Karakterisering og anvendelse av passive prøvetakere for overvåking av plantevernmidler i vann

Environment

Your institution must subscribe to JoVE's Environment section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water. J. Vis. Exp. (114), e54053, doi:10.3791/54053 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Fem forskjellige vann passive prøvetakere ble kalibrert under laboratorieforhold for måling av 124 arv og nåværende brukte plantevernmidler. Denne studien gir en protokoll for den passive sampler forberedelser, kalibrering, utvinning metoden og instrumentell analyse. Samplingsfrekvens (R S) og passive sampler-vann partisjon koeffisientene (K PW) ble beregnet for silikongummi, polar organiske kjemiske integrerende sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS og C 18 disk. Opptaket av de utvalgte forbindelser avhengig av deres fysikalsk-kjemiske egenskaper, dvs. silikongummi viste en bedre opptak for flere hydrofobe forbindelser (log oktanol-vann-fordelingskoeffisienten (K OW)> 5,3), mens POCIS-A, POCIS-B og SDB- RPS disk var mer egnet for hydrofile forbindelser (log K OW <0,70).

Introduction

Plantevernmidler kontinuerlig introduseres for vannmiljøet og kan utgjøre en risiko for vannlevende organismer 1. Overvåking av plantevernmidler i vandige miljø er vanligvis utføres ved hjelp fange prøvetaking, men dette prøvetaking teknikken ikke fullt rede for timelige variasjoner i konsentrasjoner som følge av endringer i strømnings eller episodisk innganger (for eksempel nedbør, kombinert kloakk renner over, kloakk lagune utslipp) 2 , 3. Dermed overvåkingsmetoder må forbedres for en bedre estimering av miljørisiko knyttet til plantevernmidler. Passiv prøvetaking tillater kontinuerlig overvåking over en lengre periode med minimal infrastruktur og lave forurensningskonsentrasjoner 4,5.

Passive prøvetakere har vist seg å være et verdifullt verktøy for overvåking i grunnvann 6, ferskvann 7-10, avløpsvann 11 og marine farvann 12. Foruten overvåkingsformål 15, toksikologi testing 16,17, og som et alternativ til Sediment- og overvåking av biologisk miljø 18. Passive prøvetakere akkumulere kjemikalier kontinuerlig fra vann og gi tidsvektet gjennomsnitt (TWA) konsentrasjoner 14. Opptaket av forurensningen er avhengig av samplingsfrekvensen (R S) og passive sampler-vann-fordelingskoeffisienten (K PW), som avhenger av den passive sampler utforming, sampler materiale, fysisk-kjemiske egenskaper av forurensningen, og miljøforhold (for eksempel vann turbulens, temperatur) 13,14,19,20.

Den detaljerte video tar sikte på å vise hvordan å kalibrere og bruke passive prøvetakere for plantevernmidler i vann. De spesifikke målene inngår i) å utføre forberedelse, utvinning og instrumentell analyse for 124 individuelle plantevernmidler ved hjelp av fem ulike typer passiv samplers, inkludert silikongummi, polar organiske kjemiske integrerende sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS og C 18 disk, ii) å vurdere R S og K PW for plantevernmidler i et laboratorium opptak studie, og iii) å demonstrere hvordan du velger riktig passive sampler av den ønskede forbindelsen av interesse og hvordan du beregner TWA konsentrasjoner for de respektive passive sampler.

Referansestandarder og passive sampler enheter

Target forbindelser inkludert 124 arv og i dag brukes plantevernmidler inkludert ugressmidler, insektmidler og soppmidler (tabell 1). Intern standard blanding (IS blanding) inkludert fenoprop (2,4,5-TP), clothianidin-D 3, ethion og terbuthylazine-D-5. Andre brukte kjemikalier inkludert metanol (MeOH), acetonitril (ACN), aceton (ACE), diklormetan (DCM), cykloheksan (CH), etylacetat (EA), petroleum ethennes (PE), 2-propanol, 25% ammoniakkoppløsning, eddiksyre (HAc) og maursyre (FA). Fem forskjellige passive prøvetakere ble preget, inkludert silikongummi, POCIS-A og POCIS-B, SDB-RPS, og C 18 disk 1,21.

Tabell 1. Passiv sampler samplingsfrekvens (R 'S, L dag -1), sampler-vann fordelingskoeffisienter (K' PW, l kg -1), og ligningene (ekv.) Som brukes for beregning av konsentrasjoner i feltprøver til individuell plantevernmidler a. (Gjengitt fra Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Karakterisering av fem passive prøvetakere for overvåking av plantevernmidler i vann, 1-11, Copyright (2015), med tillatelse fra Elsevier .) 22 klikk her for å laste ned denne filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Passiv Sampler Design og klargjøring

  1. Silikon gummi ark
    1. Skjær silikongummiplater (600 mm x 600 mm, 0,5 mm tykk) i striper med 2,5 mm x 600 mm og 2,5 mm x 314 mm ved hjelp av en rustfri stålkutter og forbinder dem ved hjelp av en rustfri stålblindnagle (3,2 mm x 10 mm ) med en nagle pistol for å oppnå en total sampler stripe størrelse på 2,5 mm x 914 mm (overflateareal = 457 cm2, sorbent masse = 15,6 g, volum = 22,9 cm 3).
  2. Plasser silikongummi i en utvinning kammer av en Soxhlet apparat. Tilsett 50 ml EA i ekstraksjonskammeret og tilsett 250 ml EA og tre med koke steiner i en 500 ml rundkolbe flaske.
    1. Koble ekstraksjonskammeret med flasken kolbe og en kondensator. Rens silikongummier ved Soxhlet-ekstraksjon i 96 timer ved ca. 80 ° C, og deretter tørke dem under forsiktig nitrogengass.
  3. Fest silikon gummi stripe til en rustfri stål edderkopp prøveholderen ved å pakke den silikon gummi stripe rundt stengene på holderen (figur 1). Fest hver ende av silikongummi stripe til en stang på holderen ved hjelp av strips.

Figur 1
Figur 1. Skjematisk av silikongummi. Passiv sampler skjematisk for silikongummi som viser festet av silikon gummi stripe til en rustfritt stål edderkopp prøveholderen A) fra toppen og B) fra siden. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. POCIS-A og B-POCIS
    1. For POCIS-A, plasseres 220 mg av HLB bulk sorbent (overflateareal = 1,78 x 10 6 cm 2) mellom to 9,0 cm x 9,0 cm square polyetersulfon (PES) membraner (figur 2).
    2. For POCIS-B, plasseres 220 mg av en sorbent blanding (dvs. hydroksylerte polystyren-divinylbenzen-harpiks (80%) og en karbonholdig adsorbent dispergert på en styren-divinylbenzen kopolymer (20%)) (overflateareal = 2,82 x 10 6 cm 2) mellom to PES-membraner (figur 2).
    3. Komprimer sorbenten og to PES mellom to rustfritt stål ringer manuelt (indre Ø = 5,4 cm) og fest den på en rustfritt stål prøveholder (figur 2).

Figur 2
Figur 2. Skjematisk av passive sampler disker. Passiv sampler skjematisk for POCIS A, POCIS B, SDB-RPS disk og C 18 disk som viser A) montering av passiv prøvetaker ved hjelp av rustfritt stål ringer, polyetersulfon (PES) membranes, og mottaksfasen, og B) montering på en rustfri prøveholderen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. SDB-RPS disk og C 18 disk
    1. Plasser SDB-RPS (overflateareal = 35 cm 2, sorbent masse = 0,34 g, volum = 1,7 cm 3) og C-18-plater (overflateareal = 35 cm 2, sorbent masse = 0,58 g, volum = 1,7 cm 3) mellom to PES membraner (figur 2). Komprimere disker og to PES mellom to rustfritt stål ringer manuelt (indre Ø = 5,4 cm) og fest den på en rustfritt stål prøveholder (figur 2).

2. Laboratory opptakseksperimenter

MERK: Laboratorieopptakseksperimenter ble utført for å kvantitativt karakterisere opptak kinetics for 124 individuelle plantevernmidler i fem ulike passive sampler enheter under kontrollerte forhold.

  1. Gjennomføre opptak studie i rektangulære glassbeholdere (hver ~ 95 L): Tank 1) silikongummi (n = 16), tank 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), og tank 3 ) SDB-RPS disk (n = 16), C 18 disk (n = 16). Fyll naturlig vann inn i de tre tanker.
  2. Utføre alle forsøk på en konstant vanntemperatur (~ 20 ° C) og under turbulente vannforhold (~ 10 cm sek -1) ved hjelp av to elektriske pumper festet til veggen på hver side. Utfør eksperimenter i mørket for å minimere effekten av fotonedbrytning.
  3. Spike hver glassbeholder med et plantevernmiddel standard blanding inneholdende 124 pesticider ved anvendelse av en glassprøyte (c ≈ 400 ng L -1 for individuelle plantevernmidler i vanntanken). Ta ut den passive prøvetakere manuelt fra tankene, ved tidsintervaller på 5, 11, 20, og 26 days, å bestemme samplingsfrekvenser av plantevernmidler.
  4. Overvåke konsentrasjoner av plantevernmidler i hver tank ved å samle 100 ml vannprøver ved dag 0, 5, 11, 20, og 26. Analysen av vannprøvene blir utført som beskrevet andre steder 21.
    1. For kvalitetskontroll, utsetter tomme prøvene til romluften i 1 time ved dag 0 og deretter lagre og behandle dem som reelle prøver. Lagre alle ekstrakter så vel som 100 ml vannprøver tatt fra tankene ved -18 ° C inntil videre analyse.

3. Prøve Utvinning

  1. Silikongummi
    1. Før ekstraksjon, tørking av silikongummi stripe under en strøm av høy renhet nitrogengass.
    2. For gasskromatografi-massespektrometri (GC-MS) analyse, utføre solid-væske ekstraksjon ved hjelp av Soxhlet utvinning 22.
      1. Plasser silikongummi inn i Soxhlet-ekstraktor. Tilsett 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) og 3 boiling steiner inn i runde flasken kolbe.
      2. Spike silikongummi med 100 ul av en IS-blanding (c = 5 ng ml-1) ved anvendelse av en glassprøyte. Tilsett 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) i Soxhlet-ekstraktor. Slå på ovnen og kjøre Soxhlet utvinning i 19 timer og deretter slå av varmeovnen.
      3. Konsentrer ekstraktene ved rotasjonsfordamping, etterfulgt av forsiktig nitrogen utblåsning ned til 1 ml. Utveksle det løsningsmiddel som CH / ACE (90/10, vol / vol) ved tilsetning av tre ganger 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) under nitrogen utblåsning ned til 1 ml.
    3. For væskekromatografi-massespektrometri (LC-MS / MS analyse), utføre ekstraksjon ved hjelp av Soxhlet-ekstraksjon 22.
      1. Plasser silikongummi inn i Soxhlet-ekstraktor. Tilsett 250 ml MeOH og 3 koke steiner inn i runde flasken kolbe og 50 ml MeOH inn i Soxhlet extractor. Spike silikongummi med 100 ul av en IS-blanding (c = 5 ng ml-1) ved anvendelse av en glass syringe.
      2. Slå på ovnen og kjøre Soxhlet utvinning i 19 timer og deretter slå av varmeovnen. Konsentrer ekstraktene ved rotasjonsfordamping, etterfulgt av forsiktig nitrogen utblåsning ned til 1 ml. Utveksle det løsningsmiddel som ACN ved tilsetning av 1 ml ACN under nitrogen utblåsning ned til 1 ml.
  2. POCIS-A og B-POCIS
    1. Åpne POCIS sampler nøye og overføre sorbenten med ultrarent vann ved hjelp av en trakt inn i en på forhånd renset tom polypropylen fastfase-ekstraksjon (SPE) patron (6 ml) inneholdende to polyetylen (PE) fritter. Tørk sorbenten ved hjelp av vakuum for å fjerne vann. Ta opp vekten av den tomme og pakket SPE-patron for å kontrollere vekten av sorpsjonsmaterialet. Legg merke til at forskjellige patroner som brukes for GC-MS og LC-MS / MS-analyse.
    2. Før eluering, pigge sorbenten med 100 ul av en IS-blanding (c = 5 ng ml-1) ved anvendelse av en glassprøyte. Eluer POCIS-A og POCIS-B-sorbenter ved hjelp av femml EA for GC-MS 22.
      1. Konsentrere ekstrakter til 1 ml ved forsiktig nitrogen blow-down. Utveksle det løsningsmiddel som CH / ACE (90/10, vol / vol) ved tilsetning av tre ganger 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) under nitrogen utblåsning ned til 1 ml.
    3. Elute POCIS-A og POCIS-B-patroner ved bruk av 1,5 ml MeOH etterfulgt av 8 ml DCM / MeOH (80/20, vol / vol) for LC-MS / MS-analyse 22. Konsentrere ekstrakter til 1 ml ved forsiktig nitrogen blow-down. Utveksle det løsningsmiddel som ACN ved tilsetning av 1 ml ACN under nitrogen utblåsning ned til 1 ml.
  3. SDB-RPS og C 18 disk
    1. Overfør individuelle disker av SDB-RPS og C 18 disk i et glass beger og tørk dem under nitrogengass. Pigg skivene med 100 ul av en IS-blanding (c = 5 ng ml-1) ved anvendelse av en glassprøyte og sonikere dem to ganger i et glassbeger ved romtemperatur, først med 5 ml av EA i 10 minutter og deretter med 3 ml av EA i 10 min.
    2. Transfer both ekstrakter i ett glass tube, konsentrere dem til 2 ml av milde nitrogen blåse ned, og dele dem inn i to 1 ml fraksjoner (for GC-MS og LC-MS / MS-analyse, henholdsvis).
    3. Konsentrer ekstraktene til 0,5 ml ved forsiktig nitrogen blow-ned og bytte det løsningsmiddel som CH / ACE (90/10, v / v) for GC-MS-analyse 22. Konsentrer ekstraktene til 0,5 ml ved forsiktig nitrogen blow-ned og bytte av løsningsmidlet for å ACN for LC-MS / MS-analyse 22.

4. Vannprøver

  1. Spike 20 ml vannprøve med 100 ul av en IS-blanding (c = 5 ng ml-1) ved anvendelse av en glassprøyte, tilsett 3 ml DCM, vortex i 3 min, og dekanter til en faseseparator for GC-MS-analyse 22.
    1. Etter at de to fasene ble separert, sive DCM fasen inn i et glassrør. Gjenta ekstraksjon ved hjelp av 3 ml DCM, og skyll røret med 2 ml DCM. Endelig konsentrere ekstrakter til 0,5 ml ved forsiktig nitrogen blow-down og desembge det løsningsmiddel som CH / ACE (90/10, v / v).
  2. Analyser av vannprøver ved hjelp av stort volum injeksjon, i likhet med den metode som er beskrevet et annet sted ved LC-MS / MS-21.

5. Instrumental Analysis

  1. GC-MS-analyse
    1. Utfør instrumentell analyse av CH / ACE-ekstrakter som bruker GC-MS-systemer i elektron ionisering (EI) og negativ kjemisk ionisering (NCI) modus, henholdsvis 22.
    2. For GC-MS metode med EI, injisere prøver med 1 ml med splitless injeksjon metode på en HP-5MS UI kolonne (30 m, 0,25 mm indre diameter, 0,25 mikrometer film).
    3. For GC-MS metode med CI, injisere prøver av 3 ul på en HP-5MS UI kolonne (30 m, 0,25 mm indre diameter, 0,25 mikrometer film).
  2. HPLC-MS / MS-analyse
    1. Utfør instrumentell analyse av ACN ekstrakter ved hjelp av HPLC-MS / MS tilkobles med en electrospray ionisering kilde i negative ((-) ESI) og positiv-ion mode ((+) ESI) 22.
    2. For (+) ESI, fortynn 100 ul av ACN ekstrakter med 900 ul av ultrarent vann ble justert til pH 5 ved hjelp av FA.
    3. For (-) ESI, fortynn 100 ul av den ACN ekstrakter med 900 ul løsning av 1% FA i ultrarent vann.
    4. For (+) ESI ved å bruke en binær gradient bestående av 2-propanol / metanol / 10 mM ammoniumformiat (6/2/92, v / v / v) og MeOH ved en strømningshastighet på 0,3 ml min-1.
    5. For (-) ESI, bruke en binær gradient bestående av ACN / ultrarent vann 0,1% HAc og ACN + 0,1% HAc ved en strømningshastighet på 0,3 ml min-1.
    6. Sprøyt alle prøvene ved hjelp av et stort volum injeksjon av 500 fil ved hjelp av to online SPE kolonner (begge 20 x 2 mm id og 20-25 mikrometer partikkelstørrelse), og en analytisk kolonne (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 mikrometer) 21.

6. Teori om Passiv Sampling

MERK: Opptaket profil av kjemisk til passive sampler medium (PSM) er delt inn i tre deler: Linear, krumlinjet og likevekt (figur 3).

Figur 3
Figur 3. Passiv sampler opptakskurven. A) og C) opptakskurven for den akkumulerte mengde acetamiprid og dimetoat, henholdsvis i de passive prøvetakere (N t) i ng absolutt, og B) og D) vanntank konsentrasjon av acetamiprid og dimetoat, henholdsvis i ng L - en. klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Beregn tilsvarende vannmengde (V eq L) for en passiv sampler ved å dividere den akkumulerte mengden av target forbindelser i passiv prøvetaker etter t dager med eksponering (N 't (c w, ng L -1).
    ligning 1 (1)
  2. Utlede den samplingsfrekvens (R S, L -1 dag) fra den lineære opptaksfasen av opptaksprofil, ved å ta helningen av V-ekv versus distribusjonstiden.
  3. Beregn K PW (L kg -1) for de enkelte plantevernmidler som bruker Eq. 2.
    ligning 2 (2)
    hvor m er p sorbenten masse pr sampler (ng).
  4. I den lineære opptaksfasen, beregnes TWA konsentrasjonen av analytten i vann utledet ved den passive sampler (c TWA, ng L-1) ved benyttelse av likning. 3.
    ligning 3 (3)
    hvor R S Er SAmpling rate (L dag -1), og t er utplassering tid (dager).
  5. I krumlinjet fasen beregne c TWA hjelp Eq. 4.
    ligning 4 (4)
  6. I likevektsfasen, beregne c TWA ved benyttelse av likning. 5.
    ligning 5 (5)

7. Statistisk dataanalyse

  1. Test non-normal fordeling av data ved hjelp av en Shapiro-Wilk test 23. Bruke ikke-parametrisk Spearmans rang korrelasjon for K PW og R S vs fysiokjemiske egenskaper til de testede plantevernmidler (Spearmans rho som strekker -1-1) 24.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Fem forskjellige passive sampler teknikker ble sammenlignet for opptak av 124 arv og nåværende brukte plantevernmidler inkludert silikongummi (figur 1), og POCIS A, POCIS B, SDB-RPS og C 18 disk (figur 2). Utførelsen av utvinningsmetoden og instrumentell analyse var optimalisert. Resultatet av laboratorieopptakseksperimenter kan brukes til å beregne R 'S og log K' PW-verdier (tabell 1) basert på opptak profil for de enkelte plantevernmidler (figur 3). Resultatene viste at silikongummi er mer egnet for hydrofobe forbindelser (log oktanol-vann-fordelingskoeffisienten (K 'OW)> 5,3), mens mer polare forbindelser (log K' OW <0,70) ble bedre opptas av POCIS A, POCIS B og SDB-RPS disk (figur 4). R 'S -1), K 'PW (l kg-1), og ligningene (m.ekv.) Kan benyttes til beregning av konsentrasjoner i feltprøver for de enkelte plantevernmidler (tabell 1) 22.

Figur 4
Figur 4. K OW vs passiv prøvetaker type. Box-Whisker-Tomter enkelte plantevernmidler som er tatt opp av silikongummi (n = 86), polare organiske kjemiske integrerende sampler (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), SDB-RPS disk (n = 65), og C-18 disk (n = 54) i forhold til deres oktanol-vann-fordelingskoeffisienten (K OW). Note: Plantevernmidler ble bare inkludert hvis bety plantevernmiddel konsentrasjonen i passiv sampler ble større enn 0,1% i forhold til gjennomsnitts pesticide konsentrasjonen i vannet. (Modifisert fra Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Karakterisering av fem passive prøvetakere for overvåking av plantevernmidler i vann, 1-11, Copyright (2015), med tillatelse fra Elsevier .) 22 klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

For kvalitetskontroll, som standard prosedyre, laboratorie blanks, deteksjonsgrenser (LOD), inngang, og repeterbarhet ble undersøkt 23. Noen plantevernmidler ble påvist i de blanke prøvene ved lave konsentrasjonsnivåer. Lods ble satt som verdien av det laveste punkt på kalibreringskurve som oppfyller kriteriene for et signal til støyforhold på 3. De gjennomsnittlige lods var 8,0 pg absolutt injisert på kolonnen for silikongummi, 1,7 pg absolutt for POCIS-A, 1,6 pg absolutte for POCIS-B, 3,0 pg absolutt for SDB-RPS disk, og 1,6 pg absolutt for C 18 disk. Alle konsentrasjoner ble korrigert av piggete IS blanding. Gjennomsnittlig metode inngang basert på piggete passive prøver av de native plantevernmidler (n = 3) var 68%, 110%, 92%, 89% og 70% for silikongummi, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk og C 18 disk, respektivt. Den gjennomsnittlige repeterbarhet for individuelle plantevernmidler (n = 10) var 19%, 20%, 16%, 33% og 36% for silikon gniber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS disk og C 18 disk, henholdsvis.

De fleste plantevernmidler hadde en kort lineær opptakskurven (5 til 10 dager) og likevekt etter 26 dager, dvs. 89 av 124 for silikon gummi, 97 124 for POCIS-A, 99 av 124 for POCIS-B, 32 124 for SDB-RPS disk og 36 fra 124 til 18 C disk. Derfor, for de fleste pesticider en log K 'PW kan bli beregnet (tabell 1). Dersom et preparat ikke i likevekt, en log K 'ble PW antatt å være høyere enn den beregnede log K' PW for ekvilibreringen fase. Median R 'S (L dag -1) var 0,86 for silikongummi, 0,22 for POCIS-B, 0,18 for POCIS-A, 0,05 for SDB-RPS disk og 0,02 for C 18 disk. Den høye R 'S for silikongummi kan forklares med den høyere sorbent Masse (M p) av silikongummi (sm.p. (m p = 0,22 til 0,58 g). Median log K PW (l kg-1) var 4,78 for POCIS-B, 4,56 til POCIS-A, 3,17 til SDB-RPS disk, 3,14 for silikongummi og 2,71 for C 18 disk. Forskjeller kan forklares ved forskjellige overflateområder (a P) som var høyere for POCIS-A og POCIS-B (et p = 1,78 x 10 6 cm 2 og 2,82 x 10 6 cm 2, henholdsvis) sammenlignet med silikongummi (en p- = 457 cm2), SDB-RPS disk og C 18 disk (et p = 35 cm 2 for begge). Det er viktig å merke seg at R 'S kan variere mellom forskjellige kalibreringsmetoder og typen passiv sampler, og dermed er det et behov for å definere standardiserte protokoller for kalibrering 25.

Denne studien ble utført ved hjelp av statisk depletion som har fordel å ha et enkelt oppsett med mange gjentak, men konsentrasjonen utarming over tid må vurderes. Fremtidige opptak studier bør utføres med gjennomstrømningseksponerings tanker med konstant eksponeringskonsentrasjoner eller in-situ under realistiske feltdistribusjonsforhold 19. Naturlig vann ble brukt i laboratoriekalibrerings eksperimentene, men kan DOC ha en innflytelse på bestemmelsen av samplingsfrekvens. 19 Videre er bruken av ytelse og referanseforbindelser (PRCS), som er delte, til de passive prøvetakere før utplassering, kan brukes til å beregne in-situ opptak priser og gir mulighet for mer nøyaktige beregninger av TWA konsentrasjoner. 26

Loggen K PW av silikongummi og C-18 disk viste en signifikant positiv korrelasjon med log K OW (Spearmans rho = 0,53 og 0,48, henholdsvis; p <0,0001).For log R S verdier, ble en signifikant positiv korrelasjon bare funnet mellom log R S og log K OW av silikongummi (Spearmans rho = 0,56, p <0,0001). Generelt har K-OW vist seg å være en god parameter for å forutsi anvendeligheten i passiv sampler for spesifikke målforbindelsene 14,27. En rekke forskjellige plantevernmidler ble undersøkt i denne studie med en log K-OW i området fra -2,6 til 7,0. Generelt, de fem testede passive prøvetakere var i stand til å samle plantevernmidler med et bredt spekter av ulike K OW for silikongummi (K OW = 0,70 - 7,0), POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , SDB-RPS disk (-1,2 - 4,7) og C 18 disk (01.03 til 05.03) (figur 4). Våre resultater viste at silikongummi er mer egnet for hydrofobe forbindelser (log K OW> 5,3), mensflere polare forbindelser (log K OW <0,70) ble bedre opptas av POCIS A, B og POCIS SDB-RPS disk (figur 4).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Methanol Merck Millipore 1.06035.2500
Acetonitrile Merck Millipore 1.00029.2500 
Acetone Merck Millipore 1.00012.2500
2-propanol Merck Millipore 1.00272.2500
Dichloromethane Merck Millipore 1.06054.2500
Ammoniak Merck Millipore 1.05428.1000 Purity 25%
Formic acid Sigma-Aldrich 94318-50ML-F Purity ~98%
Ethyl acetate  Sigma-Aldrich 31063-2.5L for pesticide residue analysis
Petroleum ether  Sigma-Aldrich 34491-4X2.5L for pesticide residue analysis
Acetic acid  Sigma-Aldrich 320099-500ML Purity ≥99.7%
Cyclohexane  Fisher Chemicals C/8933/17 for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml Supelco 57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm Supelco 66883-U Passive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm Supelco 66886-U  Passive sampler
POCIS-A  EST POCIS-HLB Passive sampler
POCIS-B EST POCIS-Pesticide  Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranes EST PES
Silicone rubber sheet Altec 03-65-4516 Passive sampler
Agilent 5975C Agilent Technologies 5975C GC-MS
HP-5MS UI J&W Scientific HP-5MS Analytical column for GC-MS
Agilent 6460 Agilent Technologies 6460 HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata C18–E Online SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size Phenomenex Strata X Online SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18 Agilent Technologies Zorbax Eclipse Plus C18 Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 ml Biotage 120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm Ejot & Avdel 951222

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19, (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216, (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32, (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23, (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39, (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158, (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218, (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22, (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41, (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159, (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43, (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24, (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32, (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159, (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40, (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31, (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49, (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93, (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2, (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2, (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics