tener valores de acidez cercanos a los de los péptidos. Para que contienen cisteína oligopéptidos cortos con amidado C-termini, la halogenados ácidos carboxílicos son ácidos referencia adecuados. Un paso crucial para experimentos exitosos CID es la formación de los iones de racimo de protones enlazados estables con alta abundancia. La estabilidad y la abundancia se pueden mejorar en gran medida mediante el ajuste de la relación de péptido a la referencia de ácido, la concentración de la solución de muestra, y las condiciones instrumentales (tales como el voltaje de la aguja, el secadotemperatura del gas, y la tensión capilar). Una condición fundamental crucial es la tensión capilar (o voltaje del cono para algunos otros tipos de instrumentos). Una advertencia es evitar el uso de soluciones de muestra que están demasiado concentrados.

El método descrito no se limita a oligopéptidos. El método se puede aplicar a una variedad de sistemas moleculares, incluyendo compuestos orgánicos polares, aminoácidos y sus derivados, compuestos organometálicos, oligonucleótidos, y polímeros de péptidos que imitan. Además de utilizar el espectrómetro de masas de triple cuadrupolo-, el experimento también se puede llevar a cabo utilizando trampas de iones y espectrómetros de masas Q-TOF.

El péptido utilizado en este experimento se sintetizó en nuestro laboratorio utilizando el método estándar de síntesis de péptidos en fase sólida 29-31. La resina de amida de Rink se utilizó como soporte sólido para producir la amida C-terminal. La ventaja del método de cinética cocineros es que las impurezas menores en tque muestra péptido no influir en las mediciones de la acidez, siempre y cuando las impurezas no tienen las mismas masas como los péptidos o los ácidos de referencia.

Las medidas experimentales se pueden acoplar con estudios computacionales para examinar los efectos conformacionales en la acidez. Estudios computacionales proporcionan predicciones de las conformaciones de las péptidos que coinciden con sus acidez calculados. Mediante la comparación de la acidez medidos experimentalmente con los valores calculados, las conformaciones de los péptidos pueden ser evaluados.

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Disclosures

No hay nada que revelar.

Acknowledgements

Materials

E colli, eV

X

1 / RT ef

Y

- [(Δ H ácido - ácido Δ H promedio) / RT ef - Δ (Δ S) / R]

11.7 0.744 -0.728
17.6 0.700 -0.665
23.4 0.665 -0.611
29.3 0.645 -0.553
Name Company Catalog Number Comments
Mass Spectrometer Varian 1200 L and 320 L
Chloroacetic acid Sigma-Aldrich 402923
Bromoacetic acid Sigma-Aldrich B56307
Difluoroacetic acid Sigma-Aldrich 142859
Dichloroacetic acid Sigma-Aldrich D54702
Dibromoacetic acid Sigma-Aldrich 242357
Trifluoroacetic acid Sigma-Aldrich T6508

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References

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