Manipulação de único-molécula de G-quadruplexes por pinça magnética

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Biochemistry

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Summary

Uma plataforma de único-molécula magnética pinças para manipular G-quadruplexes é relatada, o que permite o estudo da estabilidade de G4 e regulamento por várias proteínas.

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You, H., Le, S., Chen, H., Qin, L., Yan, J. Single-molecule Manipulation of G-quadruplexes by Magnetic Tweezers. J. Vis. Exp. (127), e56328, doi:10.3791/56328 (2017).

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Abstract

Estrutura secundária não-canônicos do ácido nucleico que g-quadruplexes (G4) estão envolvidos em diversos processos celulares, tais como a replicação do DNA, transcrição, processamento de RNA e alongamento do telômero. Durante estes processos, várias proteínas ligam e resolver estruturas G4 para desempenhar a sua função. Como a função do G4 muitas vezes depende da estabilidade de sua estrutura dobrada, é importante investigar como proteínas obrigatórias do G4 regulam a estabilidade do G4. Este trabalho apresenta um método para manipular o único G4 moléculas usando uma pinça magnética, que permite estudos do Regulamento das proteínas de ligação G4 em uma única molécula de G4 em tempo real. Em geral, este método é adequado para uma ampla gama de aplicações em estudos para interações de proteínas/ligantes e regulamentos sobre várias estruturas secundárias DNA ou RNA.

Introduction

Quatro-hélice do DNA ou RNA G4 estruturas desempenham um papel crítico em muitos processos biológicos importantes1. Muitas proteínas envolvidas no G4 vinculação e regulamento, incluindo proteínas obrigatórias do telômero (telomerase, POT1, RPA, TEBPs, TRF2)1,2, fatores de transcrição (nucleolin, PARP1)3, proteínas (hnRNP A1, de processamento de RNA hnRNP A2)4, helicases (BLM, FANCJ, RHAU, AVI, Dna2, Pif1)5e replicação de DNA relacionadas com proteínas (Rif1, REV1, PrimPolymerase)6. Emperramento da proteína pode estabilizar ou desestabilizar estruturas G4; assim, regula as funções biológicas subsequentes. A estabilidade do G4 foi medida por térmica fusão usando radiação ultravioleta (UV) ou de métodos de Dicroísmo circular (CD)7. No entanto, tais condições não são fisiológicas relevantes e são difíceis de aplicar para estudar os efeitos de ligação a proteínas7.

O rápido desenvolvimento em tecnologias de manipulação do único-molécula permitiu estudos de dobramento e desdobramento de uma biomolécula, tais como um DNA ou uma proteína, a um nível único-molécula com resolução nanômetros em tempo real8. Microscopia de força atômica (AFM), pinça óptica e pinças magnéticas são os mais comumente usados métodos de manipulação de único-molécula. Comparado a AFM e pinça óptica9, pinça magnética permite medições estáveis de dobradura-revelação dinâmica de uma única molécula de dias usando uma técnica do ADS10,11.

Aqui, uma plataforma de manipulação do único-molécula usando uma pinça magnética para estudar a regulação da estabilidade do G4 por proteínas de ligação é relatado12,13. Este trabalho descreve as abordagens básicas, incluindo a preparação de amostra e fluxo de canal, a instalação de uma pinça magnética e a calibração de força. O controle de força e os protocolos do ADS como descrito no passo 3 permitem medições em longo tempo sob diversos controles de força, tais como a força constante (braçadeira de força) e constante carregando taxa (força-rampa) e medição de força-salto. O protocolo de calibração de força descrito na etapa 4 permite a calibração de força do < 1 µm curto baraços ao longo de uma vasta força variam até 100 pN, com um erro relativo dentro de 10%. Um exemplo de regulamento da estabilidade do RNA Helicase associado com AU-rico elemento (RHAU) helicase (alias DHX36, G4R1) que tem um papel essencial na resolução de que RNA G4 é usado para demonstrar as aplicações desta plataforma13.

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Protocol

1. preparação de DNA G4 para único-molécula esticão

  1. Prepare 5 '-tiol rotulado e 5 '-biotina etiquetado dsDNA alças por PCR usando polimerase DDNA em um modelo de ADN do fago lambda usando 5 '-tiol e 5 '-biotina as primeiras demão 14 ( Figura 1). As duas alças de dsDNA tem alto teor de GC (> 60%) para evitar DNA derretendo quando o DNA é realizada em altas forças ou durante a distensão excessiva DNA transição 15.
  2. Produtos de PCR purify usando um kit de purificação comercial e digest com enzima de restrição BstXI de acordo com o fabricante ' protocolo de s.
  3. G4 ligate formando ssDNA e flanco ssDNA e dsDNA alças usando T4 DNA ligase de acordo com o fabricante ' protocolo s. Purificar o produto ligado por extração de gel usando um kit de purificação comercial de acordo com o fabricante ' protocolo de s.

2. Preparação do canal de fluxo

  1. lamela limpeza e superfície functionalization
    1. lugar inferior lamelas (#1.5, 22 mm × 32 mm) e lamelas superiores (#1.5, 20 x 20 mm) em vidro de tampa frascos (cada frasco pode segurar 7 peças de lamelas, de coloração o volume é ~ 20 mL). Enxagúe as lamelas nos vidrinhos com água destilada, 2 - 5 vezes.
    2. Add ~ 20 mL da solução de detergente de 5-40% em cada frasco e coloc então em um banho de limpeza ultra-sônica de 30 min. Enxágue com água destilada para > 10 vezes para remover o detergente.
    3. Secar as lamelas nos frascos no forno (~ 150 ° C; Cuidado, quente), ou pelo gás de 2 N. Armazenar as lamelas top secas em um armário seco.
    4. Plasma de uso (O gás de 2) para limpar as lamelas na jarra por 10 min. Durante o 10 min, prepare-se 20 mL da solução a 1% (3-aminopropil) triethoxysilane (APTES) em metanol (cuidado, tóxico/inflamável). Usar uma coifa química para dissolver APTES em metanol.
      Nota: Evite a umidade ao armazenar a solução APTES. APTES velho muitas vezes causa problema na superfície funcionalização de lamelas.
    5. Imediatamente após o plasma limpeza, adicionar todas da solução APTES 1% para os vidrinhos e incubar por 1 h. Despeje os resíduos para a garrafa de resíduos específico para 1% metanol APTES. Execute as etapas relacionadas com metanol a coifa para produtos químicos inflamáveis.
    6. Lavar os potes de uma vez com metanol e > 10 vezes com água destilada e em seguida seco pelo forno (~ 150 ° C; Cuidado, quente). Armazenar as lamelas de fundo APTES revestido em um armário seco senão na utilização por até duas semanas.
      Nota: Após cada etapa sub de 2.1.1 a 2.1.4, o processo de limpeza pode ser pausado antes da próxima etapa.
  2. Montar o canal de fluxo
    1. preparar dois " espaçadores ", ou seja, parafilm ou dobro-lado fita (~ 4 mm × 20mm) para cada canal. Coloque os dois pedaços de espaçadores sobre uma lamela inferior ao longo da borda longa. Coloque o espaçador, formando uma célula de fluxo entre uma lamela superior (~ área 10 mm × 20mm, Figura 2A , B).
    2. Se parafilm é usado como um espaçador, coloque o canal do fluxo sobre um aquecedor (60-120 ° C; Cuidado, quente) por 5-10 s pressionando suavemente os lados da lamela superior para unir as duas lamelas por parafilme. O canal de fluxo resultante tem uma altura de ~ 100 µm, e desse modo o volume do canal é ~ 20 µ l.
    3. Selar a borda longa do canal com cola de silicone para evitar fugas. Use cola de silicone para fazer uma pequena estrutura de pia em cada borda aberta do canal de fluxo, que serve como uma entrada e uma saída da solução.
      Nota: A entrada e saída também podem ser feitas por outros meios, por exemplo, por anéis de plástico pequenos aderente usando cera.
    4. Armazenar canais em um armário seco por até 4 semanas.
  3. DNA baraço para a superfície inferior do canal de fluxo
    1. diluir as esferas de poliestireno revestido amino (diâmetro: 3 µm) por 200 X em água destilada 1 X fosfato tamponado tampão salino (PBS). Vórtice a solução do grânulo e então fluxo em canais. Incubar a solução do grânulo em canais para ~ 30 min. Retire qualquer surpresa desagradável grânulos por lavagem com 200 µ l de 1 tampão PBS X.
    2. Ajuste (aumentar/diminuir) o tempo de incubação para atingir uma densidade de superfície dos grânulos de 1-5 por área de 50 x 50 mm. Armazenar os canais depositados com os grânulos de referência até 3 dias.
    3. Sulfosuccinimidyl
    4. dilua 4-(N-maleimidomethyl) ciclo-hexano-1-carboxilato (Sulfo-SMCC) pó para solução de PBS X 1 (~ 0,5 mg/mL). Vórtice a solução e em seguida fluxo dentro do canal.
      Nota: Preparar a solução de Sulfo-SMCC fresca antes da utilização e adicioná-lo imediatamente para o canal para evitar a hidrólise da SMCC.
    5. Incubar a solução SMCC no canal de 30 min. Remove a solução SMCC lavando com uma grande quantidade (mL 1, ~ 50 X o volume do canal) de 1 solução de PBS X.
      Nota: Lave o excesso SMCC cuidadosamente. Esta etapa é essencial para a ligação do DNA na lamela.
    6. DNA amarrar
      1. diluir o tiol-biotina rotulado de DNA em 1X PBS, com uma concentração de DNA resultante de ~ 0,3 nM. Pipetar delicadamente para misturar a solução, a solução de DNA de fluxo dentro do canal SMCC-revestido e incubar durante 30 min à temperatura ambiente (~ 23 ° C).
    7. Lavar delicadamente DNA livre com 200 µ l de solução que contém 1X PBS com 10 mg/mL albumina de soro bovino (BSA) e 0,01% de 2-Mercaptoetanol de bloqueio.
    8. Bloco a superfície do canal incubando o canal em solução (10 mg/mL BSA, 0,01% 2-Mercaptoetanol) de bloqueio para > 2 h; após este passo, o canal está pronto para as experiências. O canal preparado pode ser mantido a 4 ° C para ~ 1 dia.
      Nota: A etapa de bloqueio é importante para a redução da ligação não-específica de DNA e grânulos magnéticos para as lamelas.

3. Magnético pinças instalação e identificação de único dsDNA Tether

  1. instalação de pinça magnética
    1. iniciar o magnético pinças controlam o programa. Aqui, a pinça magnética eram controlada por um programa LabVIEW escrito casa.
    2. Alinhar os centros do ímã antes de montar o canal. Use uma lente de objetivo 4 X para ajustar para o x - e eixo y dos ímãs no eixo óptico do microscópio.
    3. Usar um manipulador motorizado controlado por computador para mover os ímãs na direção-z ( Figura 2A) e defina a distância como d = 0 (d: distância entre os ímãs e lamela) quando os ímãs anexar a uma lamela no microscópio.
    4. O movimento dos ímãs através da manipulação para conseguir o controle da força, incluindo a força constante (ou seja, constante d) do programa de
    5. e tempo variando a força F (t) (ou seja, variando o tempo d(t )).
    6. Brilhante use uma fonte de luz do diodo emissor de luz (LED) para a iluminação difusa de volta do cordão com o objetivo de. Recolher as imagens do grânulo, a uma taxa de amostragem de 100 Hz por uma câmera do dispositivo de carga acoplada (CCD). < / lEu >
  2. configuração da amostra e identifique o baraço dsDNA único
    1. formação Tether
      1. suavemente o fluxo em 200 X diluído grânulos M-280, paramagnéticos na solução de ensaio (100 mM KCl, 2 mM MgCl 2, 10mm Tris-pH 7,4 ) para um canal. Incube durante 10 minutos permitir que os grânulos vincular a biotina-rotulado moléculas de DNA imobilizadas na superfície de SMCC-revestido através da extremidade do thiol-rotulados. Lavar delicadamente grânulos un-amarrados usando 200 µ l da solução de reação padrão.
        Nota: Os grânulos de M-280 mostram menor ligação não específica para a superfície em comparação com outros grânulos magnéticos comerciais tais como M-270.
    2. Montar o canal para o palco do microscópio. Pesquisa para os grânulos na superfície de fundo usando o 100 X objetivo de imersão de óleo.
    3. Selecione um grânulo de referência na superfície e um grânulo amarrado em movimento. Construir as bibliotecas de imagem inicial do grânulo de referência e do grânulo amarrado em aviões diferentes desfocagem.
    4. Calibração da imagem de grânulos
      1. antes de experimentos, use um atuador piezo objetiva para obter imagens de referência e grânulos amarrados em aviões diferentes desfocagem espaçadas de 20-50 nm, que são armazenados como dois imagem separada do grânulo bibliotecas e são respectivamente indexados com a distância de desfocagem ( Figura 2D).
    5. x, y, determinação de posição z
      1. durante as experiências, determinar a posição do cordão de no plano x-y pelo centroide do grânulo. Determine a mudança de altura do cordão amarrado de comparando a imagem atual do grânulo com aqueles armazenados na biblioteca. Usar a análise de função autocorrelação do espectro de energia da transformada de Fourier do grânulo imagens 16.
    6. Do ADS gabarito usando a conta de referência
      1. durante as experiências, usar o piezo para " bloqueio " a distância entre o objectivo e uma imagem de grânulo de referência específicas armazenadas na biblioteca através de uma frequência baixa controle de gabarito, para que a imagem do grânulo preso tem a melhor correlação com uma imagem específica armazenada na biblioteca ( Figura 2D).
    7. Determinar se o baraço é uma molécula única dsDNA aplicando ~ 65 pN força determinar uma molécula dsDNA único se o baraço sofre o ADN característico distensão excessiva transição 17 , 18 , 19. Repita o processo até que seja encontrado um única dsDNA baraço. (Consulte a próxima seção para calibração de força e DNA distensão excessiva transição).

4. Calibração de força de pinça magnética

  1. determinar diretamente a força (até 100 pN) para longa (λ 48.502 bp-DNA) as moléculas de DNA utilizando a flutuação do grânulo através de:
    Equation 1
    , onde k B é a constante de Boltzmann, T é a temperatura na escala Kelvin, δ 2 y é a variância de flutuação do grânulo na direção perpendicular ao campo magnético e a força direção. Nesse sentido, o movimento da esfera pode ser descrito como uma flutuação de pêndulo com um comprimento de l + r 0, onde l é a distância de ponta a ponta na direção da força (extensão) do DNA, e é r 0 o raio do grânulo 10 ( Figura 3A).
  2. Determinar a curva de calibração para a força F como uma função de ímãs para distância do grânulo, d e F (d) para contas diferentes usando o longo λ-DNA. Geralmente, a distância entre o ímã e a lamela é usada como o comprimento do cabo do DNA pode ser ignorado. Encaixar o F-d curva pela função dupla-exponencial de decaimento:
    Equation 2
    , onde o encaixe parâmetros α1, α2, γ1, γ2 são determinados pela pinça magnética e o parâmetro C é determinada pela propriedade heterogênea dos grânulos magnéticos. Deslocando o C, o F-d curva Obtida de missanga diferentes pode ser sobreposto 10 ( Figura 3B).
  3. Experimentos de calibração de parâmetro C para esferas magnéticas individuais para curto ADN.
    1. Determinar a força baseada a flutuação requer gravação da posição do grânulo em uma frequência maior do que a frequência de canto:
      Equation 3
      , onde γ é o arrasto coeficiente do talão. Para DNA curta em alta força, requer frequência de gravação mais rápido do que 100 Hz, portanto, a força não pode ser medida diretamente com base na flutuação com a câmera. No entanto, o parâmetro C pode ser determinada medindo a força em uma baixa força gama (< pN 15) utilizando a flutuação e encaixe os dados com um calibrado F-d curva para obter o parâmetro C 20.
    2. , Alternativamente, para experiências com dsDNA, determinar o parâmetro C usando DNA distensão excessiva transição com uma força de ~ 65 pN ( Figura 3) 21 , 22 , 23, gravando a posição d no qual salto de extensão mostrou dsDNA (0,6 X aumento de comprimento de comprimento de contorno). Depois de determinar o parâmetro C, calcular a força para os grânulos amarrados.
  4. Controlar a taxa de carregamento através da programação do movimento dos ímãs através da função inversa de F (d). O ímã deve aproximar a amostra dupla exponencialmente.
    Nota: O erro relativo da força determinada por tal um método de extrapolação é ~ 10% e é causada principalmente pelo raio de grânulo heterogeneidade 20.

5. Único-molécula manipulação do G4 na presença e na ausência de ligação a proteínas

  1. força-rampa experimentos
    1. depois de identificar o baraço dsDNA, executar uma verificação de aumento de força a uma taxa de carregamento de 0.2 pN/s seguido de um verificação de força-falecimento em-0.2 pN/s. Após cada ciclo de alongamento, segure a molécula de DNA em 1 pN por 30 s para permitir que o ssDNA a redobrar a G4.
  2. Experimentos de força-salto
    1. a força do ciclo entre 54 pN por 30 s sob as quais um G4 dobrado pode ser desdobrado e 1 pN para 60, sob a qual um G4-15T dobrado pode redobrar.
  3. Solução de proteína flui
    1. fluxo de solução da proteína quando em ~ 20 pN força para evitar o apego dos grânulos a lamela. A helicase DEAH-caixa RHAU, que mostrou alta especificidade para a estrutura de G4, foi usado 24. A Drosophila melanogaster RHAU (DmRHAU) helicase recombinante foi expressa em Escherichia coli e purificado conforme descrito anteriormente, 25. O G4 atividade desenrolamento de DmRHAU foi analisada em um tetramoleculares G4 ADN substrato 13.
  4. Analisar a desdobramento força usando um in-house escrito Matlab programa 14.

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Representative Results

A montagem da experiência de uma única molécula de G4 de alongamento é mostrada na Figura 4. Uma sequência de formação single-stranded G4 que se expandiu entre duas alças de dsDNA foi amarrada entre uma lamela e um grânulo paramagnético. Para encontrar uma pérola de dsDNA único amarrados, realizou-se um ensaio overstretching, aumentando a força em taxas de carga constante. Três tipos de medidas muitas vezes foram usados para estudar o dobramento e o desdobramento de biomoléculas: medição de força (i) constante, medição de força-rampa (ii) e (iii) salto-força de medição. Devido às taxas extremamente lentas desdobramento dessa estrutura de G4, o equilíbrio transição dobradura-revelação poderia ocorrer apenas para o tempo nos dias, então, medições de força-rampa e força-salto foram usadas para caracterizar a cinética de desdobramento e estabilidade do G4 estruturas.

Medições de força-rampa para G4 desdobramento na presença ou ausência de proteína RHAU:

Figura 4B mostra curvas força-extensão típico obtidas por um aumento de força digitalizar a uma taxa de carregamento de 0.2 pN/s seguido de uma verificação de força-falecimento em-0.2 pN/s. Após cada ciclo de alongamento, a molécula de DNA foi realizada em 1 pN por 30 s para permitir ssDNA a redobrar a G4. O salto de extensão no aumento de força scan indicado uma transição desdobramento do G4. Quando usando uma sequência de formação não-G4, o salto de extensão súbita não pode ser observado. A distribuição de força desdobramento pode ser obtida gravando as forças no qual ocorreu de desdobramento. O desdobramento forçar a distribuição dos obtidos no pN 0,2/s mostrou um único pico no G4-15T ~ 52 pN. No entanto, na presença de 10 nM RHAU, G4-15T permanecido dobrado durante a verificação de aumento de força por até 60 pN, indicando G4 estabilização por ligação RHAU. Na presença de 10 nM RHAU e 1 mM de ATP, a distribuição de força desdobramento foi deslocada para uma força menor, indicativa de uma desestabilização de ATP-dependente do G4 por RHAU.

Medidas do G4 desdobramento na presença ou ausência de proteína RHAU força-salto:

A Figura 5 mostra um traço representativo da altura do talão durante quatro ciclos de força-salto (Figura 5, painel esquerdo); a força aplicada para a molécula era um ciclo entre 54 pN por 30 s sob as quais um G4 dobrado pode ser desdobrado e 1 pN por 60 s sob as quais um G4-15T dobrado pode redobrar. Foi o tempo de vida médio de G4-15T dobrado em 54 pN ~ 6.4 s, estimado por encaixe o histograma de vida com uma função de decaimento exponencial13. Após fluir em uma solução de 10 nM RHAU helicase sem ATP, a extensão do DNA amarrado permaneceu a um nível dobrado ao longo do tempo de exploração 30 s em 54 pN, indicando que o RHAU fortemente estabiliza a estrutura do G4-15T contra desdobramento mecânico na ausência de ATP. Após fluir em 10 nM RHAU e 1 mM de ATP, a extensão da mesma molécula bem depois de saltar de 1 pN para 54 pN foi ao nível do ssDNA desdobrado, indicando que o RHAU desestabiliza a estrutura do G4 na presença de ATP.

Figure 1
Figura 1: Preparação do ADN do G4 para único-molécula alongamento de experiências.
As alças de dsDNA foram preparadas por PCR utilizando primers-tiol 5' e 5'-biotina. Produtos PCR foram purificados e digerido com a enzima de restrição de BstXI e foram purificados por extração de gel. G4 formando ssDNA, dois flanqueiam ssDNA e identificador de dsDNA foram ligados usando T4 DNA ligase. O produto ligado foi purificado por gel de extração. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Esboços de aparelhos básicos pinça magnética.
(A) esboço de um canal de fluxo com um par de ímãs colocados acima e um objetivo de microscopia colocado abaixo. (B) esboço de um canal de fluxo montado onde os retângulos coloridos azuis representam as lamelas superior e inferior, e linhas elípticas cinza representam a entrada e a saída do canal de fluxo. (C) um retrato da geração de força e calibração da instalação do pinça magnética. (D) exemplos de imagens do grânulo de referência e do grânulo se movendo em diferentes de foco posições armazenadas nas bibliotecas de imagem do grânulo. O sinal vermelho indica a imagem de grânulo de referência obtida em um determinado foco de avião usado para bloquear o plano focal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Forçar a calibração de pinças magnéticas.
(A) calibração de força usando as flutuações do grânulo ao longo de uma direção y rotação livre. Eixo x é ao longo da mesma direção do campo magnético. Força é ao longo do eixo z e é controlada ajustando a distância, d, entre o par de ímã permanente e a lamela. (B) calibração de usando um longo 48.502 bp-DNA. Propriedade heterogêneo do grânulo magnéticos pode ser descrita por um único parâmetro C. Esta figura foi modificada em10. (C) calibração do parâmetro C de um grânulo magnético anexado em um 2 kb-DNA usando B s distensão excessiva de transição. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Manipulação de único-molécula de um G4.
(A) esboço de uma única estrutura G4 de alongamento e medindo o desenrolar dos acontecimentos. (B) o exemplo típico de aumento de força (ciano) e curva de força-diminuição de um G4 amarrados. Esta figura foi modificada em12. (C) curva de força-extensão do G4 na ausência (cinza) ou presença (rosa) da proteína RHAU. (D) desdobramento forçar a distribuição do G4 na ausência (cinza) (n = 140) ou presença (vermelha) do RHAU e ATP (n = 117). Esta figura foi modificada em13. Por favor cliqueaqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Medições de força-salto de desdobramento do G4.
(A) rastreamento de tempo representativo da alteração de altura do talão durante força saltar ciclos entre 1 pN e pN 54 medido sem DmRHAU, com 10 nM DmRHAU mas sem ATP e com 10 nM DmRHAU e ATP, conforme indicado no painel a figura de 1 mM. (B) rastreamento de tempo representativo da mudança da extensão de uma molécula de G4 (dados cinzas) depois de saltar para 54 pN em vários ciclos de força-salto extraídos dados em (A). As extensões correspondentes a dobrado (F) e desdobrada G4 (U) também são indicados; Desenrolar dos acontecimentos G4 são indicados pelas setas. Esta figura foi modificada em13. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Conforme descrito acima, uma plataforma para estudar a estabilidade mecânica do ADN do G4 e as interações da proteína para G4 usando pinças de único-molécula magnética é relatada. Que acompanha a plataforma, são desenvolvidos protocolos altamente eficientes de encontrar DNA G4 baraço e medição da dobradura-revelação dinâmica e estabilidade da estrutura G4 com resolução especial nanômetros. O plano focal de travamento permite controle de anti drift altamente estável, que é importante para a detecção de uma transição de estrutura pequena como G4 (passo tamanho ~ 7 nm) e as interações com proteínas em experimentos de troca de amortecedor. Esta plataforma recentemente tem sido empregada para estudos sobre a dinâmica de dobramento e desdobramento de oligospermia G414 e c-Myc promotor G412, bem como estudos de G4 ligação proteína RHAU helicase13.

Um erro típico experimento é a ligação não específica de DNA e grânulos na lamela ou vários DNAs bind para esferas magnéticas. Para reduzir a ligação não-específica, primeiro, o armazenamento de produtos químicos tais como APTES e SMCC precisa ser verificado rotineiramente. Em segundo lugar, é importante selecionar um tipo adequado de magnética do grânulo e bloquear a ligação não-específica. Usando o buffer de 10mg/mL BSA ou pequeno oligo do DNA, tais como poli T bloquear a superfície hidrofóbica dos grânulos pode reduzir significativamente a ligação não-específica. Finalmente, um único cabo de DNA pode ser facilmente identificado várias amarras de DNA a característica DNA distensão excessiva transição17,18,19.

Atualmente, a determinação da posição da plataforma baseia-se na esfera da imagem latente de análise, que tem uma resolução espacial limitada de ~ 2 nm. Além disso, tem uma taxa de amostragem limitada de ~ 100 Hz, principalmente devido à taxa de aquisição limitada de câmeras do CCD típicas e análise de correlação das imagens. Essas limitações podem ser superadas com o uso de iluminação de microscopia (TIRF) de reflexão interna total. Produz uma fina camada de luz evanescente que decai exponencialmente com a altura da superfície, que pode ser usada para determinar a alteração da extensão de moléculas curtas em uma alta relação sinal-ruído, evitando a aquisição de imagens do grânulo e análise26 . Outra limitação é que é difícil de Visualizar diretamente a molécula amarrada ou ligante ligado à molécula de amarrados, utilizando imagens de fluorescência na concepção alongamento vertical, que pode ser superada pelo alongamento moléculas no plano focal utilizando pinça magnética transversal27. Finalmente, o design atual do canal reação não permite troca rápida solução devido a perturbação do fluxo para a molécula. Além disso, uma força de arrasto grande gerada no fluxo de alta velocidade pode até quebrar as amarras. Esta limitação pode ser superada através da manipulação de amarras dentro aos micropoços colocados na superfície inferior do canal28.

G4 estabilizadores compostos são atualmente considerados como alvos terapêuticos para doenças, incluindo câncer, vírus relacionados a doenças e neurodegeneração doenças29,30,31. O protocolo pode ser aplicado a uma ampla gama de G4 de proteínas de ligação2 e ligantes pequenos32. Além das aplicações em estudos de G4, esta plataforma, bem como os protocolos, em princípio, podem ser usados para estudos de outras estruturas secundárias de ácidos nucleicos, incluindo DNA e RNA grampos triplex e i-motivo33.

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Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Os autores agradecer Meng Pan para revisão do manuscrito. Este trabalho é apoiado por Singapura Ministério da educação acadêmica pesquisa fundo Tier 3 (MOE2012-T3-1-001) a JY; a Fundação Nacional de pesquisa através da Cingapura Mechanobiology Instituto de JY; Fundação Nacional de pesquisa, escritório, Singapura do primeiro-ministro, sob seu programa de Investigatorship da NRF (NRF Investigatorship Award no. NRF-NRFI2016-03, a JY; o fundo de investigação Fundamental para as universidades Central (2017KFYXJJ153) para H. Y.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DNA PCR primers IDT DNA preparations
DNA PCR chemicals NEB DNA preparations
restriction enzyme BstXI NEB R0113S DNA preparations
coverslips (#1.5, 22*32 mm, and 20*20 mm) BMH.BIOMEDIA 72204 flow channel preparation
Decon90 Decon Laboratories Limited flow channel preparation
APTES Sigma 440140-500ML flow channel preparation
Sulfo-SMCC ThermoFisher Scientific 22322 flow channel preparation
M-280, paramganetic beads,streptavidin ThermoFisher Scientific 11205D flow channel preparation
Polybead Amino Microspheres 3.00 μm Polysciences, Inc 17145-5 flow channel preparation
2-Mercaptoethanol Sigma M6250-250ML flow channel preparation
Olympus Microscopes IX71 Olympus IX71 Magnetic tweezers setup
Piezo-Z Stages P-721 Physik Instrumente P-721 Magnetic tweezers setup
Olympus Objective lense MPLAPON-Oil 100X Olympus MPLAPON-Oil 100X Magnetic tweezers setup
CCD/CMOS camera AVT Pike F-032B Magnetic tweezers setup
Translation linear stage Physik Instrumente MoCo DC Magnetic tweezers setup
LED Thorlabs MCWHL Magnetic tweezers setup
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References

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