Éléments clés de Photo Attraction Bioassay for Studies insectes ou les programmes de surveillance

Behavior

Your institution must subscribe to JoVE's Behavior section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Arènes de biodosage photo-attraction servent à déterminer l’ou des couleurs lumière optimales afin de maximiser l’attraction des insectes ; Cependant bioessais et méthodes sont spécifiques pour cibler les habitats et les comportements de l’insectes. Modifications et équipements personnalisables sont expliquées pour insectes nocturnes ou diurnes et terrestres ou aériennes.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Cohnstaedt, L. W., Disberger, J. C., Paulsen, E., Duehl, A. J. Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs. J. Vis. Exp. (137), e57445, doi:10.3791/57445 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Attractants visuel optimisé augmentera efficacité de piégeage insectes à l’aide de comportements innés de l’insecte visé (positives photo-taxis) comme un moyen pour attirer l’insecte dans une population contrôle ou surveillance piège. Diodes électroluminescentes (LED) ont créé des options d’éclairage personnalisable avec certaines longueurs d’onde (couleurs) et intensités des bandes passantes, qui peuvent être personnalisés pour les insectes cibles. Bioessais comportementales photo-attraction peuvent utiliser LED pour optimiser l’ou des couleurs attrayantes pour une espèce d’insecte vers les stades du cycle de vie spécifiques ou des comportements (accouplement, alimentation ou cherchant refuge). Les chercheurs doivent ensuite confirmer les résultats de l’essai biologique dans le domaine et comprendre la distance limitée attractive de le visuels attractifs.

L’arène de trèfle essai biologique est une méthode flexible pour évaluer l’attraction tout en évaluant une gamme de comportements insectes naturels tels que l’évacuation et alimentation réponses photo. L’arène peut être utilisée pour des expériences d’insectes terrestres ou aériennes, ainsi que les insectes diurnes et nocturnes. Techniques de collecte de données avec l’arène sont filmer, contact avec les lumières de comptage ou rassembler physiquement les insectes car ils sont attirés vers les lumières. Les comptes de test pour les insectes qui font sans choix et dans les arènes peuvent être mono couleur (non compétitive) ou plusieurs couleurs (concurrentiels). La conception de trèfle provoque insectes avec forte thigmotaxie pour revenir vers le centre de l’arène où ils peuvent voir toutes les options une LED concurrentiel des tests. L’arène de trèfle présenté ici a été utilisé avec les moustiques, punaises de lit, mouche, mouches domestiques, les brûlots, coléoptères rouge de la farine et psoques. Tests biologiques sont utilisés pour développer précis et les pièges à insectes efficaces pour guider le développement et l’optimisation des pièges à insectes permettant de surveiller les fluctuations des populations de ravageurs pour les évaluations du risque de maladies vectorielles, l’introduction d’espèces envahissantes, ou utilisés pour répression de la population.

Introduction

La quasi-totalité de la surveillance entomologique dépend olfaction ou visuels attractifs et souvent les deux. Attractants olfactifs volatile peut disperser partout dans l’environnement résultant dans un grand agréable. Toutefois, visuels attractifs peuvent avoir une portée plus limitée en raison de le œil composé d’invertébrés résolution des images1,2,3. Par conséquent, des visuels attractifs doit être optimisé à l’insecte d’intérêt à maximiser l’attraction et le piège conçu pour tirer parti des comportements naturels de l’insecte visé.

Attraction visuelle repose sur des longueurs d’onde du soleil ou d’autres sources de lumière qui est absorbée ou réfléchie par la surface de l’objet ; les organismes voient cette absorption/réfraction de longueurs d’onde en couleur. Insecte vision a été trouvée pour inclure bleu, vert et le rayonnement ultraviolet (UV) longueurs d’onde1. Insectes utilisent leur vision pour aider à trouver des compagnons, nourriture et abri4. Insectes peuvent définir visuellement les dimensions de l’objet, couleurs, des formes, des mouvements et des contrastes5,6. Insectes nocturnes actives sont généralement attirés par les lumière de contraste divergentes et intensité4, tandis que les insectes diurnes peuvent résoudre des couleurs et des images, en plus de contraste à cause d’une plus grande disponibilité de photon durant la journée. Surveillance des pièges utilisent visuelles de l’insecte à leur avantage pour optimiser l’attraction et capturer7.

La méthode la plus courante d’évaluation de photo-attraction a observation d’insecte mouvement vers diverses formes colorées telles que fleurs8 ou d’objets (tels que les cartes collantes9,10). Bioessais visuelles à l’aide d’insectes colonisés peuvent aider à identifier la gamme de longueurs d’onde et intensités, optimale, ce qui réduit le nombre d’essais sur le terrain. Bioessais visuels tels que le « Tunnel de lumière recto-verso » ont été conçus pour tester les mouches11. Le problème avec deux tunnels de lumière faces sont qu’ils ne tiennent pas compte d’insectes qui ne sont pas collectés. La plupart des insectes seront coincés sur les coins internes et rebords d’arènes. Également que deux couleurs peuvent être testées simultanément. Autres essais de comprennent les méthodes de Steverding & Troscianko (2004)12, qui s’est resserré la mouche tsé-tsé attraction à bandes larges (± 50 nm) de couleurs claires. Diodes électroluminescentes (LED) ont été incorporées dans des pièges afin d’améliorer l’attraction des insectes en optimisant les longueurs d’onde de la lumière émise1,13,14. Optimiser l’attraction visuelle de ces pièges ou des dispositifs de surveillance améliorera l’efficacité de la collection d’insectes, en utilisant des comportements innés de l’insecte pour attirer les insectes. De cette façon, résultats d’essais biologiques sont utilisés pour optimiser les technologies existantes de piégeage. Le « terrestre arthropodes piège » qui ont amélioré le piège de dôme-type standard de l’industrie pour surveillance de rouge de la farine de scarabée (US patent # US8276314B2)) et la « méthode et Compositions pour amélioré lumière pièges » incorporé de diodes électroluminescentes en antenne pièges à insectes (US patent # US2009/0025275A1). Les deux brevets utilisent la technologie de LED qui a été optimisée en utilisant les résultats des essais biologiques pour améliorer sensiblement les pièges à insectes.

Cette étude décrit une arène de biodosage photo attraction et les méthodes qui permettent aux enquêteurs d’évaluer la réponse insecte pour affiner les longueurs d’onde comme une couleur attrayante concurrentielle ou simple. Équipement et modifications expérimentales sont présentées pour les insectes nocturnes, diurnes, terrestres et aériennes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. composants bio-essai

  1. Construction de l’aréna terrestres
    1. Bandes de métal utilisation solins de 2,54 cm de longueur. Plier chaque bande dans un demi cercle d’un diamètre de 15,24 cm (Figure 1).
    2. Raccordez les extrémités de chaque demi-cercle et formez un trèfle de quatre pièces. Connecter un écrou et une vis #10 jusqu’aux extrémités de chaque demi-cercle pour les tenir ensemble.
    3. Percer un trou au milieu de chaque demi-cercle 0,79 cm du fond de l’arène. Apposer des détenteurs de LED 5 mm pour les trous percés dans le milieu de chaque demi-cercle.
    4. Dans le but de réduire la réflexion, pulvériser la peinture noir mat tout au long de l' arène14 pour couvrir le solin métallique. Utiliser une texture liquide (e.g., Fluon) pour empêcher les insectes d’escalade hors de l’arène sur la peinture en aérosol.
  2. Construction de l’arène aérienne
    Remarque : L’arène aérienne a une dimension et une taille similaire à l’arène terrestre ; Cependant, polyacrylique matériel a été utilisé (Figure 2). Le plastique transparent permet toute la lumière de passer à travers. Le plastique transparent empêche la réflexion qui interfère avec l’expérience. Le plastique transparent permet également l’expérience d’être filmé.
    1. Enfilez les points plus éloignés de chaque demi-cercle pour permettre des contenants de collecte à visser sur l’arène principale. La forme trèfle envoie des insectes en arrière au milieu. Aucuns coins externes n’encouragent les insecte Congrégation ; Toutefois, les tasses de collection pour les insectes aériens ont tous les coins internes et sans angles externes.
    2. Pour les conteneurs de collecte de l’arène aérienne, utilisez vissable en polyméthylpentène conteneurs (125 mL, diamètre extérieur de 64 mm, hauteur 74 mm) et percer le fond (15 mm de diamètre).
    3. Dans chacun des semelles extérieures des conteneurs, apposer des tuyaux filetés (diamètre 15 mm, longueur 60 mm).
    4. Fixer un support de LED 5 mm pour les couvercles de chaque conteneur. Visser le couvercle de cage sur le grand orifice de la cage de la collection de chaque collection.
    5. Le siège de la tige filetée de l’arena dans le petit orifice sur le côté opposé de la cage de la collection. Assurez-vous que l’extrémité du tube fileté ensemble affleure avec les murs à l’intérieur de l’arène et s’adapte serré à l’armature de la collection.
      Remarque : La tige filetée est en Teflon. Le téflon s’illumine de la couleur de la LED qui détient sa cage de collection. La tige filetée a été le seul élément qui brille en ce qui concerne les insectes sur la scène en raison d’une substance plastique grise à la base de chaque cage de collection.
  3. Préparation électronique
    NOTE : Là sont différentes couleurs (longueur d’onde) de LEDs dépendent des produits chimiques utilisés pour construire la LED et donc une large variété de couleurs sont possibles (tableau 1).
    1. Pour toutes les expériences, utiliser le standard 5 mm LEDs avec les fils positifs et négatifs. Les LED peuvent être étroits dans leur gamme de longueur d’onde ± 5 nm ou peuvent être importantes dans leur gamme ± 50 nm de longueur d’onde.
    2. Définir l’angle de vue sous l’angle conique maximal au cours de laquelle on peut considérer un écran. Dans le cas contraire, ceux-ci sont connus comme dans le trou de LEDs. Par trou LED exige soit à travers des fentes du trou sur un PCB, un faisceau de câblage, ou fils soudés aux bornes positives et négatives. Surface mount LED nécessitent la bonne conception de circuits imprimés et de soudure pour les incorporer.
    3. Intégrer l’électronique pour contrôler l’apport de puissance de LED (LED, intensité) des résistances variables (Figure 3). Un spectromètre de lumière permet de vérifier l’intensité (W/m2) et la longueur d’onde (nm) des LED pour chaque expérience.

2. préparation de l’arena

  1. Avant et entre chaque répétition, soigneusement démonter et nettoyer la scène à l’aide d’un savon sans odeur, non abrasif à l’eau tiède pour enlever toute les odeurs ou les appâts non désirés. Utiliser une éponge avec un faible niveau d’abrasif pour éviter d’égratigner l’arène.
    1. Bien sécher l’arène et le mettre de coté pour terminer le séchage en préparation pour le prochain procès d’air. Cela évitera des taches d’eau des pays en développement. Rayures et taches d’eau peuvent causer la réfraction sur ces points sur la scène. Distorsions créent l’erreur dans les résultats.
    2. Chaque fois que l’arène doit être gérée, porter des gants en nitrile pour éviter d’introduire des odeurs humaines sur les surfaces de l’arène.
  2. Enregistrer les conditions suivantes : humidité, température, pression barométrique, date, heure de début/fin, des sources lumineuses externes et des positions de LED dans l’arène. Enregistrer ces valeurs et surveiller leurs tendances d’expérience d’expérience. Cela garantit la bonne réplique expérimentale uniforme, enregistrer les conditions environnementales avant et après les répétitions.
  3. Types d’expériences
    Remarque : Cette configuration est capable de tester lumière unique et compétitif.
    1. Pour les essais de lumière unique, utilisez un émettant de la lumière sur une seule feuille de trèfle tandis que le reste des feuilles de trèfle n’ont rien émettant de leur part.
    2. Pour expérience compétitive, émettent de la lumière de tous les quatre cloverleafs avec des caractéristiques différentes en concurrence avec l’autre.
      Remarque : Autres expériences permettant d’évaluer l’importance des insecte État (nourris, étiolée, émergés, accouplés, sang nourri, etc..) et le stade du cycle de vie. Logiciel d’enregistrement et d’analyse comportementale permet d’enregistrer et de quantifier le comportement. Pour des expériences nocturnes, caméras infrarouges peuvent être utilisés pour afficher les insectes qui seront allume en blanc dans l’IR enregistrement par contraste avec la scène sombre.
    3. Tournez le bouton LED positions après chaque réplicat pour contrôler l’effet possible d’interférence lumineuse entre adverses sources lumineuses et les préférences environnementales.
    4. Pour compter le nombre de collections d’insectes qui ne vont pas dans les trous, utiliser des LEDs infrarouges, une caméra infrarouge et logiciel14. L’enregistrement vidéo affichera que le nombre de coléoptère visites à chaque LED. Une collection n’est pas comptée à moins que l’insecte se déplace depuis le centre de l’arène vers une LED plutôt que suivant une arête passé une LED.
  4. Configuration de l’arène
    1. Mettre en place un socle avec quatre pots mason identiques et placer un tissu en lin noir au-dessus d’eux. La toile de lin est noire pour empêcher la lumière se reflétant sur la partie inférieure de l’arena.
    2. Placer la plaque de base de l’arène sur le dessus de ce socle. Assembler chaque morceau de l’arena sur le dessus de cette plaque de base.
    3. Placer l’arène trèfle centralisée autour du point de rejet dans la plaque de base. En gardant cela central permet les insectes à sortir du centre de l’expérience, en leur ne donnant aucune préférence initiale.
    4. Installer l’éclairage des diodes électroluminescentes (del) sur les supports de LED du conteneur de la quatre collection.
    5. Mettre en place l’équipement électrique pour contrôler les lumières.

3. à partir de tests biologiques

  1. Placez le couvercle transparent de l’arène sur l’arène parallèle à la plaque de base. Si les insectes sont lâchés à travers la plaque de base, le couvercle de l’arène doit déjà être sur la scène. Celui-ci contient des insectes et permet une évaluation visuelle ou enregistrement vidéo (insectes terrestres).
    1. Si nécessaire, par espèces (insectes aériens), temporairement immobiliser les insectes pour autoriser l’extraction de leurs cages (émergence) et permettre l’introduction de l’arène. Abattant les insectes peut être accompli avec temporairement avec le dioxyde de carbone ou une température froide (<-20 ° C pour les moucherons à-4,00 ° C pour les moustiques).
    2. À l’aide d’un aspirateur, extrait le sexe désiré et le nombre d’insectes les insectes Demonte. Ensuite, introduire les insectes dans l’arène à travers la plaque de base. Utiliser un tuyau ou un autre outil d’aspiration pour l’extraction de l’insecte. Trop d’expositions de manutention ou longues permettra de réduire la survie.
    3. Commencer essai biologique enregistrements/évaluation avant acclamation pour confirmer les insectes sont adoptée en réaction à la lumière et ne montrait une réaction de fuite. Pour éviter toute réaction de fuite, un fournir un temps d’acclimatation de 1 h aux insectes avant d’alimenter l’électronique. Insectes orientent vers certaines longueurs d’onde de la lumière pendant leur réaction de fuite lorsqu’il est placé dans un nouvel environnement.

4. se terminant et quantifier les dosages biologiques

Remarque : La durée de chaque répétition expérimentale dépendra sur le comportement des insecte et temps de réponse, en général, utilisez une exposition plus longue, plus de réponses ont tendance à être plus informatif.

  1. Conditions environnementales Records.
  2. Arrêter les enregistrements tels que la caméra infrarouge, si utilisé.
  3. Dans le cas à l’aide de chambres collection : après chaque répétition, placez l’arène trèfle dans un congélateur pour tuer les insectes pour la quantification. L’arène ne doit pas dans le congélateur pendant trop longtemps car l’environnement gel peut provoquer des fissures du plastique.
  4. Quantifier les comportement de l’insecte par comptage des insectes intervenants dans des cages de collection ou de l’analyse vidéo. Les insectes qui sont restés dans l’arène de trèfle étaient considérés comme n’ayant fait aucun choix. Par exemple, Culicoïdes se sont avéré pour être plus attirés par les rayons UV comparativement à faire aucun choix7.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

L’arène terrestre a été utilisée pour améliorer la lutte antiparasitaire suivi des pièges pour le rouge de la farine coléoptères14 et les arènes aériennes pour Hesse vole15 et les brûlots7. Bien que les arènes de trèfle étaient similaires, les conditions de chaque espèces d’insectes étaient différentes et ont accueilli l’évaluation d’insectes nocturnes ou diurnes qui peut ramper ou voler. Plus important encore, ces études de laboratoire traduisent en applications sur le terrain pour surveiller les changements de population insecte ravageur, introduction d’espèces envahissantes, répression de la population, et/ou évaluation des risques de maladies vectorielles.

Les coléoptères rouge de la farine, un ravageur de produit stocké, ont été évalués dans l’arène terrestre et filmé à l’aide d’une caméra infrarouge14. Les réponses ont été considérés positifs pour une couleur, si un scarabée s’est dirigés vers et contact avec la LED. Le programme d’installation de l’arène était un style compétitif avec quatre voyants ou trois feux et un espace sombre pour le contrôle. Les données du procès indiquent les coléoptères étaient plus attirés par les UV LED à proximité (390 nm) (Figure 4). Cette information a permis de faire un meilleur tribolium rouge interruption à l’aide d’un tableau LED UV octogonal, qui a entraîné une augmentation de 20 % dans la collection par rapport à un taux de capture de 1 % avec l’attractant phéromone original seul.

Mouches Hessian, récolte de champ de blé ravageurs ont été évalués pour l’attraction de photo à l’aide de l’arène aérienne avec un diurnal affectant15. Mouches Hessian étaient plus attirés par les longueurs d’onde vertes avec fortes intensités (Figure 5). Les femelles préfèrent les spectres verts de 502 et 525 nm. Toutefois, les deux sexes préféraient de lumière de haute intensité (16 W/m2). Il s’agit du premier rapport de l’attraction de la mouche de Hesse pour sélectionner les longueurs d’onde émises et de l’intensité de LED dans des conditions contrôlées. Ces résultats sont utilisés pour développer un meilleur piège à mouche de Hesse détection de champs de blé non infestés.

Le maladies vectorielles diptère piqueur, Culicoides sonorensis peuvent transmettre des virus, qui, dans les cervidés, d’ovins et de bovidés, peuvent provoquer la maladie hémorragique épizootique ou catarrhale. C. sonorensis ont été testés à l’aide de l’arène aérienne dans des conditions nocturnes pour déterminer les couleurs optimales qui a attiré le sucre cherche les brûlots7. Les plus fortes proportions de brûlots sont attirés par la lumière ultraviolette (UV) et l’intensité lumineuse a été importante avec phares étant plus attrayantes (Figure 6). Les comportements de recherche de sucre et d’évasion ont été déclenchées par 355 nm et 365 nm de longueur d’onde respectivement et les brûlots distingue entre les feux bicolore. À l’aide de ces longueurs d’onde, l’attraction de c. sonorensis pièges lumineux peut être améliorée et les lumières ont été intégrées au sucre insecticide pièges16.

Figure 1
Figure 1 : ce dessin reflète la dimension de l’arène terrestre. La libération point au milieu de l’arène, ainsi que les points de fixations de LED au sommet de chaque demi-cercle sont étiquetés. Également présenté est un exemple d’une projection conique léger d’une LED. L’angle de visualisation optimal des LEDs est 45°, bien que la conception de l’arène permet plus étroites ou larges angles de vision, des demi-cercles limitera léger crossover sauf au milieu de l’arène. L’arène terrestre a un profil plus bas par rapport à l’arène aérienne parce que les insectes n’ont pas besoin d’espace pour voler, qui aide les enregistrements vidéo à rester concentré sur les insectes. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : l’arène aérienne dosage léger construit à partir de Vernis acrylique bien qu’il offre les mêmes avantages de la conception de l’arène terrestre mais permet de plus d’espace vertical pour le vol des insecte évaluation. Quatre conteneurs de collecte ont LED de différentes longueurs d’onde, illuminant leur respectif apex de la feuille de trèfle. Cette figure illustre la scène mises en place le style de compétition avec les lampes UV, vert, bleu et rouge. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : le schéma électrique d’une source d’alimentation 6 V DC attaché à résistances variables (potentiomètre) qui contrôlent le pouvoir de chaque LED (diodes électroluminescentes) donc l’intensité de chaque LED peut être réglé indépendamment. Papier de densité neutre permet également de réduire l’intensité sans altérer les longueurs d’onde émises. Longueur d’onde et de longueurs d’onde sont ajustés en sélectionnant différentes chimies de LED. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : (En haut) Le mouvement de dix coléoptères rouge de la farine pendant 5 min a été évalué dans l’arène de trèfle. Une visite a défini mouvement vers une couleur résultant en touchant la LED. Couleurs testées étaient bleus (410 nm) et UV (360, 380 et 390 nm). Barres d’erreur standard sont indiqués et des différences significatives sont dénotés par des lettres (p < 0,0001), différentes lettres indiquent nettement différents moyens. (En bas) Une évaluation plus poussée du mouvement avec des couleurs d’intensité plus faibles était similaire à ci-dessus, mais avec les couleurs UV (390 nm), vert (555 nm), rouge (655 nm) et jaune (587 nm). (Figure 4 a été tiré à Duehl et coll. 2011 avec autorisation.) S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : mâles et femelles mouches Hessian ont été évaluées pour attraction photo séparément éviter les facteurs travers. (A-C) sont de sexe féminin réponses mouches et (D-F) sont des hommes. Des différences significatives sont indiqués par des lettres différentes (P < 0,05), différentes lettres indiquent nettement différents moyens. (A et D) Mâles et femelles ont été sensiblement attirés par vert (527 nm) par rapport au rouge (624 nm), orange (590 nm) et bleu (472 nm). (B et E) Dans le spectre vert 502-525 nm était plus attrayant, et (C et F) intensité de la lumière est importante. (Figure a été tirée à Schmid et al. 2017 avec la permission). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : (En haut) Culicoides sonorensis ont attiré beaucoup plus aux UV de lumière que bleu, vert ou rouge. Différentes lettres indiquent des moyens significativement différents (P < 0,05), différentes lettres indiquent nettement différents moyens. Repas de sucre ont été fournis avant chaque répétition. (En bas) Attirance pour l’intensité lumineuse a été évaluée à l’aide de Culicoides sonorensis mouvement vers la lumière UV même, mais à différentes intensités (4, 8 et 12 watts) et une lumière bleue (24 watts). (Figure a été tirée à Snyder et al. 2016 avec autorisation). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Supplémentaire tableau 1 : tableau LED générales pour les longueurs d’onde. Plusieurs longueurs d’onde d’étroits LED existent ; Cette liste montre juste larges gammes de LEDs qui existent dans les spectres de vision de l’insecte. S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bioessais photo-attraction sont un outil important pour déterminer l’optimales ou des couleurs attrayantes et minimiser les options pour les essais sur le terrain de ces couleurs. Toutefois, plusieurs facteurs doivent être considérés lors de l’optimisation de l’essai biologique spécifique dont insectes : lumière simple vs. concurrentiels expériences lumière, luminosité, domaine spectral optimal, interférence lumineuse ambiante, état des insectes et des comportements naturels qui peuvent limiter les réponses possibles.

La plupart des insectes ont une phototaxie, qui peut être un inné échapper mécanisme causant l’insecte d’avancer vers la lumière. Cela peut être testé en fournissant une source lumineuse unique dans l’arène et en laissant les trois autres côtés sombres. Cependant, un essai compétitif aura quatre lumières colorées et montre de préférence de couleur basée sur la réponse insecte à chaque feu. Utilisateurs de biodosage doivent déterminer si ils testent pour légère attirance ou préférence léger. L’arène concurrentielle peut être configuré pour chercher la répulsion aussi bien. N’oubliez pas que les insectes ne peuvent pas encore faire un choix de couleur de la lumière, si ils restent dans l’arène et oriente pas vers une lumière. Sans ces insectes de choix doivent être comptabilisés dans les résultats.

Luminosité des diodes électroluminescentes doit toujours être envisagée, et lumières de scène doivent être augmentés ou diminués à la même intensité ; par conséquent, il est important de tester la luminosité des LEDs avant chaque procès avec un spectromètre de photo. Les potentiomètres sont importantes pour contrôler la tension à chaque LED, qui à son tour ajuste la luminosité. Fabriqué industriellement LED varie à la suite de la tension et donc même au sein d’un groupe de LED avec le même spectre, chaque LED différent doit être évalué et régler le potentiomètre avant utilisation. Même avec cette densité neutre technique filtres sont parfois nécessaires pour réduire l’intensité des ampoules très lumineuses. Snyder et al. (2016) 8 et Schmidt et al. (2017) 10 trouve luminosité pour être un facteur significatif dans le diptère piqueur et collections de la mouche de Hesse avec les plus brillantes lumières collecte proportionnellement plus d’insectes, bien que la longueur d’onde a été le facteur le plus important, suivi par la luminosité.

Essai biologique utilisateurs bénéficieront en testant les spectres étroit longueur d’onde LED. Snyder et al. (2016) 8 trouvé c. sonorensis capable de différencier entre les longueurs d’onde (10 nm apart) et ceux-ci a suscité des réactions comportementales très différentes. Étroite de longueur d’onde LED sera donc nécessaire de déterminer la longueur d’onde étroite optimale de la lumière pour un comportement donné.

Lumière extérieure peut interférer avec l’attraction lumineuse. Schmidt et al. (2017) 10 trouve mouches Hessian beaucoup plus attirés par les couleurs en fonction d’une arène sombre que durant un illuminé. Toutefois, dans une arène crépusculaire (partiellement éclairée), l’éclairage fonctionne le mieux. Une arène foncée bloque 100 % de la lumière extérieure et sert à tester les insectes nocturnes dans leur environnement visuel plus naturel. Les arènes permet également à la lumière naturelle afin de simuler l’environnement visuel d’un insecte diurne, un facteur important pour garantir l’attraction dans les conditions de piégeage de monde réel.

Bien que l’attraction visuelle est importante, attractants olfactifs (phéromones, kairomones) peuvent être ajoutés comme dans Duehl et al. (2010) 16. cette attraction synergique augmenté piège collection. Un attractant longue distance peut aider en apportant des individus plus près de la source lumineuse séduisante et grandement augmentation n’interrompront attraction14. Par exemple, la phéromone utilisée pour attirer les scarabées de rouge de la farine était une phéromone de sexe féminin. Cependant, tester différentes étapes telles que nourris, non accouplés, nouvellement écloses, pondre, États de recherche ou d’autres aliments/hôte peuvent être importants car ils peuvent avoir des attractions uniques comme la mai les différentes étapes de l’histoire de la vie tels que les larves, nymphes ou adultes. Le milieu de piégeage envisager également, dans un environnement riche nourriture comme farine usines alimentaires odeur basé attractants sera moins efficace.

Arènes peuvent modifier ou influencer les comportements insectes même dans des conditions contrôlées tels que fixes les niveaux de lumière, l’humidité et température. Les petites surfaces ou les ouvertures peuvent être restrictives aux mouvements insectes naturels. Par exemple, dans un procès Culex tarsalis moustiques n’entrèrent dans les ouvertures étroites dans les cages de collection (LW Cohnstaedt, observation personnelle) et mouches domestiques n’entreraient pas dans les zones sombres,11. Dans certains cas, celles-ci peuvent être surmontés en utilisant du papier collant et attraper les insectes qui s’en approcher les lumières, mais n’entrera pas dans des cages ou filmer les comportements d’insectes. Donc, tous les résultats d’essais biologiques de laboratoire doivent être confirmés par des essais sur le terrain.

L’arène bioessai léger et protocole décrit sont uniques car ils peuvent être adaptés à toute espèce d’insectes terrestres ou aériennes. Les arènes design représente une activité élevée et faible activité insectes (la forme de trèfle) et les lumières sont flexibles pour divers essais concurrentiels et non concurrentiels. Enfin, cette méthode peut également accueillir la plupart tout trait d’histoire de la vie (telle qu’étiolée, sucre/hôte cherchant, stade du cycle de vie, etc..). Ces raisons aident à faire cet essai lumière un protocole universel et flexible pour un minimum de temps ou d’argent investi.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Aucun

Acknowledgements

Aucun

Materials

Name Company Catalog Number Comments
metal flashing material
#10 stainless steel machine screw Stock
#10 stainless steel locking nut Stock
5 mm LED holder Radio Shack Corp 276-080
matte black spray paint Stock
Fluon Stock
molded polyacrylic
screw top Nalgene Thermo Fisher Scientific Nunc polymethylpentene 125 mL, 64 mm outer diameter, 74 mm height
Threaded Teflon pipes Stock 15 mm diameter, 60 mm length
StellarNet light spectrometer Stellar Net, Inc BLACK Comet C-SR-25
LED infrared light source Tracksys LTD
infrared video camera Panasonic Corp WV-BP330 Panasonic CCTV camera
MEDIACRUISE software Canopus Corp

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Briscoe, A. D., Chittka, L. The evolution of color vision in insects. Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).
  2. Srinivasan, M. V., Venkatesh, S. Embodying natural vision into machines. From living eyes to seeing machines. Oxford University Press. U.K. 249-265 (1997).
  3. Srinivasan, M., Moore, R. J. D., Thurrowgood, S., Soccol, D., Bland, D. From Biology to engineering: insect vision and applications to robotics. Frontiers in sensing. Barth, F. G., Humphrey, J. A. C., Srinivasan, M. V. Springer. Vienna, Austria. 19-39 (2012).
  4. Allan, S. A., Day, J. F., Edman, J. D. Visual ecology of biting flies. Annu.Rev. Entomol. 32, 297-316 (1987).
  5. Brown, A. W. A. Studies of the responses of the female Aedes mosquito Part V. The role of visual factors. Bull. Entomol. Res. 44, 567-574 (1953).
  6. Brown, A. W. A. Studies on the responses of the female Aedes mosquito Part VI. The attractiveness of coloured cloths and Canadian species. Bull. Entomol. Res. 45, 67-78 (1954).
  7. Snyder, D., Cernicchiaro, N., Cohnstaedt, L. W. Sugar-feeding status alters biting midge photoattraction. Med. Vet. Entomol. 30, 31-38 (2016).
  8. Menzel, R., Shmida, A. The ecology of flower colours and the natural colour vision of insect pollinators: The Israeli flora as a study case. Biological Reviews. 68, 81-120 (1993).
  9. Walker, W. F. Responses of selected thysanoptera to colored surfaces. Environ. Entomol. 3, 295-304 (1974).
  10. Lelito, J. P., Fraser, I., Mastro, V. C., Tumlinson, J. H., Baker, T. C. Novel visual-cue-based stickytraps for monitoring of emerald ash borers, Agrilus planipennis (Col., Buprestidae). J. Appl. Entomol. 132, 668-674 (2008).
  11. Diclaro, J. W. II, Cohnstaedt, L. W., Pereira, R. M., Allan, S. A., Koehler, P. G. Behavioral and Physiological Response of Musca domestica to Colored Visual Targets. J. Med. Entomol. 49, (1), 94D100 (2012).
  12. Steverding, D., Troscianko, T. On the role of blue shadows in the visual behaviour of tsetse flies. Proc. R. Soc. Lond. B. 271, 16-17 (2004).
  13. Cohnstaedt, L. W., Gillen, J. I., Munstermann, L. E. Light-emitting diode technology improves insect trapping. J. Am. Mosq. Control Assoc. 24, 331-334 (2008).
  14. Duehl, A. J., Cohnstaedt, L. W., Arbogast, R. T., Teal, P. E. A. Evaluating light attraction to increase trap efficiency for Tribolium castaneum (Coleoptera: Tenebrionidae). J. Economic Entomol. 104, 1430-1435 (2011).
  15. Schmid, R. B., Snyder, D., Cohnstaedt, L. W., McCornack, B. P. Hessian Fly (Diptera: Cecidomyiidae) Attraction to Different Wavelengths and Intensities of Light-EmittingDiodes in the Laboratory. Environ. Entomol. 46, (4), 895-900 (2017).
  16. Cohnstaedt, L. W., Snyder, D. Design features of a proposed insecticidal sugar trap for biting midges. Vet. Ital. 52, (3-4), 265-269 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics