Визуализация лейкоцита прокатки и адгезии в ангиотензин II-проникнуты мышей: приемы и ловушки

Immunology and Infection
 

Summary

Эта рукопись описывает использование репортер трансгенных мышей и различные администрации маршруты флуоресцентных красителей в ангиотензин II-индуцированной гипертонии с помощью прижизненной микроскопии видео кровеносных сосудов для оценки активации иммунных клеток и их возможность свернуть и придерживаться эндотелия.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lagrange, J., Kossmann, S., Kiouptsi, K., Wenzel, P. Visualizing Leukocyte Rolling and Adhesion in Angiotensin II-Infused Mice: Techniques and Pitfalls. J. Vis. Exp. (131), e56948, doi:10.3791/56948 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Прижизненные видео эпифлуоресцентного (IVM) кровеносных сосудов является установленным методом оценить активации иммунных клеток и их способность роль и придерживаться эндотелиального слоя. Визуализация циркулирующих клеток путем введения флуоресцентных красителей или сочетании Флюорофор антитела обычно используется. В качестве альтернативы можно использовать флуоресцентный репортер мышей. Взаимодействий лейкоцитов, в частности лизоцима М+ (LysM+) моноциты, с стенке сосуда играть решающую роль в содействии сосудистые дисфункции и артериальной гипертензии. Здесь мы представляем технику для визуализации и количественной оценке лейкоцита прокатки и адгезии в сонных артерий в ангиотензин II (артерия)-индуцированной гипертензии в мышей, КБПБ.

Имплантация катетер повреждения сосудистой стенки и приводит к реакции измененных клеток крови. Мы сравнили различные инъекций методы и маршруты администрации визуализировать лейкоцитов в LysMCre++ IRG мышь с широкое выражение Красного флуоресцирующего белка и условное выражение зеленого флуоресцентного белка в LysM + клеток. Для изучения LysM+ активации клеток, мы использовали артерия, проникнуты мышей в котором прокатки и адгезии лейкоцитов эндотелия увеличивается. Мы либо вводят акридин оранжевый с помощью яремной катетер или непосредственно хотя хвост вен и сравнил количество прокатки и присоединения клеток. Мы обнаружили, что югулярной катетер имплантации таковых увеличилось количество прокатки и Шам проникнуты придерживаясь клетки LysM+ в LysMCre+мышей IRG+ , по сравнению с элементами управления. Эта активация было усилено в артерия проникнуты мышей. Интересно, что инъекций акридин оранжевый непосредственно через хвост вен не увеличивают LysM+ клеточной адгезии или прокатки в Шам проникнуты мышей. Мы тем самым продемонстрировал важность репортер трансгенных мышей, выражая флуоресцентных белков, чтобы не вмешиваться в естественных условиях процессы во время экспериментов. Кроме того инъекции Вену хвост люминесцентных индикаторов может быть возможной альтернативой югулярной катетер инъекции.

Introduction

Артериальная гипертензия увеличивает риск сердечно-сосудистых заболеваний и смерти и способствует развитию атеросклероза, ишемической болезни сердца и артериальной или венозной тромбоэмболий1. Развития гипертонической болезни зависит от взаимодействия экологических, генетических, эндокринной и гемодинамических факторов. В настоящее время играть важную роль в этиологии гипертонии2высоко иммунитет и связанных воспаление.

Среди иммунных клеток Т-лимфоциты и моноциты и макрофаги были найдены каузально вовлекаться в артерия индуцированной сосудистого воспаления и гипертонии, в части, касающейся их способность вызывать реактивнооксигенных видов3. Макрофагальный колониестимулирующий фактор недостаточно мышей показало снижение ответ артерия относительно повышения артериального давления и сосудистого воспаления4. В предыдущей работе мы могли показать, что LysM + моноциты диск сосудистые дисфункции и воспаления в артерия индуцированной гипертонии5. Совсем недавно мы описали новые пути, в которой коагуляционного фактора XI сотрудничает с тромбоцитов и стенки сосуда, чтобы побудить тромбин зависимых сосудистого воспаления6. Текущие знания о роли иммунной системы в гипертензии был недавно обобщены и рассмотрен Родригес-Итурбе и др. 7

С участием иммунокомпетентных клеток в развитии гипертонии стала очевидной, моделей и методов для изучения взаимодействия между судном и иммунные клетки стало необходимым. IVM эпифлуоресцентного кровеносных сосудов является полезным инструментом для наблюдения в естественных условиях взаимодействия между циркулирующих клеток крови и эндотелий8,9,10. С этой техникой инъекции красителей, интеркалирующие с ДНК (например акридин оранжевый) можно визуализировать ядерных клеток (циркуляционный, а также от эндотелия). Изолированные тромбоцитов окрашенных ex vivo с rhodamin - 6 G или dichlorofluorescein (ФСР) могут быть введены визуализировать бляшки богатые тромба в моделях артериальной или венозной травмы.

Как правило, яремной катетер используется для вставки Трейсеры или отмеченные тромбоцитов. Переоборудование эндотелия и последующей активации коагуляционного каскада известны оказывают воздействие на Моноцит активации. Эндотелиального повреждения сразу приводит к активации тромбоцитов через молекул subendothelial матрицы для уплотнения ткани, с последовавшей Моноцит притяжения и активации11. Напротив нетронутыми эндотелия, как известно, имеют антикоагулянт свойства (например, через ткани фактор путь ингибитор или Тромбомодулин)12 и прямое тормозящее действие на Моноцит, например, через секрецию Внеклеточные везикулы, содержащие микроРНК13. Моноциты, как известно, производят фактор ткани, внешняя активатор коагуляционного каскада и Экспресс протеаз активированный рецепторов (PARs), которые могут быть активированы тромбина и участвовать в активации Моноцит14,15 . Таким образом, любой активации тромбоцитов или каскада коагуляции благодаря сосудистых повреждений могут иметь неожиданные последствия для активации Моноцит и мешать наблюдаемое явление. С помощью IRG трансгенных LysM Cre трансгенных мышей, двойной люминесцентные Cre репортер мышь (LysMCre+IRG+) мы предлагаем подробно изучить эффект инъекции с катетер и альтернативные методы на LysM+ миеломоноцитная ячеек в модели мыши артериальной гипертензии16.

Protocol

Эксперименты проводились на самцов мышей возраст 8-12 недель под одобрения Комитета по этике по экспериментов на животных из Рейнланд-Пфальц (Авторизация номер 23 177-07/G12-1-002 и 23 177-07/G15-1-051).

1. мышь анестезии и операции подготовки

  1. До операции проверьте крепкого здоровья и состояния животных. До операции контролировать животных один раз в день в течение 2-3 дней для их общего состояния (возникновение, осанки, спонтанного поведения) а также веса тела, питание и потребление воды.
  2. Подготовить мастер смесь для анестезии с мидазоламом (5 мг/кг массы тела), medetomidine (0,5 мг/кг массы тела) и фентанилом (0,05 мг/кг массы тела) внутрибрюшинно (и.п.) ввести 200 мкл/30 g мышь в 1 мл шприц с иглой 26 G.
  3. Осмотических насосов имплантации и животных подготовки для экспериментов КБПБ выполняются на поле операции с 39 ° C потепления платформы. Простерилизуйте все инструменты в ванну дезинфекции и продезинфицируйте потепления платформы.
  4. Во время процедур Защитите животных глаза с глазную мазь. Удаление мех с бритвы до имплантации осмотических насосов. Использование крема удаления волос и ватные тампоны для изоляции аорт и имплантации югулярной катетер в экспериментах КБПБ. Дезинфекция кожи животных, с использованием двух дезинфекции кожи: один антисептическим и дезинфицирующим содержащие повидон йод и один кожи антисептическими содержащие octenidine в решение на основе алкоголя.
  5. Подготовка мастер смесь, чтобы раздражать анестезии («antisedan микс») с atipamezol (0,05 мг/кг массы тела) и флумазенил (0,01 мг/kgbody вес) и подготовить 200 мкл/мышь в 1 мл шприц с иглой 26 G быть подкожно вводят (с.к.).

2. осмотических насосов подготовка и имплантации

Примечание: Подкожной инфузии артерия, используя осмотических насосов был описан подробно Лу и др. 17

  1. Подготовьте артерия, воссоздание лиофилизированный порошок с стерильного физиологического раствора и регулировка концентрации животных весом и подача насоса. Сохранить восстановленный артерия в пластиковых тубах (не использовать стеклянные трубки).
  2. Заполните насосы с артерия решения для доставки 1 mg/(kg·d) для 7 дней. После подготовки Держите насосов в стерильного физиологического раствора для 4-6 ч минимум при 37 ° C.
  3. Проверьте полный наркоз мыши после инъекции анестезии смесь с задней ноги рефлексов и поместите его на поле теплый операция. Индукции анестезии занимает 10-15 мин и работает лучше, если животные помещены в темноте.
  4. Брить нижней задней части мыши и лечить ее с алкогольных кожи антисептическими.
  5. Сделайте разрез 1 см перпендикулярно позвоночник, используя ножницы. Создайте карман для насоса, используя пролив кровоостанавливающий и вставьте насос (первый поток модератор). Карман необходимо разрешить свободное передвижение насоса без давления на рану.
  6. Закрыть рану швы, а не клипов, с тем чтобы ограничить воспаления; затем лечить с кожей антисептиком.
  7. Антагонизм анестезии инъекции s.c. 200 мкл antisedan смеси и вернуть указатель мыши к своей клетке.
  8. Проведения послеоперационной анальгезии с бупренорфин (0,075 мг/кг s.c.) один раз после операции и по требованию в зависимости от поведения животных.

3. югулярной катетер имплантации и подготовка аорт

  1. Проверить полный наркоз мыши после инъекционного наркоза смешать с задних пищи рефлексов и место наркотизированных животного в спинной recumbence на пластину хирургические 39 ° C с ректальный зонд для того, чтобы поддерживать температуру и положить мазь глаза, чтобы защитить их во время процедуры.
  2. Удалите волосы шеи, используя крем удаления волос. Используйте ватный тампон, чтобы распространять и втирать крем для 2 мин до тех пор, пока волосы начинают выпадать. После еще 2 мин удалить крем и волоски с помощью шпателя и дезинфекции кожи с алкогольных кожу антисептическое.
  3. Выполните операцию под стереомикроскопом. Сделайте надрез длиной 1-1,5 см на коже продольно в шею, 1 см рядом с трахеи. Затем сделайте две другие разрезы перпендикулярно обеих конечностей первого разрезов.
  4. Тщательно удалите ткани рядом с кожи и часть кожи, охватывающих левой яремной вены и трахеи.
  5. Тщательно изолировать околоушной железы; сублингвального и подчелюстных желез из зоны интереса с 2 Изогнутый пинцет. Не вырезать или повредить желез, разместить их, чтобы обеспечить лучший доступ к яремной вены и аорт.
  6. Чтобы изолировать яремной вены, использование тонких щипцы и медленно откройте и закройте его нежно освободить судно от окружающих тканей. После Вены является абсолютно чистой, позиция щипцы под судна и место два 7-0 швы 10 см под ним.
  7. Закройте шов проксимальнее головы с двух узлов. На шов подготовить один узел, но не закрывайте его.
  8. Держите катетера (0,28 мм внутренний диаметр, 0,61 мм внешний диаметр), заполнены с 37 ° C стерильного физиологического раствора пинцетом, с одной стороны; с другой стороны, сделать небольшой надрез в сосуд с тонкой ножницы или изогнутой иглой 26 G. Затем вставить катетер в яремной вены и закройте узел два раза. Закройте шов проксимальнее голову над катетер для обеспечения полной иммобилизации.
  9. Чтобы изолировать и подготовить сонных артерий, вскрыть площадью трахеи, используя тонкие изогнутые щипцами.
  10. После аорт свободны от окружающих тканей, удалите блуждающего нерва (он выглядит как белая линия, прилегающих к сонной артерии) из судна (но не резать). Тонкий щипцы могут быть закрыты и медленно открыл нежно мобилизовать нерва.
  11. Как только оба артерий совершенно чистой, место щипцы под первый сонной артерии и место небольшой черный 3 мм широкий x 2,5 см Длина пластиковые кусок под судна. Очень важно не затягивать судна и проверить, что поток крови после установки владельца судна. Поместите второй артерии собственник судна. Если указатель мыши не находится непосредственно под микроскопом, положил обратно желез над трахеи и 37 ° C стерильного физиологического раствора во избежание высыхания зоны.

4. Оценка прокатки и присоединения лейкоциты / LysM + клеток с IVM

  1. Подготовить акридин оранжевый от Стоковый раствор 2 мг/мл, температуре-20 ° C и разбавить 1:4 в стерильного физиологического раствора (конечная концентрация 0,5 мг/мл) в 1 мл шприц.
Защищать от света шприц и использовать 200 мкл на одну мышь.
  1. Тестирования различных условий: (1) для инъекций акридин оранжевый с югулярной катетер; (2) инъекций акридин оранжевый непосредственно в Вену боковых хвост (с этим условием, которое не югулярной катетер был имплантирован); (3) измерение без акридин оранжевый с помощью флуоресцентной LysMCre++ IRG мышей (здесь снова не югулярной катетер был имплантирован).
  • Как только катетер на месте и две аорт изолированы, позиции мыши под микроскопом. Выполнения измерений с микроскопом высокоскоростной флуоресценции поля с использованием междугородной конденсатора и 10 X (NA 0,3) цель погружения воды с монохроматора, splitter луча и зарядовой камеры. Выполнение загрузки изображений и анализа с тепловизионной системы реального времени.
  • Фокус Микроскоп цели в середине сонной артерии на поверхности эндотелия. Медленно вводить 50 мкл акридин оранжевый (0.5 мг/мл) (принять во внимание объем катетера для первой инъекции). Установите программное обеспечение для записи 100 изображений с выдержка 120 миллисекунд на изображение.
  • Сделайте четыре видео на сонной артерии (слева и справа) в различных местах на артерии для каждого видео. Если сигнал флуоресценции уменьшается, придать еще 50 мкл акридин оранжевый.
  • После записи всех видео усыпить животных на шейки матки дислокации.
  • Установите скорость видео на 10 изображений в секунду и количественно прокатки и адэрентных клеток в виде прямоугольника µm 200 мкм x 250 посередине судна для каждого видео. Количество подвижного и адэрентных клеток; адэрентных клеток определяются как клетки, которые не перемещаются или отсоединить от эндотелия в пределах 10 s видео. Чтобы упростить количественной оценки, удалить канал с красной флуоресценцией и использовать только зеленый флуоресценции для подсчета качения и придерживаясь клетки.
  • Для экспериментов с использованием акридин оранжевый сделайте ручной порог флуоресценции для того, чтобы удалить фон, сделанные эндотелиальных клеток.
  • Representative Results

    Аорт LysMCre++ IRG мышей, infused с артерия были выявлены с помощью КБПБ. Оранжевый акридин был введен с помощью югулярной катетер. Мы стремились взглянуть на долю LysM+ клеток при контакте с сосудистой стенки, по сравнению с всех ядерных циркулирующих клеток (которые также могут взаимодействовать с судна, поскольку дискриминация типа клеток, взаимодействует с судна остается открытой вопрос от нашей предыдущей работы). В начале исследования наличие югулярной катетер приводит адгезии клеток LysM+ (рис. 2A, D). После инъекции акридин оранжевый, те же клетки флуоресцентные, но также эндотелиальные клетки были флуоресцентные (Рисунок 2Б, E). После уменьшения фона ограничить эндотелиальной флуоресценции, данные показывают, что все присоединения ядерных клеток являются LysM+ (рис. 2 c, F); Эти результаты справедливы после инфузии артерия подтверждает наши предыдущие результаты и продемонстрировать, что LysMCre++ IRG является хорошей моделью для наблюдать эффект артерия на активации клеток LysM+ .

    Мы оценивали роль администрации маршрутов акридин оранжевый на LysM+ активации клеток после инфузии артерия в LysMCre++IRG. После одной недели артерия настоя, лейкоцитарные эндотелия взаимодействий в сонных артериях LysMCre++ IRG мышей были образы и визуализированное КБПБ, с или без инъекций акридин оранжевый через югулярной катетер или через Вену хвост. Без каких-либо катетер или инъекции Роллинг LysM+ клеток значительно увеличилось после инфузии артерия, по сравнению с необработанными мышей и адгезии показали увеличение (рис. 3). Инъекции акридин оранжевый с югулярной катетер увеличение адгезии и прокатки в артерия лечение мышей в большей степени по сравнению с мышей без катетер (рис. 3). Инъекции акридин оранжевый в духе хвост приводит к аналогичные адгезии и прокатки по сравнению с мышей, которые не получают инъекции акридин оранжевый (рис. 3).

    Figure 1
    Рисунок 1. Схема для инфузии ангиотензина II и оценки LysM+ клеток, прокатки и адгезии у мышей. LysMCre++ IRG мышей были проникнуты артерия 7 дней и соблюдения, а также подвижного LysM+ клетки над аорт были количественно с или без инъекций акридин оранжевый помощью югулярной катетер или хвост вен инъекции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

    Figure 2
    Рисунок 2. Оценка LysM+ клеточной адгезии и прокатки в сонных артериях LysMCre++ IRG мышей. Сцепления LysM+ клеток в LysMCre++ IRG мышей до (A, D) и после (B, E) акридин инъекции через югулярной катетер. Красный и зеленый флуоресценции были записаны, были видны клетки LysM+ (в зеленом) и гладкомышечные клетки (в красном). После инъекции акридин оранжевый эндотелиальные клетки видны также в зеленый цвет, но удаление фона флуоресценции позволяет только циркулирующих способы визуализации ячейки (C, F). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

    Figure 3
    На рисунке 3. Оценка администрации маршрутов флуоресцентных красителей в ангиотензин II проникнуты LysMCre+IRG+ мышей. Количественная оценка прокатки (A) и (B) LysM+ соблюдения клеток в Шам действовали или артерия проникнуты животных и с или без инъекций акридин оранжевый с помощью югулярной катетер или путем инъекции Вену хвост. Представитель фотографии различных условий (C). Результаты являются среднее ± Среднеквадратичная ошибка среднего значения. 2-полосная ANOVA была выполнена и Бонферрони должность Специального теста, n = 3-12/групп; p < 0,05. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

    Discussion

    LysM+ моноцитов ранее оказались замешаны в развитии гипертонии5. Здесь мы покажем, что иммунные клетки LysM+ ролл и придерживаться эндотелиального слоя в ответ артерия настой. Этот вывод был получен с помощью LysMCre++ IRG мышей от наших предыдущих исследований, изучение роли иммунных клеток в гипертензии в естественных условиях посредством визуализации лейкоциты с впрыском акридин оранжевый6,10. Таким образом дискриминация типов клеток, придерживаясь эндотелия не удалось.

    КБПБ является весьма полезным инструментом для сосудистых исследований и наблюдений в естественных условиях клеток непосредственно в сосудистую, но влияние инъекций красители с помощью хирургически вставленной катетер в контексте воспалительных гипертензии, остается неизвестным. Для оценки потенциального воздействия катетера и акридин оранжевый инъекции мы воспользовались LysMCre++ IRG мышей. Артерия настой увеличил число подвижного LysM+ клеток эндотелия. Введение катетера в яремной усиливается эффект и более подвижной и придерживаясь лейкоциты были обнаружены в артерия проникнуты мышей, инструментированный с катетером, по сравнению с мышей без имплантатов катетера. Это означает, что имплантация сонной катетер причины системной воспалительной реакции в контексте ранозаживляющие что накладки с иммунной реакции, видели в гипертензии18. Кроме того из-за близости от яремной вены к сонной артерии дополнительные иммунной активации могли иметь место, влияя на яремной вены. Так как этот эффект не присутствовал, когда были сделаны инъекции непосредственно в Вену хвост, мы можем предположить, что эффект объясняется не краска, а процедура вводить катетер. Мы продемонстрировали здесь важность репортер трансгенных мышей, выражая флуоресцентных белков, чтобы не вмешиваться в естественных условиях процессы во время экспериментов. Кроме того инъекции Вену хвост люминесцентных индикаторов может быть возможной альтернативой югулярной катетер инъекции.

    Один важный шаг процедуры является инфузия артерия. Хвост манжеты Оценка артериального давления могут быть сделаны для того чтобы контролировать эффективность предоставления артерия насоса. После 2−3 дня настой следует увеличить кровяное давление. Чтобы ограничить воспаления, которые могут повлиять на LysM+ клетки активации, ушивания разреза, где насос имплантируется следует с швы вместо клипов. Одним из недостатков следует отметить о инъекции Вену хвост: чтобы сделать лучшее приобретение данных, 4 видео обычно принимаются для каждого сонной артерии. Если флуоресцентного сигнала уменьшается, вводят 50 мкл акридин оранжевый, но с впрыском хвост более трудно сделать несколько инъекций и сохранить аорт стабильной под микроскопом цели. Продолжительность присутствия катетер в яремной также может модулировать активации иммунных клеток, так как это влияет на свертываемость активации в плазме крови тромбоцитов богатые, подготовил 4 h после имплантации катетер19. Этот аспект катетер имплантации требует дальнейшего расследования.

    Наконец, даже если мы оцениваем воздействие югулярной катетер имплантации на LysM+ активации клеток после инфузии артерия, мы не можем оценить полностью роль подготовки, удаления кожи и сонных изоляции на ячейке потенциальным LysM+ активации. Мы заключаем, что использование флюоресценции репортер мышей, как LysMCre++ IRG мыши рекомендуется чтобы избежать нарушения целостности судна во время подготовки животных в естественных условиях изображений.

    Disclosures

    Авторы не имеют ничего сообщать

    Acknowledgements

    Эта работа была поддержана немецкого министерства для образования и исследования (BMBF 01EO1003 и BMBF 01EO1503).

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Midazolam Ratiopharm GmbH Anesthesia mix
    Medetomidine Pfizer Deutschland GmbH Anesthesia mix
    Fentanyl Janssen-Cilag GmbH Anesthesia mix
    Alzane Zoetis Antisedan mix
    Flumazenil Hikma pharma Antisedan mix
    Braunol B Braun
    Octeniderm Schülke
    Osmotic pumps Alzet 1007D Osmotic pump implantation
    Angiotensin II Sigma-Aldrich Osmotic pump implantation
    7-0 prolene suture Ethicon Osmotic pump implantation
    Acridine orange Sigma-Aldrich
    Catheter Smiths Medical Deutschland GmbH Inside diameter, 0.28 mm; outer diameter, 0.61 mm
    Microscope Olympus BX51WI fluorescence microscope
    Beam Splitter Photometrics CMR-DV2-SYS - DualView2 MicroImager
    Objective Olympus UMPLFLN10X Water immersion objective with a monochromator
    Camera Hamamatsu Photonics ORCA-R2
    Image acquisition and analysis software Olympus Realtime Imaging System eXcellence RT
    Mice The Jackson Laboratory Jax 008705 B6.Cg-Tg(CAG-DsRed,-EGFP)5Gae/J
    Mice The Jackson Laboratory Jax 004781 LysM Cre (B6.129P2-Lyz2tm1(cre)Ifo/J )

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Lewington, S., et al. Age-specific relevance of usual blood pressure to vascular mortality: a meta-analysis of individual data for one million adults in 61 prospective studies. Lancet. 360, 1903-1913 (2002).
    2. Harrison, D. G. The mosaic theory revisited: common molecular mechanisms coordinating diverse organ and cellular events in hypertension. J Am Soc Hypertens. 7, 68-74 (2013).
    3. Guzik, T. J., et al. Role of the T cell in the genesis of angiotensin II induced hypertension and vascular dysfunction. J Exp Med. 204, 2449-2460 (2007).
    4. De Ciuceis, C., et al. Reduced vascular remodeling, endothelial dysfunction, and oxidative stress in resistance arteries of angiotensin II-infused macrophage colony-stimulating factor-deficient mice: evidence for a role in inflammation in angiotensin-induced vascular injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25, 2106-2113 (2005).
    5. Wenzel, P., et al. Lysozyme M-positive monocytes mediate angiotensin II-induced arterial hypertension and vascular dysfunction. Circulation. 124, 1370-1381 (2011).
    6. Kossmann, S., et al. Platelet-localized FXI promotes a vascular coagulation-inflammatory circuit in arterial hypertension. Sci Transl Med. 9, (2017).
    7. Rodriguez-Iturbe, B., Pons, H., Johnson, R. J. Role of the Immune System in Hypertension. Physiol Rev. 97, 1127-1164 (2017).
    8. Masedunskas, A., et al. Intravital microscopy: a practical guide on imaging intracellular structures in live animals. Bioarchitecture. 2, 143-157 (2012).
    9. Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. Intravital microscopy: a novel tool to study cell biology in living animals. Histochem Cell Biol. 133, 481-491 (2010).
    10. Wenzel, P., et al. Heme oxygenase-1 suppresses a pro-inflammatory phenotype in monocytes and determines endothelial function and arterial hypertension in mice and humans. Eur Heart J. 36, 3437-3446 (2015).
    11. Pawelski, H., Lang, D., Reuter, S. Interactions of monocytes and platelets: implication for life. Front Biosci (Schol Ed). 6, 75-91 (2014).
    12. Hinsbergh, V. W. Endothelium--role in regulation of coagulation and inflammation. Semin Immunopathol. 34, 93-106 (2012).
    13. Njock, M. S., et al. Endothelial cells suppress monocyte activation through secretion of extracellular vesicles containing antiinflammatory microRNAs. Blood. 125, 3202-3212 (2015).
    14. Colognato, R., et al. Differential expression and regulation of protease-activated receptors in human peripheral monocytes and monocyte-derived antigen-presenting cells. Blood. 102, 2645-2652 (2003).
    15. Schaffner, A., Rhyn, P., Schoedon, G., Schaer, D. J. Regulated expression of platelet factor 4 in human monocytes--role of PARs as a quantitatively important monocyte activation pathway. J Leukoc Biol. 78, 202-209 (2005).
    16. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45, 593-605 (2007).
    17. Lu, H., et al. Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice. J Vis Exp. (2015).
    18. Koh, T. J., DiPietro, L. A. Inflammation and wound healing: the role of the macrophage. Expert Rev Mol Med. 13, e23 (2011).
    19. Dargaud, Y., et al. Proposal for standardized preanalytical and analytical conditions for measuring thrombin generation in hemophilia: communication from the SSC of the ISTH. J Thromb Haemost. (2017).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics