Un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire à base de tissus chez les souris

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Summary

Nous présentons un modèle de lésion de la moelle épinière à base de déplacement tissulaire qui peut provoquer une lésion de la moelle épinière persistante et cohérente chez les souris adultes.

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Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W., Shields, L. B., Shields, C. B., Xu, X. M. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (124), e54988, doi:10.3791/54988 (2017).

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Abstract

La production d'une lésion contusive cohérente et reproductible de la moelle épinière (SCI) est essentielle pour minimiser les variabilité comportementale et histologique entre les animaux expérimentaux. Plusieurs modèles SCI contusifs ont été développés pour produire des blessures en utilisant différents mécanismes. La gravité du SCI repose sur la hauteur d'un poids donné, de la force de blessure ou du déplacement de la moelle épinière. Dans l'étude en cours, nous introduisons un nouveau dispositif SCI contourant la souris, l'impacteur à l'instrument du système de lésion de Louisville (LISA), qui peut créer un SCI à déplacement avec une forte vitesse de blessure et une précision. Ce système utilise des capteurs de distance laser combinés avec un logiciel avancé pour produire des blessures graduées et hautement reproductibles. Nous avons effectué une SCI contusive au 10ème niveau vertébral thoracique (T10) chez la souris pour démontrer la procédure étape par étape. Le modèle peut également être appliqué aux niveaux cervical et lombaire de la colonne vertébrale.

Introduction

La lésion de la moelle épinière (SCI) la plus fréquente chez les humains est une SCI 1 contusive. Pour étudier les mécanismes de lésions et les différentes stratégies thérapeutiques suivant SCI, un modèle SCI contusif précis, cohérent et reproductible chez les rongeurs est nécessaire.

De nombreux modèles de blessure contusive de la moelle épinière avec divers mécanismes de production de blessures ont été utilisés dans les recherches expérimentales SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Trois modèles SCI contusifs - plus précisément, l'impact de l'Étrémière New York de New York (NYU) / Multicenter Animal Spain Cord Injury Studies (MASCIS) impactor 3 , 6 , l'équipement de l'Impact State / OIC électromagnétique SCI de l'Université de l'Ohio (OSU) (ESCID) 5 , 7 , unD l'Impactor Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - sont largement acceptés dans le domaine de recherche SCI. L'impacteur NYU / MASCIS ou un équivalent produit une blessure en laissant tomber un poids fixe de différentes hauteurs sur la moelle épinière cible pour créer de multiples sévérités 3 , 6 . L'OSU / ESCID provoque des blessures en induisant un déplacement de tissu 5 , 7 . L'impacteur IH produit des blessures en appliquant différentes forces à la moelle épinière 4 , 8 . Chaque élément de frappe utilise une vitesse différente, qui est un paramètre important qui influe sur les résultats de blessure. L'appareil NYU / MASCIS génère des vitesses allant de 0,33 à 0,9 m / s. Le dispositif IH a une vitesse maximale de 0,13 m / s 4 . L'élément de frappe OSU / ESCID a une vitesse fixe de 0,148 m / s 5 . Notamment, les vitesses desLes modèles se sont inférieurs à ceux observés dans les vitesses cliniques, qui dépassent habituellement 1,0 m / s 9 .

Ici, nous introduisons un nouveau dispositif SCI contusif basé sur le déplacement, appelé l'appareil du système de lésion de Louisville (LISA), pour produire des SCI chez des souris à forte vitesse d'impact 10 . Ce système comprend un stabilisateur vertébral, qui stabilise fermement la vertèbre au site de la blessure, permettant la production d'un SCI constant et reproductible. Le capteur laser de l'appareil assure la détermination précise du déplacement des tissus et la sévérité résultante du SCI. La vitesse du plongeur au point de contact avec la moelle épinière peut être ajustée de 0,5 à 2 m / s. Ces paramètres de blessure répliquent étroitement les SCI traumatiques cliniquement.

Protocol

Toutes les procédures chirurgicales et de manipulation des animaux ont été effectuées comme approuvé dans le Guide pour la prise en charge et l'utilisation des animaux de laboratoire (Conseil national de recherches) et les Directives du Comité de soins et de soins pour animaux institutionnels de l'École de médecine de l'Université de l'Indiana.

1. Préparation de l'animal et réalisation de la laminectomie spinale T10

  1. Stériliser les instruments chirurgicaux et le stabilisateur de la colonne vertébrale dans un autoclave. Nettoyez la table d'opération chirurgicale. Réchauffer un coussin chauffant à 37 ° C. Placez le coussin chauffant sur la table d'opération et recouvrez-le avec des rideaux chirurgicaux stériles. Utiliser une technique stérile tout au long de l'opération.
  2. Utiliser des souris adultes C57 / 6J adultes à 10 semaines pour cette étude. Anesthésier chaque animal avec une injection intrapéritonéale (ip) d'un mélange de kétamine (87,7 mg / kg) et de xylazine (12,3 mg / kg). Confirmer l'anesthésie complète en ne provoquant aucune réponse à une stimulation par nociception induite par pincement de patte. Ng>
    1. Administrer par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,01-0,05 mg / kg), un agent analgésique et du carprofène (5 mg / kg), un médicament anti-inflammatoire non stéroïdien.
  3. Raser les cheveux sur la colonne vertébrale thoracolombaire à l'aide d'une tondeuse électrique. Nettoyer la peau avec une solution de betadine et 70% de lingettes d'alcool.
  4. Appliquer une pommade ophtalmique aux cornées pour protéger les yeux du séchage pendant la chirurgie.
  5. Avec un scalpel, faites une incision cutanée de la ligne médiane de 1,5 cm sur le dos de l'animal pour exposer les lames vertébrales thoraciques du 9 au 11. Poussez le tissu adipeux sous-cutané de manière rostrale. Dissectionnez les muscles paraspales des processus épineux et des lames, vers les facettes latérales de chaque côté.
  6. Placez la souris sur la goulotte en forme de U du stabilisateur ( figure 2A Et 2B ). Serrer bilatéralement les bras en acier inoxydable sous les facettes exposées de la vertèbre T10 (G "> Figure 4A) et serrer à l'aide des vis à vis fixées aux bras ( Figure 2A ).
  7. Supprimez le processus épineux T10 et la lamina (laminectomie) en utilisant un micro-rongeur qui expose la dure-mère au-dessus de la moelle épinière ( Figure 4B ).

2. Effectuer la blessure par contournement T10 à l'aide de l'Impactor LISA

  1. Tournez le bouton du régulateur de pression sur le réservoir d'azote pour régler l'azote comprimé à 20 PSI ou 138 kPa ( Figure 1A ) pour cette étude.
    REMARQUE: la pression est réglable de 10-120 PSI. Une pression plus élevée entraînera un impact de vitesse plus élevé. La pointe du dispositif SCI avec un diamètre de 1,2 mm est conçue pour les souris, et la pointe avec un diamètre de 2,2 mm est conçue pour les rats. En changeant de souris en rats, la pointe de plus grand diamètre peut être formée en ajoutant une bague à la pointe de métal (id 1.2 mm / od 2.2 mm). Nous avons utilisé la pointe de 1,2 mm dans cette souris SCI sTudy. Stériliser la pointe SCI avant utilisation.
  2. Allumez l'ordinateur pour démarrer le logiciel. Bouton poussoir 1 ( Figure 1B ) pour activer la pointe de l'impacteur dans une position complètement étendue ( Figure 3A -1 ).
    REMARQUE: La fonction du bouton 1 est d'activer ou de désactiver manuellement le vérin pneumatique.
  3. Placez le conteneur en U avec la souris sur le plateau ( Figure 2B ). Fixez l'étape en place en serrant les vis à main du support ( Figure 2B ).
  4. Dans la zone "SET ZERO LEVEL" (vert), réglez le niveau zéro, avec un capteur laser mesurant la distance à l'extrémité du plongeur complètement étendu, en cliquant sur le bouton "START READING" ( Figure 3A ). La distance sera affichée dans le paramètre "Gamme" dans cette zone ( Figure 3A ). Cliquez sur le bouton "SET ZERO" ( p. Ex., 8,951 mm, illustré à la figure 3A ).
  5. Bouton poussoir 1 ( Figure 1B ) pour retirer la pointe de l'impact ( Figure 3B -1 , indiquée par une flèche supérieure) et déverrouiller la vis de fixation 1 ( Figure 2B ). Tirez la vis vers la bonne position ( Figure 3B -1 , indiquée par une flèche latérale) pour déplacer la pointe du chemin du faisceau laser et tournez la vis à 90 ° dans le sens des aiguilles d'une montre pour verrouiller la vis.
  6. Déplacez le stade en ajustant les micro-conducteurs frontal et latéraux ( Figure 1C ) pour viser le faisceau laser sur le centre de la moelle épinière exposée. Une fois que l'emplacement de la blessure est ciblé, mesurez la distance du tissu en cliquant sur le bouton "START READING" sous "SET BUGER LEVEL "zone (bleu) ( Figure 3B et 3B-1 ).
  7. Réglez lentement la distance entre le capteur et la moelle épinière via le micro-conducteur vertical ( Figure 1C ) pour atteindre le paramètre de déplacement souhaité ( p. Ex., 0,500 mm, indiqué dans la case "Injury") dans la zone "SET NERVEUR" (Bleu) ( figure 3B ).
    1. Lorsque le déplacement de blessure souhaité est atteint, enregistrez la distance du tissu ( p. Ex., 8,451 mm, illustré dans la boîte de paramètres "Plage") ( Figure 3B ). Définir le déplacement souhaité (blessure) = distance de pointe (zéro) - distance tissulaire (plage) ( figure 3B ). Lorsque la blessure souhaitée ( par exemple, un déplacement de tissu de 0,500 mm) est atteinte ( Figure 3B ), cliquez sur le bouton "SET BUGER" sous la zone "SET BUGER NIVEAU" pourRégler la blessure.
  8. Tournez la vis 1 à 90 ° dans le sens inverse des aiguilles d'une montre pour déverrouiller la vis, enfoncez la pointe d'impact dans la trajectoire du faisceau laser ( Figure 3C -1 , direction indiquée par une flèche) et verrouillez la Vis 1 en la tournant 90 ° dans le sens des aiguilles d'une montre.
  9. Cliquez sur le bouton Exécuter sous la zone rouge "RUN EXPERIMENT" ( Figure 3C ) pour exécuter l'impact. Les cases de paramètres dans cette zone montrent les temps de blessure, la force (mV), la vitesse (m / s) et le déplacement de blessure (mm) ( Figure 3C ).
  10. Une fois que toutes les données sur les blessures sont enregistrées et enregistrées, retirez le bac en U avec la souris de la scène. Confirmer visuellement la lésion de la moelle épinière sous un microscope chirurgical ( Figure 4C ).
  11. Suturer les muscles paravertébraux, le fascia superficiel et la peau en utilisant une suture continue avec de la soie 3-0 (Henry Schein, 776-SK).
  12. Injecter leE animal avec 1 ml de solution saline à 0,9% par voie sous-cutanée pour l'hydratation et placez-le sur un tampon à température contrôlée jusqu'à ce que la conscience complète soit retrouvée. Placez la souris dans une cage avec des aliments et de l'eau accessibles.
  13. Pour les soins post-opératoires, exprimer manuellement la vessie jusqu'à ce que la vomissement spontané de la vessie revienne. Pour l'analgésie, injecter Buprenorphine (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / jour pendant 2 jours. En cas d'infection à la vessie, injecter Baytril (SQ, 5-10 mg / kg dans 0,1 mL, 1 dose par jour) pendant 7 à 10 jours. Si une infection régionale / systémique se produit, injecter Gentamycine (SQ, 5-8 mg / kg, dilué dans 1 ml de solution saline stérile, toutes les 8 à 12 h) pendant 4 jours.
  14. Retirez les fils de suture à 14 jours après la SCI.
  15. Le 42ème jour après la blessure, les souris seront sacrifiées par perfusion. Après une anesthésie appropriée à 1,2, ils seront perfusés avec 30 ml (0,01 M) de solution salée tamponnée au phosphate (PBS) et 30 ml de paraformaldéhyde à 4% dans du PBS 0,01 M. Un centimètre de la moelle épinière, y compris l'épopée de la lésionEntrée sera collectée et traitée pour la section et l'analyse histologique.

Representative Results

Ce dispositif se compose de cinq composants principaux: (1) un corps avec une pointe d'impact ( Figure 1C ), (2) un ordinateur avec logiciel ( Figure 1B ), (3) un boîtier de commande électrique ( Figure 1B ), (4) a Stabilisateur vertébral ( figure 2A ), et (5) air comprimé pour le système de commande pneumatique ( figure 1A ). Pour induire un déplacement précis des tissus, le système repose sur un capteur laser pour mesurer la distance entre le plongeur complètement étendu et la surface dorsale ciblée de la moelle épinière. Le logiciel prend en compte l'épaisseur de 4 mm de la pointe en raison du fait que le rayon laser n'atteint la surface réfléchissante de l'élément de frappe ( figure 2B et figure 3A -1 ). Il existe deux positions auxquelles la pointe du piston peut être placée: (1) iN le trajet du faisceau laser ( Figure 3A -1 ) ou (2) dans une position latérale à l'écart du faisceau laser ( Figure 3B -1 ). Lorsque le plongeur est dans le chemin du faisceau laser ( Figure 3A -1 ), il mesure la distance de la pointe de l'impact et surveille la vitesse de la pointe de l'impacteur pendant le mouvement entre l'extension et la rétraction. Lorsque le plongeur est en position latérale à l'écart du trajet du faisceau laser ( Figure 3B -1 ), on mesure la distance entre le laser et la moelle épinière.

La stabilisation de la vertèbre T10 à l'aide de notre stabilisateur vertébral est une composante intégrale de la procédure ( Figure 2A ) 10 , 11 . Des mesures de distance fiables utilisant le capteur laser dépendent de la sCapacité de la cible, qui peut être déformée si le mouvement est présent. Pour déterminer la précision et la cohérence de ce système, 8 souris ont été soumises à des blessures par déplacement de 0,5 mm. Ces animaux ont montré une variabilité de déplacement de ± 0,001 mm (± DE), ce qui indique que le système est très précis et reproductible. La figure 4 démontre la vertèbre cible immobilisée dans le stabilisateur ( Figure 4A ) et la moelle épinière T10 exposée avant ( Figure 4B ) et après contusion ( Figure 4C ) sous un microscope chirurgical.

La pression de l'air comprimé contrôle la vitesse de l'élément de frappe au moment de la blessure. Nos données démontrent que la vitesse d'impact est de 0,81 ± 0,0345 m / s (moyenne ± DE) à une pression de 138 kPa. Le bouton ( Figure 1B ) sur les contrôles de la boîte électriqueLa durée du contact du cordon (temps de séjour) suite à la blessure, et il peut être réglé entre 0 et 5 000 ms. Le temps de maintien du cordon de pointe dans la plupart des expériences est fixé à 0,32 ± 0,0147 s (moyenne ± DE) ( Figure 5 ). À l'aide de cet appareil, des blessures contusives dépendantes de la gravité peuvent être produites avec des déplacements tissulaires de 0 mm (contrôle simulée), 0,2 mm (blessure légère), 0,5 mm (blessure modérée) et 0,8 mm (blessure grave) chez la souris adulte ( figure 6 ).

Figure 1
Figure 1: L'appareil du système de lésions de Louisville (LISA). ( A ) Le système comprend un élément de frappe, un système de contrôle et une source d'air comprimé. ( B ) Le système de contrôle comprend une boîte de commande et un ordinateur portable. Le logiciel et les boutons de commande de la boîte de contrôle permettent à l'utilisateur de créerLish les paramètres de blessure. ( C ) Le capteur laser est le composant clé de l'appareil et mesure la position de la cible de blessure, la distance entre la moelle épinière et le capteur et la vitesse de blessure. Le mouvement rapide et descendant de la pointe d'impact est alimenté par de l'air comprimé. L'emplacement de la blessure et la sévérité du déplacement des tissus sont ajustés par des microdrivers, qui contrôlent le mouvement en trois dimensions. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2: Le stabilisateur et le support de la souris. ( A ) Le stabilisateur de la colonne vertébrale se compose d'un creux en forme de U et de deux bras métalliques pour maintenir la vertèbre de la souris. ( B ) Le stabilisateur est ensuite monté sur le dispositif de frappe. TLa ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

figure 3
Figure 3: méthode pour produire une SCI contusante. ( A - C ) Le logiciel de l'interface utilisateur graphique (GUI) avec trois paramètres / zones de blessure est affiché. ( A , A-1 ) La zone verte (SET ZERO LEVEL) étalonne la distance de la pointe du piston. La ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. ( B , B-1 ) La zone bleue sert à régler le niveau de blessure (SET NUITE DE BLESSURE). L'élément de frappe est soulevé et déplacé latéralement sur le côté droit pour permettre au faisceau laser d'atteindre la surface dorsale de la moelle épinière pour régler le niveau zéro. La ligne rouge indique le laser b Eam Path. ( C , C-1 ) Avant l'impact, la pointe est déplacée sur le chemin du faisceau laser pour exécuter la blessure (RUN). Les paramètres de blessure sont dans la zone rouge (RUN EXPERIMENT). La ligne rouge indique le chemin du faisceau laser. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4
Figure 4: Exposition et évaluation des blessures. ( A ) Les bras métalliques du stabilisateur de la colonne vertébrale stabilisent la vertèbre T10. ( B ) laminectomie T10 pour exposer la moelle épinière, avec les vaisseaux dorsaux clairement vus. ( C ) La contusion induite par l'impact (flèche) sur la surface dorsale de la moelle épinière confirme la blessure. Barre d'échelle = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "> Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5
Figure 5: Paramètres de blessure. Les paramètres de blessure constants comprennent le déplacement des tissus (mm), la vitesse de blessure (m / s) et le (s) moment (s) d'arrêt de la pointe. N = 8, moyenne ± SD. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6
Figure 6: Évaluation histologique. Les sections représentatives de la moelle épinière, colorées avec Cresyl Violet et Eosin, montrent des blessures dépendantes de la sévérité après ( A ) simulée (0 mm), ( B ) doux (0,2 mm), ( C D
) sévères (0,8 mm) à T10 à l'aide du dispositif LISA. Les images ont été prises lors de l'épicentre des blessures. Barre d'échelle = 500 μm. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

En 1911, Allen a décrit le premier modèle de perte de poids en utilisant un poids fixe pour induire des blessures sur les cordes épinaires exposées aux chiens 12 . Des modèles de perte de poids similaires ont été développés en fonction du modèle Allen, y compris l'élément de frappe NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . En plus du modèle de perte de poids, d'autres dispositifs SCI ont été créés. Le modèle OSU / ESCID 5 , 7 utilise un mécanisme de déplacement des tissus pour contrôler la gravité des blessures, et le modèle IH 4 , 8 utilise la force pour créer un SCI graduable. Dans ces systèmes, la stabilisation vertébrale est obtenue en serrant les processus épineux rostral et caudal au site de blessure. Ces appareils utilisent des vitesses de blessure faibles, en particulier 0,33 à 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID)Et 0,13 m / s (IH). La stabilisation des processus épineux rostral et caudal peut provoquer une flexibilité de la colonne vertébrale et un mouvement de la colonne vertébrale pendant l'impact, ce qui peut affecter la précision des blessures.

La méthode LISA tente de surmonter les faiblesses des modèles existants, en particulier en ce qui concerne l'instabilité de la colonne vertébrale et une faible vitesse de blessure. Cette méthode utilise la stabilisation bilatérale des facettes et évite les artefacts de mouvement associés à la blessure. Ce dispositif utilise une vitesse d'impact élevée qui peut être réglée entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . Le capteur laser est plus avancé que le Vibreur Ling utilisé dans le modèle ESCID et mesure précisément la distance de la surface de la moelle épinière sans nécessiter aucun contact tissulaire. Le modèle a été développé à l'origine pour produire un rat SCI, et il a maintenant été adapté pour produire SCI sur les souris et sur les primates non humains 16 , avec des modifications.

Spine stL'abilisation réduit la variabilité de toutes les méthodes SCI expérimentales, en particulier dans les modèles de déplacement tissulaire. Le capteur de distance laser détermine l'ampleur du déplacement tissulaire de la moelle épinière pendant les mouvements respiratoires. Il est important que le point de la moelle épinière sur lequel le laser soit focalisé soit le point identique frappé par l'élément de frappe. Cette étape s'effectue pendant l'étape d'étalonnage ( Figure 3 ), lorsque la pointe de l'impact et le faisceau laser sont alignés. Une faiblesse potentielle de ce modèle est que l'ampleur du déplacement des tissus est mesurée à partir de la surface dural. Bien que l'épaisseur de la dure dure constitue une différence négligeable entre les animaux, une variabilité significative peut exister dans l'espace sous-arachnoïdien rempli de liquide céphalo-rachidien (LCR). La variabilité dans les résultats de blessure peut se produire lors de la production d'une blessure à contusion très légère en utilisant un petit déplacement de tissu. Dans l'ensemble, la cohérence de la blessure dépend principalementSur la précision du déplacement des tissus et aussi sur la vitesse et le temps de contact des tissus du plongeur.

La gamme de déplacement des tissus est large (précision: 0-10 ± 0.005 mm). Sur la base de données pilotes antérieures et d'informations publiées dans les rongeurs et les primates non humains, un déplacement de 20% du diamètre antéro-postérieur du SC produit un SCI doux, un déplacement de 30 à 40% produit un SCI modéré et un déplacement de> 50% Produit des SCI sévères à une vitesse de 1 m / s. Il y aura de légères différences selon les espèces animales. Le temps de séjour est réglable de 0 à 5 s en utilisant un relais temporel. Dans notre étude, le temps de séjour a été fixé à 300 ms. Cela peut être facilement ajusté pour reproduire les temps de fonctionnement d'autres périphériques SCI, y compris les modèles NYU et IH.

En résumé, nous avons développé un modèle de SCI contusif à base de déplacement chez la souris adulte. Le modèle utilise un stabilisateur en U pour stabiliser les facettes bilatérales de la colonne vertébrale, en évitant le cordonObjets de mouvement associés à la mesure guidée par laser de la surface du cordon. Ce modèle peut produire des lésions de cordon à grande vitesse de 0,5 à 2 m / s. Le capteur laser est plus précis que la méthode conventionnelle pour déterminer la vitesse et la distance à la surface d'impact. Le modèle peut provoquer des lésions de la moelle épinière à tous les niveaux, de légère à sévère. Lorsqu'il est modifié, cet appareil peut également produire des blessures chez les rats et les grands animaux, comme les primates non humains.

Disclosures

Christopher B. Shields, MD est propriétaire du système Louisville Injury System Apparatus (LISA) produit par Louisville Impactor System, LLC.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu en partie par NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Prix ​​de révision du mérite I01 BX002356 du US Department of Veterans Affairs; Craig H Neilsen Foundation 296749; Fondation de recherche sur les lésions cérébrales de l'Indiana et Fonds de dotation Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); L'État de l'Indiana ISDH 13679 (XW); Et la Fondation NeuroCures.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine Patterson Veterinary 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 Anesthetic agent
Buprenorphine(0.03 mg/mL) Patterson Veterinary 07-891-9756 Pain relief agent
Carprofen Patterson Veterinary 07-844-7425 antibiotic agent
Purdue Products Betadine Surgerical Scrub Fisher Scientific 19-027132 for sterilizing skin
Dukal Gauze Sponges Fisher Scientific 22-415-490 for sterilizing skin
Decon Ethanol 200 Proof Fisher Scientific 04-355-450 for sterilizing skin
1 mL NORM-JECT HENKE SASS WOLF D-78532 for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection
10 mL Syringe TERUMO REF SS-10L for saline injection
Artificial Tears Eye Ointment Webster Veterinary 07-870-5261 provent eyes from dry
Antiobiotic Ointment Webster Veterinary 07-877-0876 provent surgery cut from infection
Cotton Tipped Applicators Fisher Scientific 1006015 stop bleeding
Instrument Sterilizer Fine Science Tools 18000-50 for sterilizing surgery tool
Fine Forceps Fine Science Tools 11223-20 grasp tissue
Scalpel Fine Science Tools 10003-12 skin cut
Scalpel Blade #15 Fisher Scientific 10015-00 skin cut
Hemostat Fine Science Tools 13004-14 stop bleeding
Rongeur Fine Science Tools 16021-14 laminectomy
Agricola Retractor Fine Science Tools 17005-04 keep the surgery view open
Fine scissors Fine Science Tools 14040-10 for muscle seperated from spine
Sterile sutures Fine Science Tools 12051-10 skin closure
Mouse Vertebral stabilizer Louisville Impactor System N/A Stabilize and expose the vertebra
LISA Louisville Impactor System N/A Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice

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References

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