Сканирующая электронная микроскопия из размоченной ткани для визуализации внеклеточный матрикс

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Stephenson, M. K., Lenihan, S., Covarrubias, R., Huttinger, R. M., Gumina, R. J., Sawyer, D. B., Galindo, C. L. Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix. J. Vis. Exp. (112), e54005, doi:10.3791/54005 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Заявление по этике: протоколы для обработки животных были одобрены Вандербильта Институциональные уходу и использованию животных комитета (IACUC, протоколы число М / 10/117 (свиной) и М / 10/219 (мышей) и проводится в соответствии с AAALAC-Международными стандартами. Использование насыпным сердечных тканей человека была одобрена Vanderbilt University Medical Center (IRB протокол номер 100887).

1. Сбор образцов и хранение

  1. Сделать свежий 4% глутарового альдегида в растворе 0,1 М фосфатном буфере (PB).
    ВНИМАНИЕ: Глютаральдегид токсичен, перчатками и работу в вытяжном шкафу.
    1. Сделать 0,2 М исходного раствора PB, рН 7,4 , используя 21,8 г Na 2 HPO 4 и 6,4 г NaH 2 PO 4. Quantum Satis (Qs) до 1000 мл дН 2 O.
    2. Добавить 400 мкл 50% глутаральдегида до 2,5 мл PB исходного раствора и 2,1 мл дН 2 O.
  2. Погрузитесь не кусок (размером не более 2 см 2) ткани в 4% -ный раствор глутарового альдегида. Примечание: Более мелкие куски могут быть также использованы , но должны быть достаточного размера (размером не менее 5 мм 2) , чтобы быть легко визуализированы на глаз, чтобы облегчить последующие этапы протокола.
  3. Инкубируют при комнатной температуре в течение 1 ч, а затем хранить неопределенно долго при температуре 4 ° С.

2. Decellularization ткани сердца

  1. Сделать свежий 10% -ный водный раствор гидроксида натрия с использованием 10 г NaOH гранул / 100 мл дН 2 O.
    ВНИМАНИЕ: NaOH растворы вызывают коррозию и может вызвать ожоги щелочью, носить перчатки.
  2. Полоскание ткани в дН 2 O.
  3. Выдержите в 10% растворе NaOH при комнатной температуре в течение 6 - 10 дней (до изменения ткани от красновато-коричневого до грязно-белого или белого цвета).
  4. Полоскание в дН 2 O , пока ткань не станет прозрачным.
  5. Погружают ткань в 1% дубильной кислоты в течение 4 ч при комнатной температуре. Используйте 1 мл 5% раствора на акции 4 мл дН 2 O.
    ВНИМАНИЕ: Дубильные кислотыявляется сильным раздражителем, носить перчатки.
  6. Полоскание в дН 2 O в течение ночи.

3. Osmication и Обезвоживание ткани сердца (в вытяжном шкафу для безопасности)

  1. Сделать 0,2 М исходного раствора какодилатном натрия буфера с использованием 21,4 г какодилате натрия, 10,0 г хлорида кальция и 450 мл дН 2 O. Смешать, затем добавляют соляную кислоту по мере необходимости для доведения рН до 7,4. Qs до 500 мл с дН 2 O.
    ВНИМАНИЕ: натрия какодилат и соляная кислота являются токсичными, перчатками и работу в вытяжном шкафу.
  2. Сделать 2% водный раствор с концентрацией осмия в вытяжном шкафу для безопасности путем растворения 1 г четырехокиси осмия кристалл в 50 мл дН 2 O.
    ВНИМАНИЕ: четырехокись осмия представляет серьезную опасность для ингаляции; пара фиксации слизистых оболочек или глазных яблок можно, следовательно, обрабатывать только в вытяжном шкафу в перчатках. Рекомендуется брызговик.
  3. Полоскание ткани в 0,1 М буфере какодилатном натрия (смесь исходного раствора 1: 1 с дН
  4. Повторите предыдущий шаг дважды, в общей сложности три буфера полосканий.
  5. Погрузите ткань в 1% осмия в 0,1 М буфере какодилатном натрия (смешать какодилате запас натрия и запас осмий осмия 1: 1) на ротатор в течение 1 ч.
  6. Полоскание ткани в 0,1 М буфере какодилатном натрия 3 раза в течение 5 мин каждый на ротатора.
  7. Полоскание ткани с использованием возрастающих концентраций этанола (30%, 50%, 75%, 85%, 95%, и, наконец, 100%) в течение 15 мин каждый на ротатора.

4. Подготовка поверхности Сечение SEM

  1. Передача ткани в 100% этаноле в плоскую чашку Петри, также содержащей 100% этанола.
  2. Держите две очень острые лезвия бритвы, такие, что квартиры сторон находятся в контакте друг с другом и Сквозные края, чтобы сформировать две стороны равностороннего треугольника над образцом. Для достижения этой цели, использовать левую руку, чтобы поместить одно лезвие на дальней правой стороне образца ипорез влево. В то же время, используйте правую руку, чтобы поместить второе лезвие на дальнем левом углу образца и среза вправо. Таким образом, лопасти будут скользить относительно друг друга с противоположных сторон, чтобы сделать одну гладкую разреза.
  3. Наденьте плоские стороны лезвия друг против друга, чтобы сделать очень чистый срез образца с минимальным искажением или разрывая силы, предпочтительно подвергая, как большую площадь поверхности, насколько это возможно без повреждения образца.
  4. Повторите эти действия для каждого образца, чтобы выставить чистейшие возможные поперечные сечения поверхности для исследования в РЭМ.

5. Точка сушки Критический (CPD) ткани сердца

  1. С помощью шпателя или пинцет для передачи ткани в держатель образца критической точки сушилки (CPD), гарантируя, что ткань остается в 100% этаноле в любое время. Убедитесь, что держатель погружен в этаноле и что передача достигается с помощью ткани подвергаются воздействию воздуха в течение не более чем на несколько секунд.
  2. Эксплуатация CPD за намипо эксплуатации Er для завершения 3 продувки и заполнения циклов, чтобы заменить этанол с жидким диоксидом углерода.
  3. Эксплуатация CPD ​​за руководство пользователя для достижения критической точки сушки образцов и вернуть их к атмосферному давлению с контролируемой вентиляцией СО 2.

6. Монтаж сердца образцов тканей для SEM

  1. Подготовка образца заглушки SEM для каждого образца, путем приклеивания клейку углерода на верхней поверхности алюминиевой заглушкой.
  2. С помощью стереомикроскопа, тщательно придерживаться образца к клеевой с поперечным сечением выбранной поверхности лицевой стороной вверх (от вкладки, видимый), и как можно ближе к параллельно плоскости поверхности образца окурка. Не зондировать или прикасаться к поверхности интереса.
  3. Перерыв деревянный аппликатор для достижения конусообразную кисть, идеально подходит для нанесения краски. Применение серебра или углерода краски у основания и стороны образца, чтобы улучшить соблюдение окурка.
  4. Продлить очень тонкую линию серебра или углерода краска вплоть до края поверхности интереса, чтобы обеспечить путь заряда от поверхности интереса к земле.
  5. Нанести 2 или 3 маленьких мазков из серебра или углеродной краски по всему периметру вкладки углерода, чтобы обеспечивать проводимость из вкладки углерода поверхности к металлической заглушкой и, таким образом, к земле.
  6. Разрешить проводящая краске высохнуть в течение двух часов.
  7. Эксплуатация устройства для нанесения покрытия каждого распылени руководстве пользователя, чтобы применять относительно тяжелое покрытие (целевой диапазон 30 - 40 нм), золото-палладиевого сплава или золота. Насос образца камеры приблизительно 0,1 мбар; установить таймер на 40 сек. Открытый Установить клапан на 8:00 позиции (умеренного потока газа аргона). Нажмите кнопку Старт, чтобы начать покрытие распылением при 30 мА. Фиолетовый тлеющий разряд должен быть виден в образце камеры.

7. SEM Исследование сердца образцов тканей

  1. Выполнение сканирующей электронной микроскопии при относительно низком ускоряющего напряжения, чтобы свести к минимуму изображения рroblems, связанные с плохой рассеивание заряда в образце (зарядка). Похожие условия начальная визуализация являются: 5 кВ ускоряющего напряжения, 10 мм рабочее расстояние.
  2. С помощью опытного оператора, Наймите увеличил рабочее расстояние, чтобы расширить глубину резкости в условиях, требующих визуализации фокус волокон в нескольких фокальных плоскостях или волокон, проходящих в течение значительной длины в размерности г.
    1. Для микроскопа , используемого здесь (см таблицу материалов), в доступе пользовательского интерфейса на вкладке навигации в правом верхнем углу.
    2. Перейти на вкладку Координаты в меню Stage. Чтобы увеличить рабочее расстояние, введите большее значение в миллиметрах для координаты Z и нажмите на Перейти на вкладку, чтобы переместить сцену образец введенному рабочее расстояние.
  3. С помощью опытного оператора, использовать наклон образца и угол поворота в положение поверхности интереса, ортогональной электронным пучком. Дополнительный угол наклона от 10 до 30 градEES из этого положения может улучшить наблюдение и документирование матричной структуры.
    1. Для микроскопа , используемого здесь (см таблицу материалов), в пользовательском интерфейсе, нажмите и удерживайте правую кнопку мыши, а затем проведите пальцем влево или вправо , чтобы сосредоточить внимание на образец вблизи периферии подготовленной плоскости поверхности интерес, отметив целенаправленный рабочее расстояние ,
    2. Переход с ручного джойстика интерфейса пользователя для перемещения вблизи противоположной кромки поверхности и повторите фокус. Если рабочее расстояние не равно примерно равна первой позиции, наклона образца для достижения приблизительное согласование в обоих местах с помощью вкладки Координаты меню Stage (7.2) и введите значение наклона в T координат.
    3. Поворот SPECIMEN на девяносто градусов (введите значение в поле R координат) и повторите процесс, пока все позиции не ориентированы примерно на том же рабочем расстоянии.
      Примечание: переменное давление при этом может быть использовано для улучшения рассеивания зарядаесли доступно. Высокий вакуум стандартный рабочий режим для сканирующей электронной микроскопии.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Выделенное методика была применена к сердечной ткани от неиспользованного человеческого трансплантата сердца донора (рис 1), эксплантированных тканей от реципиентов, сердца от дикого типа и дистрофических мышей (рисунок 3), и в пост-инфарктов образцах миокарда сердца от свиньи модель повреждения сердца (Рисунок 2). Как показано на рисунке 1, сердечная матрица человеческого представляет собой сложную плетение сшитых белков , которые отображают сотовую-подобный рисунок , если смотреть в поперечном сечении. Каждая "сота" структура составляет около 40 мкм в ширину, как правило , обходя одну миоцит, при рассмотрении вид плоскостной на рисунке 1. При подключении с помощью вставочных дисков, несколько кардиомиоциты может быть представлен как стержень работает в продольном направлении через "туннель" , когда метафора распространяется на трехмерности. 1 также основные моментыважность процедуры резки, с большей точностью , дающий более разоблачительные топографические данные (рисунок 1, слева вверху) , чем секции, которые "разбитыми" во время резки процесса (рисунок 1, справа вверху).

Удаление сердечных клеток-резидентов, кровеносных сосудов и кровеносной клеток до обработки SEM открывает дополнительные ультра-структурные детали, которые были бы менее заметными с помощью СЭМ целых блоков ткани сердца. Каждый коллагеновый "распорка", например (рис 1, нижние панели), по- видимому выравнивается через регулярные промежутки времени и перпендикулярно к миофибрилла саркомеры. Такое расположение подходит для оказания помощи поддержания структуры сердца встречными действия деформаций, оказываемого в процессе сокращения и расслабления циклов, похожие на «утку и основе» текстиля, который помогает поддерживать ткани тела и формы против растяжения.

ВОК: Keep-together.within-страницу = "1"> Рисунок 1
Рисунок 1:. С помощью сканирующего электронного микрофотографии трехмерного размещения внеклеточного матрикса в Decellularized левого желудочка тканей , полученных из неиспользуемым Сердце человека - донора Верхние две панели показывают матрицу в поперечном сечении при малом увеличении (бары = 500 мкм), обеспечивая с высоты птичьего полета архитектуры нормальной человеческой ткани сердца. При более высоком увеличении, можно лучше наблюдать типичную сотовую структуру, подобную поддерживающих волокон, которые обеспечивают механическую поддержку регулярно расположенных миофибрилл (средний левый и правый бары панели = 100 мкм и 50 мкм соответственно). При более внимательном рассмотрении, каждая «сота» состоит из волокон, которые организованы параллельно друг с другом, в то время как перпендикулярно резидентных кардиомиоциты (нижняя левая и правая панель полоски = 10 мкм и 5 мкм соответственно).TTPS: //www.jove.com/files/ftp_upload/54005/54005fig1large.jpg "целевых =" _blank "> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

В дополнение к предоставлению информации о структуре, СЭМ decellularized тканей может позволить значимое, качественную оценку изменений внеклеточного матрикса в ответ на повреждение или безвредных форм кардиомиопатии. Например, этот метод был недавно использован для изучения внеклеточные матрицы после инфарктом свиней сердечных тканей 43. В течение этого большого эксперимента на животных, разработанные специально для оценки эффективности на GGF2 изоформы NRG-1 & beta; в качестве потенциального терапевтического средства для сердечной недостаточности, после инфаркта свиней, которые получили внутривенное NRG-1 & beta; введение проявил поразительную изменения в сердечной матрице , по сравнению с необработанными сердечных тканей после инфарктом животных. Эти результаты впоследствии были опубликованы 43 и Т.Е.chnique остается ценным инструментом для создания на этой начальной, открытие счастливым. Рисунок 2 включает в себя пример микрофотографии, полученные в ходе этого исследования, которые выдвигают на первый план радикальные матричные различия между необработанной и NRG-1β-обработанных матриц.

фигура 2
Рис . 2: электронно - сканирующих микрофотографий левого желудочка внеклеточной матрицы в необработанном и NRG-1 β -обработанной Свиней, после того, как NaOH Мацерация Матрица в поперечном сечении подчеркивает регулярное пространственное расположение волокон в необработанном после инфаркта миокарда (после инфаркта миокарда) свиней (вверху слева), по сравнению с пост-MI NRG-1β-обработанных животных (вверху справа). При рассмотрении в долготе, матрица в необработанных свиней обладает густой, матовый, как внешний вид (внизу слева), тогда как матрица NRG-1 & beta; обработанных свинейотображает регулярное пространственное расположение волокон (внизу справа). Белый бар = 40 мкм (все четыре панели). Более подробные результаты и цифры включены в соответствующей рукописи 43. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Исследование изменений матрицы, которые происходят в сердцах дистрофических также дали качественные понимание прогрессии и развитие животной модели мышечной дистрофии Дюшенна (МДД кардиомиопатии). В MDX мышей, обычно используемой модели мыши МДД, существуют значительные и возрастные различия между дикого типа и MDX сердца , если смотреть с помощью СЭМ после фиксации и обработки NaOH. Как показано на рисунке 3, матричные компоненты были относительно нормальными в 6-недельных MDX сердца , не имеющих функционального дистрофина относительно нормальных мышей. Подробнее INTeresting, внеклеточный матрикс организация была явно нарушена или , возможно , деградирует в старых дистрофин-дефицитных мышей по сравнению с молодыми MDX мышей, иллюстрирующие поступательный характер МДД в сердце. Такие глубокие различия не ожидали, так как MDX мышей плохо представитель человеческого кардиомиопатии ДМД в связи с тем , что они демонстрируют гораздо более мягкий кардиомиопатии фенотип и более медленную смертность , чем люди с МДД 48. Это говорит о том, что даже небольшие изменения в функции сердца могут быть получены с помощью методики визуализации, представленные в этой рукописи. Эта методика должна быть также легко адаптировать к внеклеточных матриц других органов, для которых также не существует доступных в настоящее время фиброзом таргетирования терапии.

Рисунок 3
Рисунок 3: электронно - сканирующих микрофотографий левого Достжелудочков внеклеточный матрикс в дикого типа в сравнении с MDX мышей. левого желудочка сердца матрица у мышей дикого типа (верхняя панель) аналогично тому , что наблюдается у других видов. Матрица в MDX мышей в возрасте 6 недель выглядит относительно нормально, хотя слегка "пушистого" по внешнему виду (средняя панель). С другой стороны , сердечная матрица старших MDX мышей появляется сильно вырожденного (нижняя панель), что указывает , что процесс дистрофические может быть качественно получены с помощью сканирующего электронного микроскопа в стационарных, NaOH-вымоченных тканей. Белый бар = 10 мкм (все три панели). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Подготовка Сечение поверхности является наиболее важным шагом в процессе протокола. Чтобы сохранить тонкую структуру, обезвоженные образцы должны оставаться в 100% этаноле в любое время до тех пор, пока вводить в процесс критической точки сушки. Поэтому нарезка образцов для достижения поверхности для EM экспертизы должно быть сделано в то время как образцы погружают в этаноле в неглубокой посуде. Кроме того, важно, чтобы открытая поверхность не затрагивается или зондировали во время последующей обработки. Каких-либо серьезных изменений не ожидается для применения этой методики к другим типам тканей для аналогичных матричных наблюдений, хотя часть SEM протокола может потребоваться основной электронной микроскопии устранения неисправностей, независимо от образца происхождения. Изображения, собранные из волокнистых образцов склонны к артефактами, вносимыми диссипацией бедных заряда ( "зарядки"). Зарядный проблемы могут быть сведены к минимуму за счет снижения ускоряющего напряжения, увеличивая скорость сканирования (также называемое время задержки) И уменьшение размера пятна электронного луча. Интеграция нескольких сканирований достаточно быстро собрали, чтобы избежать артефактов заряда будет производить изображение сравнимой сигнала к качеству шума без заряда артефактов, присутствующих в более медленном, более высокое качество при сканировании одного изображения.

Этот метод является по своей сути качественный и , таким образом , служит дополнением при рассмотрении его вместе с количественными измерениями (например, трехцветный Массона или picoserius красное окрашивание, измерение содержания гидроксипролина, масс - спектрометрии и Секвенирование РНК) , чтобы определить , каким образом визуализированные структурные различия могут быть связаны с различными развития или болезненные состояния. Однако, несмотря на это ограничение, метод является значительным за сердечного фиброза конкретно, потому что внеклеточный матрикс является существенным компонентом почти каждого органа в теле. В сердце, сердечная матрица обеспечивает критическую механическую опору для непрерывной накачкой характеризуется комплексом растяжения, скручивания и четкостиormation, который придает оптимальную запись и вытекание насыщенной кислородом и венозная кровь 49 для> 2,5 миллиарда ударов , которые происходят в течение среднего продолжительности жизни человека. Учитывая крайне низкий регенеративная способность сердечной ткани, динамическая матрица, которая может быть перестроен в соответствии с контекстными потребностями имеет логический смысл. С только небольшим натяжкой, можно было бы заключить, что существуют терапевтические мишени для манипулирования матрицей ремоделирования для улучшения процесса заживления, ограничивая при этом неблагоприятный фиброзом. Применение демонстрируемой техники, как минимум демонстрирует изысканность и красоту сердца матрицы и при этом еще раз подчеркивает ее функциональное значение.

В то время как значение количественных мер является основным принципом для оценки практически всех экспериментальных исследований, методика Показанные здесь может быть использован, чтобы выявить качественные ультраструктурным вариации, которые не только дополняют стандартные средства измерения матрицыно может предложить альтернативные пути расследования, чтобы понять основные биохимические изменения, которые подчеркивают качественные изменения. Предполагаемые будущие применения этого метода являются его применение в моделях болезни сердца и тканей человека в качестве дополнительного инструмента для оценки изменений матрицы, а также расширено использование для изучения других органов, для которых изменения матрицы являются составной частью процесса заболевания.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Calcium Chloride Electron Microscopy Sciences 12340 100 g
Carbon Adhesive Electron Microscopy Sciences 12664 30 g
Carbon Adhesive Tabs Electron Microscopy Sciences 77825 order to fit stubs
Double Edge Razor Blades Stainless Steel Ted Pella, Inc 121-6 250/pkg
Ethanol Electron Microscopy Sciences 15055 450 ml
Gluteraldehyde, 50% Solution Electron Microscopy Sciences 16310 EM grade, distillation purified
Hydrochloric Acid Electron Microscopy Sciences 16760 or 16770 100 ml
Monosodium Phosphate NaH2PO4 Sigma-Aldrich S9251-250G 250 g
Osmium Tetroxide Electron Microscopy Sciences 19100 1 g
Silver Conductive Adhesive Electron Microscopy Sciences 12686-15 15 g
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich S8045-1KG 1 kg
Sodium Phosphate Dibasic (Na2HPO4) Sigma-Aldrich S3264-500G 500 g
Tannic Acid, 5% Aqueous  Electron Microscopy Sciences 21702-5 500 ml
Trihydrate Sodium Cacodylate Electron Microscopy Sciences 12300 100 g
Gold-palladium Alloy or Gold Refining Systems, Inc.  varies specific to the sputter coater make and model
Critical Point Dryer Electron Microscopy Sciences 850
Plain Wooden Applicators Fisher Scientific 23-400-102
Quanta 250 Environmental SEM FEI Q250 SEM
Sputter Coater Cressington Scientific Instruments Ltd. Model 108
Alluminum SEM Sample Stubs Electron Microscopy Sciences 75220-12 specific to the miscroscope

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Robinson, T. F., Cohen-Gould, L., Factor, S. M., Eghbali, M., Blumenfeld, O. O. Structure and function of connective tissue in cardiac muscle: collagen types I and III in endomysial struts and pericellular fibers. Scanning Microsc. 2, 1005-1015 (1988).
  2. Robinson, T. F., Geraci, M. A., Sonnenblick, E. H., Factor, S. M. Coiled perimysial fibers of papillary muscle in rat heart: morphology, distribution, and changes in configuration. Circ Res. 63, 577-592 (1988).
  3. Lunkenheimer, P. P., et al. The myocardium and its fibrous matrix working in concert as a spatially netted mesh: a critical review of the purported tertiary structure of the ventricular mass. Eur J Cardiothorac Surg. 29 Suppl 2, S41-S49 (2006).
  4. Wu, K. C., et al. Late gadolinium enhancement by cardiovascular magnetic resonance heralds an adverse prognosis in nonischemic cardiomyopathy. J Am Coll Cardiol. 51, 2414-2421 (2008).
  5. Kramer, C. M. The expanding prognostic role of late gadolinium enhanced cardiac magnetic resonance. J Am Coll Cardiol. 48, 1986-1987 (2006).
  6. Park, S., et al. Delayed hyperenhancement magnetic resonance imaging is useful in predicting functional recovery of nonischemic left ventricular systolic dysfunction. J Card Fail. 12, 93-99 (2006).
  7. Weber, K. T. Cardiac interstitium in health and disease: the fibrillar collagen network. J Am Coll Cardiol. 13, 1637-1652 (1989).
  8. Jalil, J. E., Janicki, J. S., Pick, R., Abrahams, C., Weber, K. T. Fibrosis-induced reduction of endomyocardium in the rat after isoproterenol treatment. Circ Res. 65, 258-264 (1989).
  9. Fidzianska, A., Bilinska, Z. T., Walczak, E., Witkowski, A., Chojnowska, L. Autophagy in transition from hypertrophic cardiomyopathy to heart failure. J Electron Microsc (Tokyo). 59, 181-183 (2010).
  10. Lopez, B., Querejeta, R., Gonzalez, A., Larman, M., Diez, J. Collagen cross-linking but not collagen amount associates with elevated filling pressures in hypertensive patients with stage C heart failure: potential role of lysyl oxidase. Hypertension. 60, 677-683 (2012).
  11. Gabbiani, G., Ryan, G. B., Majne, G. Presence of modified fibroblasts in granulation tissue and their possible role in wound contraction. Experientia. 27, 549-550 (1971).
  12. Lorell, B. H. Diastolic dysfunction in pressure-overload hypertrophy and its modification by angiotensin II: current concepts. Basic Res Cardiol. 87 Suppl 2, 163-172 (1992).
  13. Friedrich, S. P., et al. Intracardiac angiotensin-converting enzyme inhibition improves diastolic function in patients with left ventricular hypertrophy due to aortic stenosis. Circulation. 90, 2761-2771 (1994).
  14. Rosker, C., Salvarani, N., Schmutz, S., Grand, T., Rohr, S. Abolishing myofibroblast arrhythmogeneicity by pharmacological ablation of alpha-smooth muscle actin containing stress fibers. Circ Res. 109, 1120-1131 (2011).
  15. Yue, L., Xie, J., Nattel, S. Molecular determinants of cardiac fibroblast electrical function and therapeutic implications for atrial fibrillation. Cardiovasc Res. 89, 744-753 (2011).
  16. Rohr, S. Myofibroblasts in diseased hearts: new players in cardiac arrhythmias? Heart Rhythm. 6, 848-856 (2009).
  17. Coen, M., Gabbiani, G., Bochaton-Piallat, M. L. Myofibroblast-mediated adventitial remodeling: an underestimated player in arterial pathology. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2391-2396 (2011).
  18. Brilla, C. G., Janicki, J. S., Weber, K. T. Cardioreparative effects of lisinopril in rats with genetic hypertension and left ventricular hypertrophy. Circulation. 83, 1771-1779 (1991).
  19. Youn, H. J., et al. Relation between flow reserve capacity of penetrating intramyocardial coronary arteries and myocardial fibrosis in hypertension: study using transthoracic Doppler echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 19, 373-378 (2006).
  20. Warnes, C. A., Maron, B. J., Roberts, W. C. Massive cardiac ventricular scarring in first-degree relatives with hypertrophic cardiomyopathy. Am J Cardiol. 54, 1377-1379 (1984).
  21. Maron, B. J., Wolfson, J. K., Epstein, S. E., Roberts, W. C. Intramural ('small vessel') coronary artery disease in hypertrophic cardiomyopathy. J Am Coll Cardiol. 8, 545-557 (1986).
  22. Olivotto, I., et al. Microvascular function is selectively impaired in patients with hypertrophic cardiomyopathy and sarcomere myofilament gene mutations. J Am Coll Cardiol. 58, 839-848 (2011).
  23. Beltrami, C. A., et al. Structural basis of end-stage failure in ischemic cardiomyopathy in humans. Circulation. 89, 151-163 (1994).
  24. Factor, S. M., et al. Pathologic fibrosis and matrix connective tissue in the subaortic myocardium of patients with hypertrophic cardiomyopathy. J Am Coll Cardiol. 17, 1343-1351 (1991).
  25. Waller, T. A., Hiser, W. L., Capehart, J. E., Roberts, W. C. Comparison of clinical and morphologic cardiac findings in patients having cardiac transplantation for ischemic cardiomyopathy, idiopathic dilated cardiomyopathy, and dilated hypertrophic cardiomyopathy. Am J Cardiol. 81, 884-894 (1998).
  26. Schaper, J., Lorenz-Meyer, S., Suzuki, K. The role of apoptosis in dilated cardiomyopathy. Herz. 24, 219-224 (1999).
  27. de Leeuw, N., et al. Histopathologic findings in explanted heart tissue from patients with end-stage idiopathic dilated cardiomyopathy. Transpl Int. 14, 299-306 (2001).
  28. Yoshikane, H., et al. Collagen in dilated cardiomyopathy--scanning electron microscopic and immunohistochemical observations. Jpn Circ J. 56, 899-910 (1992).
  29. Marijianowski, M. M., Teeling, P., Mann, J., Becker, A. E. Dilated cardiomyopathy is associated with an increase in the type I/type III collagen ratio: a quantitative assessment. J Am Coll Cardiol. 25, 1263-1272 (1995).
  30. Pearlman, E. S., Weber, K. T., Janicki, J. S., Pietra, G. G., Fishman, A. P. Muscle fiber orientation and connective tissue content in the hypertrophied human heart. Lab Invest. 46, 158-164 (1982).
  31. Huysman, J. A., Vliegen, H. W., Van der Laarse, A., Eulderink, F. Changes in nonmyocyte tissue composition associated with pressure overload of hypertrophic human hearts. Pathol Res Pract. 184, 577-581 (1989).
  32. Rossi, M. A. Pathologic fibrosis and connective tissue matrix in left ventricular hypertrophy due to chronic arterial hypertension in humans. J Hypertens. 16, 1031-1041 (1998).
  33. Lopez, B., Gonzalez, A., Querejeta, R., Larman, M., Diez, J. Alterations in the pattern of collagen deposition may contribute to the deterioration of systolic function in hypertensive patients with heart failure. J Am Coll Cardiol. 48, 89-96 (2006).
  34. Krayenbuehl, H. P., et al. Left ventricular myocardial structure in aortic valve disease before, intermediate, and late after aortic valve replacement. Circulation. 79, 744-755 (1989).
  35. Schwarz, F., et al. Myocardial structure and function in patients with aortic valve disease and their relation to postoperative results. Am J Cardiol. 41, 661-669 (1978).
  36. Hein, S., et al. Progression from compensated hypertrophy to failure in the pressure-overloaded human heart: structural deterioration and compensatory mechanisms. Circulation. 107, 984-991 (2003).
  37. Brooks, W. W., Shen, S. S., Conrad, C. H., Goldstein, R. H., Bing, O. H. Transition from compensated hypertrophy to systolic heart failure in the spontaneously hypertensive rat: Structure, function, and transcript analysis. Genomics. 95, 84-92 (2010).
  38. O'Hanlon, R., et al. Prognostic significance of myocardial fibrosis in hypertrophic cardiomyopathy. J Am Coll Cardiol. 56, 867-874 (2010).
  39. Green, J. J., Berger, J. S., Kramer, C. M., Salerno, M. Prognostic value of late gadolinium enhancement in clinical outcomes for hypertrophic cardiomyopathy. JACC Cardiovasc Imaging. 5, 370-377 (2012).
  40. Frankel, K. A., Rosser, R. J. The pathology of the heart in progressive muscular dystrophy: epimyocardial fibrosis. Hum Pathol. 7, 375-386 (1976).
  41. Otto, R. K., Ferguson, M. R., Friedman, S. D. Cardiac MRI in muscular dystrophy: an overview and future directions. Phys Med Rehabil Clin N Am. 23, 123-132 (2012).
  42. Finsterer, J., Stollberger, C. The heart in human dystrophinopathies. Cardiology. 99, 1-19 (2003).
  43. Galindo, C. L., et al. Anti-remodeling and anti-fibrotic effects of the neuregulin-1beta glial growth factor 2 in a large animal model of heart failure. J Am Heart Assoc. 3, e000773 (2014).
  44. Caulfield, J. B., Borg, T. K. The collagen network of the heart. Lab Invest. 40, 364-372 (1979).
  45. Ohtani, O. Three-dimensional organization of the connective tissue fibers of the human pancreas: a scanning electron microscopic study of NaOH treated-tissues. Arch Histol Jpn. 50, 557-566 (1987).
  46. Rossi, M. A., Abreu, M. A., Santoro, L. B. Images in cardiovascular medicine. Connective tissue skeleton of the human heart: a demonstration by cell-maceration scanning electron microscope method. Circulation. 97, 934-935 (1998).
  47. Icardo, J. M., Colvee, E. Collagenous skeleton of the human mitral papillary muscle. Anat Rec. 252, 509-518 (1998).
  48. McGreevy, J. W., Hakim, C. H., McIntosh, M. A., Duan, D. Animal models of Duchenne muscular dystrophy: from basic mechanisms to gene therapy. Dis Model Mech. 8, 195-213 (2015).
  49. Buckberg, G., Hoffman, J. I., Mahajan, A., Saleh, S., Coghlan, C. Cardiac mechanics revisited: the relationship of cardiac architecture to ventricular function. Circulation. 118, 2571-2587 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics