Author Produced

Stell og langsiktig vedlikehold av råtten Blomsterfluer for undersøkelser

Environment
 

Summary

Det overordnede målet med disse prosedyrene er å etablere, vedlikeholde og oppdatere en captive befolkningen i råtten i forskning omgivelser.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Nicholas, S., Thyselius, M., Holden, M., Nordström, K. Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies. J. Vis. Exp. (135), e57711, doi:10.3791/57711 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Med en anslått 6000 dyrearter er Blomsterfluer økologisk viktig som alternativ pollinators til tamme honeybees. Men er de også en nyttig vitenskapelige modell å studere bevegelse visjon og fly dynamikken i en kontrollert laboratorium. Som Larvene utvikler i organisk forurenset vann, er de nyttige modeller for å undersøke investering i mikrobiell immunitet. Mens storskala kommersiell oppdrett for landbruk allerede skjer, er det ingen standardiserte protokoller for å fange befolkninger vitenskapelige studier. Dette er viktig som kommersielle fanger avlsprogram fokuserer på masse produksjon under fjellpigg pollinering perioder ikke kan klarer å gi en befolkning som er konsekvente, stabile og robuste hele året, som ofte er nødvendig for andre forskningsformål. Derfor er en metode for å opprette, vedlikeholde og oppdatere en fange forskning befolkning nødvendig. Her beskriver vi utnyttelsen av en kunstig dvalemodus syklus, i tillegg til ernæringsmessige og bolig kravene, langsiktig vedlikehold av råtten. Benytter disse metoder, har vi betydelig økt helse og lang levetid på fange bestander av E. tenax sammenlignet med tidligere rapporter. Vi diskutere videre småskala oppdrett metoder og optimalisering gir og manipulere befolkningen demografi.

Introduction

Blomsterfluer dukker opp som nyttige modeller for å undersøke en rekke vitenskapelige spørsmål, inkludert fly atferd1, neural mekanismene bak bevegelse visjon2, pollinering effektivitet3,4, 5 , 6 og mikrobiell immunitet7. Men i motsetning til noen andre dipteran modeller, for eksempel Drosophila8, er det ingen standardiserte protokoller for lab Stell av Blomsterfluer for bruk i forskning. Faktisk, selv om aktuell litteratur beskriver metoder for oppdrett Blomsterfluer råtten, mange av disse er utviklet for masse dyrking av Blomsterfluer for beskjære pollinering, bio-nedbrytning av organisk avfall eller anatomiske studier 9 , 10 , 11. dermed de ikke ta behovet for en enkel protokoll som gir en jevn forsyning av sunn robust Blomsterfluer, samtidig som genetiske egnethet av befolkningen.

Etter bier og Humler er Blomsterfluer en av de viktigste ville, generalist pollinator grupper12,13. Det er ca 6000 Blomsterfluer arter verdensomspennende14,15, med mer enn 300 arter 75 slekter i Sverige16 og mer enn 300 arter 69 slekter i India17,18,19. For eksempel finnes agriculturally viktig syltetøy Blomsterfluer Episyrphus balteatus og drone fly, råtten, som satt på her, i Europa, Amerika og Asia6,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25. Blomsterfluer er ikke like aktiv hele året, eller hele dagen. Faktisk påvirke ikke bare sesongen, og tid på dagen, men også svingninger i lysintensiteten, temperatur, fuktighet og vind hastighet, aktivitet mønstre av Blomsterfluer26,27. I feltet Eristalis finnes til enhver tid av året i middelhavsklima11, men antallet aktive Blomsterfluer er mye lavere i vinter. Omvendt kaldt ørkenområder, Eristalis gå i hi om vinteren og finnes ikke aktivt oppfører seg i feltet fra rundt oktober til mars28.

Fritt flyr Blomsterfluer kan samles ved netting i feltet. Faktisk ørkenområder de finnes i den største overfloden i den midt til formiddagen, rolig på solfylte dager, på slutten av sommer og i høst26,27. Alternativt, modne E. tenax larvene, andre eller tredje skikkelsen, kan identifiseres og høstet fra råtnende organisk materiale, som gjødsel hauger eller organisk forurenset bekker10,11. Faktisk er publisert teknikker for lab Stell av E. tenax alle basert på heve larver i organisk forurenset vann, enten via noen form for vegetative eller fecal9,10,29, 30 , 31 , 32 , 33. men Larvene samling er begrenset av sesongen, og bare en levedyktig samling verktøy fra våren til begynnelsen av høsten11. Videre påvirkes av larver av været mønstre, som endringer i omgivelsestemperatur kan påvirke både forekomsten av oviposition og larver utvikling priser9,28.

Derfor for strategier for å opprettholde sunt bestander av Blomsterfluer ved oppdrett larver og egg i laboratoriet å sikre at eksperimenter kan gjennomføres hele året, uansett sesong eller lokale værforhold. Viktigere, raser teknikken beskrevet her Blomsterfluer fra kun naturen-paret kvinner. Dette er viktig som en studie av Francuski, et al. 10 fant at genetisk mangfold av et laboratorium avlet befolkningen i Blomsterfluer, opprinnelig opprettet fra 120 modne larver, raskt mistet. De foreslo derfor at å opprettholde genetisk mangfold i koloniene til å bli brukt til kommersiell avling pollinering, disse må være oppfylt, eller med helt nytt etablert, med feltet samlet personer hver våren10.

Når du arbeider med syn eller andre sanser brukes i smiskeri og mating, anbefaler vi derfor opprettholde genetisk mangfold, ved å reetablere kolonien eller fylle kolonien med feltet samlet individer, regelmessig. Dette er viktig som seksuell seleksjon påvirker genetisk drift av befolkningen. Faktisk i vill, mannlige Blomsterfluer må du identifisere og fange passende make, i tillegg til å konkurrere med andre menn for parring rettigheter ved å forsvare sine territorier34. Denne prosessen sikrer at menn med beste visjon og romlig oppmerksomhet er sannsynligvis den mest vellykkede i paring, og dermed disse trekkene er videre til neste generasjon. Den resulterende effekten av disse pågående prosesser demonstreres delvis av tilstedeværelsen av seksuell dimorphisms i den visuelle sti av Blomsterfluer35,36. I fangenskap menn ikke har samme hindringer for vellykket parring som i feltet: for det første, kvinner er lett tilgjengelig, og andre små, trange kabinettet negerer effekten av territorielle atferd, som for å avskrekke parring tilgang til andre konkurransedyktige menn. Eksperimentell fjerning av seksuell seleksjon i Drosophila melanogaster, har vist seg å ha en betydelig effekt på fange populasjoner med en nedgang i samlet kroppsstørrelse, testiklene størrelse og sperm produksjon37og redusert forekomst av mannlige frieri atferd38. Dermed kan fange AVL programmet, uten hensyn til seksuell seleksjon, ha en dyp effekt på både visuelle og atferdsmessige studier utført senere.

Her beskriver vi en enkel og kostnadseffektiv løsning som gir en jevn forsyning av sunn Blomsterfluer. Protokollen er fleksibel og enkel å starte på nytt og/eller oppskalere, avhengig av forskning kravene.

Protocol

1. etablere fange E. tenax koloni

  1. Etablere kolonien via samlingen av modne Larvene (trinn 1.2) eller via innsamling av gratis-flying Blomsterfluer (trinn 1.3).
  2. Samling av modne larver
    1. Samle andre og tredje skikkelsen larver fra gjødsel sjakter på kveg-Farmer.
      Merk: Eldre Larvene er lettest å finne i begynnelsen av deres vandrende fase, som de aktivt søker et mørkt tørt miljø å forpuppe seg. Dette pleier å være nær grensene av husdyrgjødsel groper der fuktig gjødsel er nær tørrere områder som inneholder store mengder av halm. Vi samlet under tillatelse fra en kyr gård nær Uppsala, Sverige.
    2. Bakre modne larver i kua gjødsel som beskrevet i trinn 3.2.
  3. Samling av vill Blomsterfluer
    1. Samle vill Blomsterfluer ved netting i feltet vanligvis fra botaniske hager og parker hvor det er en overflod av planter.
      Merk: Vi samlet under tillatelse fra flere steder inkludert noen av tre Adelaide Botanic Gardens, et meieri gård i Myponga, Sør-Australia, og på ulike botaniske hager og parker i Uppsala, Sverige.
    2. Huset feltet samlet Blomsterfluer som beskrevet i trinn 2.

2. boliger og langsiktig vedlikehold av Blomsterfluer

  1. Huset Blomsterfluer 30 cm x 45 cm plastposer for grupper på 20 eller mindre eller et insekt oppdrett bur (25 cm x 25 cm x 25 cm) for større grupper.
  2. Skaffe mat og vann ad libitum, i form av 10-20 korn bee pollen og 2-3 mL honning plasseres over flere fuktig bomull baller.
    Merk: For boliger i plastposer er det viktig at bomull baller er fuktig, men ikke overmettede, som eventuell akkumulering av vann inni posen kan være skadelig for overlevelse. Derimot for boliger i insekt oppdrett bur tillate netting sidene betydelig fordampning oppstår. Bomull baller plasseres derfor i en grunne container og være fullstendig mettet.
    1. La Blomsterfluer å mate i 6 timer ved romtemperatur.
    2. Plasser Blomsterfluer med mat og vann i deres bolig, i kjøleskapet på 8-10 ° C og holde i fullstendig mørke.
      Merk: Lagre Blomsterfluer ved 8-10 ° C i mørket forårsaker Blomsterfluer inn en tilstand av dvalemodus, redusert aktivitet og metabolske rate.
  3. Hver 3-4 dager fjerne Blomsterfluer fra kjøleskapet dermed bryte den kunstige dvalemodus og tillater både foring og grooming oppstår.
    1. Overføre Blomsterfluer til en ny plastpose eller ren insekt bur med fersk mat og vann. Denne overføringen kan enten gjøres manuelt for små tall av fluer eller ved å benytte phototaxis, for større.
    2. For å bruke phototaxis, bli med en rent insekt bur til det gamle, sikre det er en åpning for Blomsterfluer kan bevege seg fritt mellom to uten rømme. Dekk gamle insekt buret med en ugjennomsiktig stoff. Blomsterfluer flyttes mot lyset og inn i ren insekt bur.
  4. Tillate Blomsterfluer å mate og groom ved romtemperatur for 6 h.
  5. Returnere Blomsterfluer, med mat og vann i deres boliger, inn i kjøleskapet på 8-10 ° C i fullstendig mørke. Dette recommences det kunstig Blomsterfluer i dvale.
  6. Fortsette den sykliske bryte av dvalemodus, hver 3-4 dager, for å sikre helse og lang levetid på Blomsterfluer for varigheten av fangenskapet sitt.

3. laboratorium Rearing av E. tenax

  1. Bakre modne larver samlet fra storfe gårder (trinn 3,2) eller alternativt bak egg lagt av gravid vill fanget kvinner (trinn 3.3).
  2. Laboratoriet Stell av modne larver fra storfe gårder
    1. Plasser Larvene samlet i kua gjødsel fra storfe gårder i 30 L bøtter.
    2. Plasser bøtte, som inneholder eldre larvene, i en større eller bag (minimum volum på 50-60 L) og sted 20-30 L tre barbering til høyden på kanten av bøtte.
      Merk: Dette gjør 3rd skikkelsen larvae å krype inn i de tre barberingene og forpuppe seg.
    3. Henge en dobbel lagdelt myggnett fra taket slik at det å drapere over bokser og/eller poser, slik at verken larver eller noen nye Blomsterfluer kan unnslippe.
      Merk: Som en forholdsregel tosidige selvklebende tape kan brukes til surround stilling, som noen rømmer larver sitter fast og forpuppe seg på denne kassetten. Hvis de gjør, fjerne pupae før eclosion.
    4. Både larvene og pupae ved romtemperatur (21,5 ± 2,5 ºC), og utsette enten indirekte sollys samt rommet lysene i kontortiden eller holde på en lys: mørke syklus av 12t lys: 12 h mørke.
      NOTE 24 h lyseksponering kan være skadelig for overlevelse. For larver fra storfe gårder pupation tid varierer fra 1 - 20 dager etter samling avhengig av sin modenhet ved samling.
    5. Gi mat og vann i hengende mosquito net kabinett (som forberedt i trinn 2.2) før forventet eclosion og erstatte hver 2-3 dager. Eclosion vil skje 7-10 dager etter pupation.
    6. La nye Blomsterfluer å mate i 6 timer ved romtemperatur før du plasserer dem i boliger som beskrevet i trinn 2.
  3. Laboratoriet oppdrett av egg lagt av Gravid vill fanget kvinner
    1. Sjekk Blomsterfluer bolig for egg, både før du endrer bolig (trinn 2), og før han returnerte dem til kjøleskapet. Oviposition av villfanget gravid kvinner oppstår både 8-10 ° C og ved romtemperatur.
      1. Sett egg i en 100 mm x 20 mm Petriskål inneholder 70 mL vann og holde ved romtemperatur før klekking oppstår, vanligvis 2-3 dager etter oviposition.
    2. Sted klekkes larvene i en 2,3 L bøtte som inneholder 1 L frisk kanin avføring og 1 L vann fra springen.
      1. Sjekk slurry hver 2-3 dager og legge til ekstra vann fra springen som nødvendig å sikre at slurry ikke tørke før 3rd skikkelsen Larvene dukke.
    3. Plasser bøtte, som inneholder Larvene i kanin avføring slurry, i en større boks (minimum volum 30 L) som inneholder 20 L av tre barbering. Sikre de tre barberingene til høyden på kanten av bøtte.
      Merk: Dette gjør 3rd skikkelsen larvae å krype inn i de tre barberingene og forpuppe seg.
      1. Plass en dobbel lagdelt myggnetting over boksen slik at larvene verken noen nye Blomsterfluer kan unnslippe.
    4. Både larvene og pupae ved romtemperatur (21,5 ± 2,5 ºC), og utsette enten indirekte sollys samt rommet lysene i kontortiden eller holde på en lys: mørke syklus av 12t lys: 12 h mørke.
      NOTE 24 h lyseksponering kan være skadelig for overlevelse.
    5. Forvent pupation oppstår etter 15-20 dager. Samle pupae og plasser i en insekt bur, slik at Blomsterfluer å dra det.
    6. Gi mat og vann (som forberedt i trinn 2.2) før forventet eclosion - eclosion vil oppstå 6-10 dager etter pupation - og erstatte hver 2-3 dager.
    7. La nye Blomsterfluer å mate i 6 timer ved romtemperatur før du plasserer dem i boliger, som beskrevet i trinn 2.
      Merk: Både pupation av larver og eclosion av pupae kan bli forsinket ved lagring i mørket på 8-10 ° C. For dette formålet, kan du lagre larver i kanin avføring slurry og pupae i tre barbering.

Representative Results

Vi har utviklet en tre-veis strategi som opprettholder en sunn befolkningen for både visuell og atferdsmessige studier (sammenfattet i figur 1). Vår metode starter med samling av Blomsterfluer fra vill (trinn 1, figur 1). Blomsterfluer ligger i vår lab, insekt burene eller plastposer, under en kunstig dvalemodus syklus (trinn 2, figur 1), vesentlig forlenge deres levetid. For økt tall, kan avkom bli oppdratt fra vill-paret kvinner (trinn 3 figur 1).

Vi har funnet at fanger stort antall vill Blomsterfluer er en tid intensiv oppgave, selv når miljømessige forhold er gunstig. Derimot vellykket oppdrett av modne Larvene høstet fra gjødsel gropene kyr gårder er en langt mer effektiv måte å kilde mange vill Blomsterfluer (trinn 1, figur 1) med oss samle 700 larver i 0,03 m3 av gjødsel. I tillegg våre teknikker til bakre egg lagt av fanget gravid kvinner har vist seg for å være vellykket (trinn 3 figur 1). Kvinner fanget i middelhavsklima (Adelaide) i løpet av høsten og vinteren lagt flere grupper av egg, med 24 klynger observert fra 19 kvinner i løpet av 20 uker. Av disse egg grupper, ble 10 plassert i vann, alle var fruktbare og resulterte i Luke av larver. 3 grupper av Larvene ble deretter tatt forbi dette punktet, og plassert i kanin avføring gjødsel, som resulterer i 163 ± 34 (mener ± SD, N = 3) kom Blomsterfluer, med ingen observert kjønnsdiskriminering (figur 2).

Helsen til disse lab oppdratt Blomsterfluer ble bestemt av en sammenligning av vekten og locomotor aktivitet av kvinnelige Blomsterfluer forhold til feltet fanget individer. Generelle locomotor virksomhet ble vurdert bruker Locomotor aktivitet avlytting system (INNOVATIVE), som beskrevet tidligere39. Ingen betydelige forskjeller i vekt (figur 3A) eller aktivitet (figur 3B) ble observert mellom lab oppdratt og vill fanget Blomsterfluer etter fire måneder i fangenskap under våre kunstig dvalemodus syklus. Når E. tenax ble opprettholdt i laboratoriet uten bruk av en kunstig dvalemodus syklus så vi en betydelig reduksjon i levetid, en levetid på 2,5-3 måneder (73 ± 7 dager for 5 kvinner) og 79 ± 4 dager for 11 menn. Når Blomsterfluer ble holdt i kunstig dvalemodus kunne de leve i overkant av 12 måneder.

I tillegg ble effekten av lang sikt vedlikehold, med våre beskrevet metoder ytterligere vurdert av en sammenligning av vekter over tid for begge to sexes av lab oppdratt Blomsterfluer. Observerte vi en betydelig økning i vekt over en periode på fire måneder for begge kjønn med kvinner konsekvent veier mer enn sine mannlige kolleger (p < 0,0001, toveis VARIANSANALYSE, N = 12, figur 4).

Figure 1
Figur 1: Dataflytskjema beskriver metodene for vedlikehold av sunn captive befolkningen i E. tenax. (1) fremgangsmåten beskrevet her starter med enten modne larver fra kumøkk (trinn 1.2) eller fritt flygende Blomsterfluer (trinn 1.3). (2) Blomsterfluer ligger i insekt bur eller plastposer, avhengig av tall. De holdes i en kunstig dvalemodus syklus på 8-10 ° C, som er ødelagt hver 3-4 dager. (3) samlet inn Larvene holdes i deres kumøkk (trinn 3,2). Eggene legges i lab plassert i en kanin avføring slurry (trinn 3.3). Når nådde modenhet, krype 3rd skikkelsen Larvene inn i omkringliggende så støv der de forpuppe seg. Eclosion oppstår etter 6-10 dager, og eclosed Blomsterfluer plasseres i huset (trinn 2). Klikk her for å laste ned denne filen.

Figure 2
Figur 2:   Nummer og sex forholdet mellom E. tenax vellykket reared fra personlige egg batcher. Data viser antall E. tenax som eclosed fra pupae utviklet fra 3 grupper av egg lagt i vår lab. Eggene ble lagt av villfanget kvinner. Dataene er fargekodet for sex av fluene. Det er ingen vesentlig forskjell i forholdet.

Figure 3
Figur 3:   Vurdering av befolkningen helse i laboratorium oppdratt og feltet samlet kvinnelige Blomsterfluer etter langsiktige fangenskap. (A) vekt sammenligning mellom lab oppdratt og fanget kvinnelige Blomsterfluer 4 måneder i fangenskap under kunstig dvalemodus (N = 12). (B) aktivitetsnivåer av lab-bakside og feltet fanget kvinnelige Blomsterfluer 4 måneder i fangenskap under kunstig dvalemodus. Blomsterfluer locomotor aktivitet ble målt i et Locomotor aktivitet System av dem bryte en infrarøde strålen under bevegelse. Som tidligere gjennomsnitt vi aktiviteten over 6,7 timer midt på dagen, den andre hele dagen i Locomotor aktivitet Monitor System39 (Nfeltet fanget= 9, Nlab oppdratt= 12). Sentrale merke hver Bokstegning viser median kanten av boksen den 25th til 75th persentil av dataene og kinnskjegg utvide fra minimum til maksimalt data.

Figure 4
Figur 4:   Sammenligning av effekten av langsiktig vedlikehold på vekten av lab oppdratt Blomsterfluer av begge kjønn. Dataene viser Blomsterfluer vekten som en funksjon av tid holdt i fangenskap under kunstig dvalemodus. Som alle Blomsterfluer var oppdratt fra egg som blir lagt i vår lab (N = 12 ved hvert datapunkt) og t = 0 er lik tiden av pupal klekking, tiden i fangenskap er det samme som en alder av dyrene. Sentrale merke hver Bokstegning viser median kanten av boksen den 25th til 75thpersentil av dataene og kinnskjegg utvide fra minimum til maksimalt data.

Discussion

Ved hjelp av våre teknikker (figur 1) har Blomsterfluer vært opprettholdt i laboratoriet for en periode på over 1 år og brukt i atferdsmessige eksperimenter etter 7 måneder i fangenskap39. Faktisk, selv om det virker counterintuitive, holde Blomsterfluer i mer naturlige miljø, under 12 h lys: 12 h mørke forhold, i romtemperatur, betydelig reduserer deres levealder til 2-3 måneder. Opprettholde E. tenax i våre kunstig dvalemodus syklus for over et år er betydelig lengre enn tidligere forsøk bruke forskjellige protokoller (77 dager33, 4 måneder9, 18 uker30). Den viktigste faktoren som påvirker denne økt levetid er sannsynlig bruk av kunstig dvalemodus på 8-10 ° C. Av syklisk bryte dvalemodus, kunne hver 3-4 dager (trinn 2, figur 1), vi Blomsterfluer både mate og groom selv, dermed opprettholde ernæringsmessige staten og velvære av Blomsterfluer, noe som gjenspeiles av en observert økning i vekt ( Figur 4) og ingen endring i locomotor aktivitet selv etter lange perioder i fangenskap (figur 3og se39). Faktisk bryte rapporter i litteraturen om mislykkede forsøk på kunstig dvalemodus ikke dvalemodus syklusen, dermed fører til økt dødelighet og tilstedeværelsen av mold9.

Det er kontroversielt i litteraturen om tilbudet av pollen som en matkilde. Flere artikler sier at bee pollen er ikke tilstrekkelig, spesielt for oviposition, og bare levering av tørr eller virkelig frisk pollen er egnet9,29. Våre resultater indikerer at ved å komplettere bee pollen med honning og vann, vi se både lang levetid og oviposition, selv etter lange perioder av fangenskap, med en økning i vekt i begge kjønn (figur 4) og oviposition fremdeles forekommer i kvinner etter mer enn 5 måneder i fangenskap39. Dette økt levetid tillater oss å studere oppførsel av Blomsterfluer på alle livsstadier.

I feltet kvinnelige Blomsterfluer er befruktet før sesongmessige dvalemodus og forbli i reproduktiv diapause, der sædcellene lagres og oocytes forblir underutviklet, til våren28. Gitt at en typisk kvinne er i stand til å legge 3000 egg i 60 dager29, er Stell av disse egg derfor en rask og effektiv måte å øke våre captive befolkningen. Men vår nåværende forståelse av faktorene som fører til oocyte utvikling etter dvalemodus er begrenset. Temperatur, luftfuktighet, lysintensitet og ernæringsmessige staten har alle blitt foreslått som spiller en rolle i å kontrollere reproduktive diapause28,40. Eksperimentell manipulering av faktorer kan føre til en større styring av oviposition timing og priser.

Tilsvarende har vi vellykket forsinket utvikling av larvene, og eclosion av pupae, lagringsmedier i mørket på 8-10 ° C i 2 uker, selv om levedyktighet kan være mye lengre. Faktisk rapporterte helbrede30 en pupal varighet økning opptil 37 dager når pupal temperaturen var falt fra 25 ° C til 10 ° C. Ansette disse strategiene og forsinke produksjon av egg og/eller utvikling av pupae ville tillate for en større manipulasjon for demografi av befolkningen fange.

Mens timelige konsistensen av tilbudet er av mye større betydning for våre krav enn stor avkastning, dette kan være viktigere for annet bruk, for eksempel pollinering i veksthus. Vi fant at når du bruker våre teknikk med kanin avføring, vi fikk 163 ± 34 eclosed Blomsterfluer fra hver clutch av egg (N = 3). Gitt at en typisk kvinne legger opp til 200 egg40, kunne vi øke dette avkastning av enten avtagende overbefolkning og mat konkurranse, eller ved å justere temperaturen, som dette vært innblandet som betydelig påvirker larver vekst9 ,31,40,41. Men er det ingen indikasjon at grunnlaget for media sterkt påvirker avkastningen32. Dessuten, i motsetning til avføring fra andre virveldyr29,30,31,42, kanin avføring er relativt luktfri, slik at kolonien holdes under normale laboratorieforhold uten behov for ekstra ventilasjon. Reduserer tettheten av larver i media, eller legge til ernæringsmessige kosttilskudd som gjær, samt holder en jevn temperatur på mellom 20-25 ° C, er tilstrekkelige til å fullstendig optimere avkastning31,32, 40.

Praktiske å samle tilstrekkelig antall fritt flyr Blomsterfluer eller opprettholde en genetisk ulike captive befolkningen, er både upraktisk og tid restriktive for småskala forskningsprosjekter. Derfor at oppdrett avkom av vill parret kvinner og supplere forsyninger av høsting modne Larvene7, mest praktiske alternativene for bruk året rundt på E. tenax i forskning omgivelser. Som disse metodene er begrenset av årstidene som kan samles, det er behov for både å sikre lang av voksen Blomsterfluer og oppdrett noen egg lagt av fanget gravid kvinner.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Forskning i vår lab er for tiden finansiert av den australske forskningsråd (ARC, DP170100008 og DP180100144), oss Luftforsvaret Office for vitenskapelig forskning (AFOSR, FA9550-15-1-0188) og Stiftelsen Olle Engkvist Byggmästare (2016/348). Vi takker tidligere medlemmer av laboratoriet som har bidratt til å utvikle Blomsterfluer aksjer, Cederholms Lantbruk og C M & T L Green og sønn for tilgang til kumøkk og Blomsterfluer på sine gårder, og Adelaide og Uppsala Botanic Gardens for samling og kontinuerlig støtte.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Bee Pollen Forest Super Foods any brand of bee pollen is suitable
Honey Bramwells any brand of liquid honey is suitable
Rabbit Faeces can be substituted with cow or pig manure made into a slurry
BugDome Australia Entomological Supplies EM42222
Plastic Bags Woolworths Homebrand
Mosquito netting Clas Ohlson 34-1113
Cotton Balls Woolworths Select
Fridge Hisense fridge needs to maintain a stable 8-10°C 
Buckets (2-3L)
Large plastic tubs (30L)
Wood shavings Pollards Sawdust Supplies MaxiFlake (75) 
Bag clips IKEA Bevara 303.391.70
Petri Dish (100mm x 20mm) Corning 430167

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus). Journal of Experimental Biology. 218, (Pt 23), 3777-3787 (2015).
  2. Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. G., Nordström, K. A higher order visual neuron tuned to the spatial amplitude spectra of natural scenes. Nature Communications. 6, 8522 (2015).
  3. Jauker, F., Bondarenko, B., Becker, H. C., Steffan-Dewenter, I. Pollination efficiency of wild bees and hoverflies provided to oilseed rape. Agricultural and Forest Entomology. 14, (1), 81-87 (2012).
  4. Gladis, T. Bees versus flies? Rearing methods and effectiveness of pollinators in crop germplasm regeneration. ActaHortic. 235-238 (1997).
  5. Ssymank, A., Kearns, C. A., Pape, T., Thompson, F. C. Pollinating flies (Diptera): A major contribution to plant diversity and agricultural production. Biodiversity (Ottawa). 9, (1-2), 86-89 (2008).
  6. Nordström, K., et al. In situ modeling of multimodal floral cues attracting wild pollinators across environments. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 114, (50), 13218-13223 (2017).
  7. Altincicek, B., Vilcinskas, A. Analysis of the immune-inducible transcriptome from microbial stress resistant, rat-tailed maggots of the drone fly Eristalis tenax. BMC Genomics. 8, 326 (2007).
  8. Stocker, H., Gallant, P. Getting started : an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).
  9. Gladis, T. Establishment and utilization of a mass rearing of Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae) in the Gatersleben genebank. Insecta Berlin. 1, 287-294 (1994).
  10. Francuski, L., et al. Shift in phenotypic variation coupled with rapid loss of genetic diversity in captive populations of Eristalis tenax (Diptera: Syrphidae): consequences for rearing and potential commercial use. Journal of Economic Entomology. 107, (2), 821-832 (2014).
  11. Pérez-Bañón, C., Hurtado, P., García-Gras, E., Rojo, S. SEM studies on immature stages of the drone flies (diptera, syrphidae): Eristalis similis (Fallen 1817) and Eristalis tenax (Linnaeus, 1758). Microscopy Research and Technique. 76, 853-861 (2013).
  12. Fruend, J., Linsenmair, K. E., Bluethgen, N. Pollinator diversity and specialization in relation to flower diversity. Oikos. 119, (10), 1581-1590 (2010).
  13. Biesmeijer, J. C., et al. Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands. Science. 313, (5785), 351-354 (2006).
  14. Pape, T., Evenhuis, N. L. Systema Dipterorum, Version 1.5. (2013).
  15. Miranda, G. F. G., et al. Key to the genera of Nearctic Syrphidae. Canadian Journal of Arthropod Identification. 23, 1-351 (2013).
  16. Nationalnyckeln. Nationalnyckeln till Sveriges flora och fauna. Tvåvingar: Blomflugor: Syprhidae: Syrphinae. SLU. Artdatabanken. (2009).
  17. Mitra, B., Roy, S., Imam, I., Ghosh, M. A review of the hover flies (Syrphidae: Diptera) from India. International Journal of Fauna and Biological Studies. 2, (3), 61-73 (2015).
  18. Sengupta, J., et al. An updated distributional account of indian hover flies (Insecta: Diptera: Syrphidae). Journal of Entomology and Zoology Studies. 4, (6), 381-396 (2016).
  19. Shah, G. M., Jan, U., Wachkoo, A. A. A checklist of hoverflies (Diptera: Syrphidae) in the western Himalaya, India . Acta Zool Acad Scient Hung. 60, (4), 283-305 (2014).
  20. Francuski, L., Djurakic, M., LUDOŠKI, J., MILANKOV, V. Landscape genetics and spatial pattern of phenotypic variation of Eristalis tenax across Europe. Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research. 51, (3), 227-238 (2013).
  21. Thomson, F. C. Revision of the Eristalis flower flies (Diptera: Syrphidae) of the Americas south of the United States. Proceedings of the Entomological Society of Washington. 99, (2), 209-237 (1997).
  22. Hull, F. M. A Review of the Genus Eristalis Latreille in North America. Part II. Ohio Journal of Science. 25, (6), 285-312 (1925).
  23. Osburn, R. C. Studies in Syrphidæ-IV. Species of Eristalis New to America, with Notes on Others. Journal of the New York Entomological Society. 23, (2), 139-145 (1915).
  24. Bankowska, R. Notes on syrphid flies (Diptera, Syrphidae) of Japan. Fragmenta Faunistica. 43, (16), 203-207 (2000).
  25. Brower, J., Brower, L. Experimental studies of mimicry. 8. Further investigations of honeybees (Apis mellifera) and their dronefly mimics (Eristalis spp). The American Naturalist. 99, 173-187 (1965).
  26. Gilbert, F. S. Diurnal activity patterns in hoverfies (Diptera, Syphidae). Ecological Entomology. 10, 385-392 (1985).
  27. Ottenheim, M. M. Annual and diurnal rhythms of Eristalis species (Diptera: Syrphidae). Proceedings of the Section Experimental and Applied Entomology of the Netherlands Entomological Society (N.E.V.). 11, 169-174 (2000).
  28. Kendall, D. A., Stradling, D. J. Some observations on over wintering of the drone fly Eristalis tenax Syrphidae. Entomologist. 105, (1311), 229-230 (1972).
  29. Dolley, J. W., Hassett, C., Bowen, W., Phillies, G. Culture methods for invertebrate animals. Needham, J. G. 550, (1937).
  30. Heal, J. R. Variation and seasonal changes in hoverfly species: interactions between temperature, age and genotype. Biological Journal of the Linnean Society. 36, 251-269 (1989).
  31. Ottenheim, M. M., Holloway, G. J. The effect of diet and light and larval and pupal development of laboratory-reared Eristalis arbustorum (Diptera: Syprhidae). Netherlands Journal of Zoolog. (3-4), 305-314 (1995).
  32. Hurtado, P. Estudio del ciclo de vida de sírfidos eristalinos (Diptera, Syrphidae) y bases para su cría artificial. Universidad de Alicante. Spain. (2013).
  33. Dolley, W. L. Jr, White, J. D. The effect of illuminance on the reversal temperature in the drone fly, Eristalis tenax. Biological Bulletin. 100, (2), 84-89 (1951).
  34. Wellington, W., Fitzpatrick, S. Territoriality in the drone fly, Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae). Canadian Entomologist. 113, (6), 695-704 (1981).
  35. Nordström, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S. A., O'Carroll, D. C. Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway. Current Biology. 18, (9), 661-667 (2008).
  36. Collett, T. S., Land, M. F. Visual control of flight behaviour in the hoverfly, Syritta pipiens L. Journal of Comparative Physiology A. 99, 1-66 (1975).
  37. Pitnick, S., Miller, G., Reagan, J., Holland, B. Males' evolutionary responses to experimental removal of sexual selection. Proceedings of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).
  38. Holland, B., Rice, W. Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).
  39. Thyselius, M., Nordström, K. Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors. Journal of Comparative Physiology A. 202, (1), 45-54 (2016).
  40. Heal, J. Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax. Heredity. 42, (2), 223-236 (1979).
  41. Ireland, S., Turner, B. The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria. Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).
  42. Dolley, W. L., Golden, L. H. Jr The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs. Biology Bulletin. 92, (3), 178-186 (1947).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics